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MANUAL DE PRÁCTICASDE
QUÍMICA BIOORGÁNICA
EDICIÓN 2012
PARA LA CARRERA DE:
QUÍMICO
BACTERIÓLOGO
PARASITÓLOGO
EDICIÓN 2012 2
MANUAL DE PRÁCTICAS
DE
QUÍMICA BIOORGÁNICA
QUÍMICO BACTERIÓLOGO PARASITÓLOGO
EDICIÓN 2012
EDICIÓN 2012 3
PROGRAMA DE QUÍMICA BIOORGÁNICA PARA LA CARRERA DE
QUÍMICO BACTERIÓLOGO PARASITÓLOGO
ASIGNATURA: QUÍMICA BIOORGÁNICA
1. Reacciones de Adición
1.1. Adición electrofílica
1.2. Formación de enlaces C-X
1.3. Formación de enlaces C-O
1.4. Formación de enlaces C-C
1.5. Equilibrio tautomérico Ceto- Enol
1.6. Factores que modifican el
tautomerismo
1.7. Adición nucleofílica ( enlaces
múltiples no polares ó polarizados)
1.8. Formación de enlaces C – O
1.8.1. Formación de acetales
1.8.2. Formación de hidratos
1.8.3. Formación de ésteres
1.8.4. Formación de alcoholes
1.9. Formación de enlaces C – S
1.9.1. Formación de tiocetales
1.10. Formación de enlaces C – N
1.10.1. Formación de iminas
1.10.2. Formación de amidas y sus
derivados oximas, hidrazonas
1.11. Formación de enlaces C – C
1.11.1. Formación de alquenos
2. Espectroscopía Infrarroja
2.1. Radiación Electromagnética y
espectroscopía de absorción
2.2. Bases físicas de la espectroscopía
infrarroja
2.3. Absorción IR. y estructura
molecular
2.4. Grupos funcionales y Absorción
IR.
2.5. Interpretación de espectros
3. Espectroscopía U.V.- Visible
3.1. Bases teóricas de la
espectroscopía U.V.
3.2. Absortividad molar y longitudes de
onda máxima
3.3. Reglas de Woodward
3.4. Interpretación de espectros
4. Espectroscopía de Resonancia
Magnética Nuclear
4.1. Aspectos teóricos de la RMN-H
4.2. Desplazamientos químicos y
estructura molecular
4.3. Desdoblamiento spin-spin
4.4. Interpretación de espectros
5. Espectrometría de masas
5.1. Principios básicos de la
espectrometría de masas
5.2. Predicción de formas de
fragmentación
5.3. Identificación de ión molecular
5.4. Interpretación de espectros
6. Química de aminoácidos
6.1. Nomenclatura
6.2. Propiedades físicas
6.3. Configuración y actividad óptica
6.4. Solubilidad
6.5. Propiedades químicas
6.5.1. Activación del grupo carbonilo
6.5.1.1. Formación de amidas
6.5.1.2. Esterificación
6.5.1.3. Halogenuros de ácido
6.5.1.4. Anhídridos mixtos
EDICIÓN 2012 4
6.5.1.5. Acil azidas
6.5.1.6. O-acilureas
6.5.2. Química de grupos protectores
6.5.2.1. Grupos protectores del carbonilo
6.5.2.2. Grupos protectores del amino
6.5.3. Protección del sustituyente lateral
6.5.4. Reacciones degradativas
6.5.4.1. Descarboxilación
6.5.4.2. Degradación de Strecker
6.5.4.3. Racemización
6.5.4.4. Reacción de Nitrosación
6.6. Alcaloides
6.6.1. Propiedades físicas
6.6.2. Propiedades químicas
6.6.3. Clasificación de alcaloides
6.7. Antibióticos
6.8. Penicilinas
6.9. cefalosporinas
6.10. Síntesis de β- lactamas
6.11. Síntesis asimétrica de aminoácidos
6.11.1. Síntesis de Strecker
6.11.2. Homologación de glicina
6.11.3. Síntesis de Evans
6.11.4. Síntesis de Seebach
6.11.5. Síntesis de Schollokopf
6.11.6. Reducción de α- enaminoácidos
6.12. Ventajas y desventajas de los
métodos químicos
6.13. Métodos enzimáticos de síntesis
6.14. Química de péptidos y proteínas
6.14.1. Nomenclatura y propiedades físicas
6.14.2. Análisis conformacional de péptidos
y proteínas
6.14.3. Métodos de preparación
6.14.3.1. Síntesis en fase sólida
6.14.3.2. Síntesis en fase líquida
6.14.4. Ruptura de enlace
6.14.5. Hidrólisis parciales y totales
7. Monosacáridos
7.1. Nomenclatura y estructura
7.2. Configuración serie L y D
7.3. Propiedades químicas
7.3.1. Dependientes del grupo carbonilo
7.3.1.1. Adición de ácido cianhídrico y
síntesis de Killiani-Fischer
7.3.1.2. Reacciones de Oxidación: Tollens,
Fehling, etc. Formación de ácidos
aldáricos
7.3.1.3. Reacciones de reducción;
Formación de alditoles
7.3.1.4. Adición-Eliminación : Formación de
oximas
7.4. Dependientes de grupo hidroxilo
7.4.1. Esterificación
7.4.2. Formación de éteres
7.4.3. Reacción con aldehídos y cetonas
(formación de acetales)
7.5. Dependientes de ambos grupos
7.6. Análisis conformacional de
carbohidratos
7.6.1. Formación de hemiacetales
7.6.2. Efectos estéricos
7.6.3. Efectos polares
7.6.4. Efectos estereoelectrónicos
7.6.5. Efecto anomérico
7.7. Oxidación
7.7.1. Formación de ácidos aldónicos
7.7.2. Formación de ácidos aldáricos
7.7.3. Con ácido peryódico, con reactivo
de Tollens, de Fehling y Benedict
7.8. Reducción total
7.9. Formación de osazonas
7.10. Degradación de Ruff y de Whol
7.11. Química de di y polisacáridos
7.11.1. Nomenclatura y fuentes naturales
7.11.2. Propiedades físicas
7.11.3. Propiedades químicas:
Comparadas a monosacáridos
7.11.4. Métodos de determinación de la
estructura
7.12. Ácidos Nucleicos
7.12.1. Importancia de los ácidos nucleicos
7.12.2. Estructura de las bases púricas y
pirimídicas
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7.12.3. Estructura de los azúcares que
intervienen en los ácidos nucleicos
7.12.4. Estructura de Nucleótidos y
Nucleósidos
7.12.5. Análisis de los enlaces
involucrados
7.12.6. Derivados de carbohidratos
7.12.7. Antibióticos
7.12.8. Inóforos
7.12.9. Sideróforos
7.12.10. Dextrinas
7.12.11. Pectinas
8. Lípidos
8.1. Clasificación
8.2. Ácidos grasos
8.2.1. Propiedades químicas
8.2.1.1. Reacción con diazometano
8.2.1.2. Halogenación
8.2.1.3. Conjugación del doble enlace
8.2.1.4. Hidrogenación
8.2.1.5. Peroxidación
8.2.2. Ceras, Aceites y Grasas
8.2.2.1. Jabones
8.2.2.2. Detergentes
8.2.2.3. Prostaglandinas
8.2.2.4. Terpenos
8.2.2.5. Esteroides
8.2.2.6. Vitaminas
9. Polímeros
9.1. Clasificación de los polímeros
9.2. Mecanismos de polimerización
9.3. Ejemplos de polímeros
10. Colorantes
10.1. Teoría del color
10.2. Espectro electromagnético
10.3. Estructura molecular
10.4. Interacción entre la energía radiante
y las moléculas
10.4.1. Transiciones energéticas
(electrónica, vibracional y
rotacional)
10.5. Definición de grupo cromóforo,
auxócromo, efecto hipercrómico,
hipocrómico, etc.
10.6. Clasificación de los colorantes
10.6.1. En base a su estructura química
10.6.2. En base a su forma de aplicación
10.6.3. Azoicos
10.6.4. Del trifenil metano
10.6.5. Indigoídes
10.6.6. Antraquinoídes y naftoícos
10.6.7. Porfirínicos
10.7. Métodos de preparación, ejemplos
de cada grupo.
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REGLAMENTO INTERNO PARA LOS LABORATORIOS DEL DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA
I. GENERALIDADES. 1. Las disposiciones de este reglamento regirán todas las actividades de los
laboratorios del Departamento de Química Orgánica y serán obligatorias para los alumnos que cursen cualquier asignatura del departamento.
2. Los alumnos que deseen cursar el laboratorio, deberán reunir los requisitos que marca la E.N.C.B. así como los estipulados en el presente reglamento:
a) No será permitida la estancia a los alumnos que no porten bata y lentes de seguridad (los lentes serán proporcionados al inicio de cada práctica y su uso y cuidado serán responsabilidad de los alumnos; los lentes serán devueltos al termino de cada práctica )
b) Los alumnos que no mantengan el comportamiento adecuado en el laboratorio no podrán permanecer en él.
c) Para abandonar temporalmente el laboratorio durante el desarrollo de la práctica, se deberá solicitar el permiso correspondiente al profesor.
d) Al concluir la práctica, los alumnos deberán dejar completamente limpio su lugar
de trabajo y las áreas comunes como las campanas de extracción. 3. No se aceptarán alumnos condicionales. 4. Los alumnos a los que se les hayan autorizado baja en el curso, deberán presentar
la constancia correspondiente; de no hacerlo, el curso se considerará reprobado.
II. ORGANIZACIÓN. 1. La hora de entrada será la indicada en el horario de cada grupo, dándose una
tolerancia máxima de 15 minutos, después de los cuales se pasará lista y no se permitirá la entrada al laboratorio. No habrá retardos.
2. El trabajo de laboratorio se realizará en el sitio indicado por el profesor. 3. Se formarán equipos de trabajo en el laboratorio, los cuales serán de dos o tres
alumnos según las características del grupo, siendo permanentes durante todo el curso.
4. El total de equipos formados por grupo, serán divididos en dos o tres secciones. 5. La sesión de laboratorio iniciará con un seminario, en donde se tomarán los puntos
teóricos necesarios, así como, las indicaciones de seguridad y de trabajo para la buena realización de la práctica; posteriormente se desarrollará la parte experimental de la misma.
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6. Cada equipo contará con la cantidad necesaria de reactivos para la realización de la práctica. No habrá reposición de los mismos, en caso de pérdida o accidente.
7. Cada equipo hará un vale al almacén, por el material que se requiera en la práctica,
debiendo hacer una revisión exhaustiva del mismo en el momento de recibirlo y reportando cualquier anomalía al almacenista antes de entregar el vale.
8. En caso de ruptura o pérdida del material, se dará un plazo máximo de 15 días
para reponerlo; de no hacerlo oportunamente, no se permitirá la realización de prácticas, las cuales serán calificadas con CERO. S i al final del semestre hay adeudo de material, la calificación del curso será reprobatoria.
9. Todo asunto relacionado con el material, se deberá tratar directamente con el
almacenista. 10. Cada equipo deberá traer el siguiente material: cerillos, detergente, escobillones,
franela, jerga, vaselina sólida, papel absorbente, aceite, perilla de seguridad o jeringa y espátula.
11. Al final de la práctica se entregará el material limpio; de no ser así, no será recibido
por el almacenista. 12. El material roto o restos de material quedará en po der del almacenista y será
destruido en presencia del alumno en el momento en que éste lo reponga en el almacén .
III. EVALUACIÓN.
1. Para acreditar el curso teórico , el alumno deberá aprobar el curso práctico , para lo cual requerirá:
a) Un mínimo de 80% de asistencias. b) Calificación final mínima de seis. c) No adeudar material
2. La evaluación del curso práctico se hará en la forma siguiente: a) Se realizarán cuatro exámenes parciales. No habrá examen final ni reposición.
b) La calificación promedio de los seminarios, contará como un 5º examen parcial y el promedio de calificaciones del trabajo de laboratorio, como un 6º examen parcial.
La calificación final del curso de laboratorio, será el promedio de estas 6 evaluaciones:
CF6
PTL PS E E E E 4321 =+++++
CF. Calificación final E. Examen Parcial PS. Promedio de calificaciones de seminarios PTL. Promedio de calificaciones del trabajo de labo ratorio
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INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA
TRABAJO EN EL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA
OBJETIVO.
• Conocer las normas y la metodología requeridas para el desempeño de las actividades que se realizan en el laboratorio.
• Desarrollar un criterio que le permita usar y comprender las operaciones y procesos comunes de la Química Orgánica y conocer las limitaciones y riesgos que conlleva dicho trabajo.
• Conocer el material de laboratorio, el equipo de vidrio, el manejo de los reactivos y el montaje de aparatos a utilizar durante la realización de las prácticas.
• Aprender a buscar información y a registrar las observaciones de manera metódica, precisa, completa y reproducible.
INTRODUCCIÓN.
La Química Orgánica es una materia experimental, por lo que se requiere de disciplina y metodología para la obtención de resultados confiables, así como de la aplicación de las normas de seguridad apropiadas para evitar accidentes. La realización de este trabajo implica el diseño experimental, observación y registro de datos y finalmente la interpretación de resultados.
NORMAS DE TRABAJO.
Procedimientos de operación en el Laboratorio de Qu ímica Orgánica.
El laboratorio de Química Orgánica es una área de a lto riesgo, por lo cual cualquier estudiante que sea sorprendido comportánd ose de manera inapropiada y no cumpla las normas indicadas será dado del labo ratorio, con la consecuente baja de la materia.
Actitud y Preparación .
El trabajo de laboratorio demanda del estudiante una actitud crítica, inquisitiva y una cooperación ilimitada. Antes de realizar cualquier experimento, se deberán revisar los antecedentes teóricos de la reacción a efectuar, el mecanismo de reacción, los fundamentos fisicoquímicos así como los aspectos de seguridad involucrados en el manejo de los reactivos. La lectura previa y la comprensión de las indicaciones del experimento, permitirán que el curso y el desarrollo de la práctica sean claros en todos sus detalles. Al ingresar al laboratorio se deberá estar preparado físicamente; no hacer el trabajo de laboratorio con el estómago vacío o sin dormir. Se deberá llegar puntualmente ya que sólo se permiten 15 minutos de tolerancia, y se deberá estar preparado mentalmente para estudiar el experimento y planear las actividades.
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NORMAS DE SEGURIDAD PAR EL TRABAJOEN EL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA.
1. Es obligatorio el uso de bata y lentes de seguridad (personal)
2. Para cada experimento a realizar, el alumno deberá informarse de las medidas
de seguridad, sobre el manejo y toxicidad de los reactivos, así como las
recomendaciones específicas para su realización.
3. Es preciso identificar el lugar de los extinguidores y la ubicación de las salidas
del laboratorio.
4. Queda prohibido fumar e ingerir alimentos y bebidas dentro del laboratorio.
5. Considerando que algunas sustancias químicas son irritantes (sólidos, líquidos y
gas) a la piel y mucosas, debe evitarse; a) el contacto directo de productos en
manos y cara; b) la inhalación directa de gases. Para hacer la inhalación es
conveniente formar una ligera corriente de aire con la mano, sobre la boca de los
recipientes hacia la nariz (Fig.1 )
6. Los remanentes de reactivos utilizados no deben regresarse a los envases
originales, y deben manejarse con pipetas y espátulas limpias y secas.
7. La transferencia de un líquido con pipeta nunca ha de realizarse succionando
con la boca, sino que deberá utilizarse una perilla de hule, una perilla de
seguridad, o una jeringa (Fig.2 )
8. Cuando se efectúa una reacción química en un tubo de ensayo, debe cuidarse
que la boca de éste no se dirija hacia un compañero o hacia sí mismo, ya que
puede haber proyecciones.
9. Un accidente (por pequeño que sea) debe comunicarse de inmediato al maestro
responsable en el laboratorio.
10. La gran mayoría de los disolventes orgánicos son volátiles e inflamables. Al
trabajar con ellos deberá hacerse en lugares ventilados y nunca cerca de una
flama. Los recipientes que los contienen deben mantenerse cerrados, en lugares
frescos y secos.
11. Queda prohibida la visita de personas ajenas a la práctica que se realiza.
12. Cualquier quemadura con ácido, base o fuego, requiere que se ponga la parte
afectada bajo el chorro de agua fría durante 15 minutos.
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FIGURA 1.
FIGURA 2.
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Consideraciones de seguridad para la realización de las prácticas.
Mantener la mesa de trabajo ordenada y limpia, sin productos o con agua derramados sobre ésta. En caso de derrames se deberá limpiar rápidamente el lugar utilizando papel absorbente, si el material es volátil se deberá colocar en la campana de extracción.
Si se derrama un ácido concentrado sobre la mesa se deberá utilizar una solución de bicarbonato de sodio para neutralizarlo, si es una base la que se ha derramado se deberá utilizar ácido acético diluido.
Se deberán mantener limpias y ordenadas las áreas c omunes, las áreas de pesado de reactivos y las balanzas.
No contaminar los reactivos con espátulas o pipetas que tengan restos de otros reactivos.
Material de vidrio. No usar material de vidrio roto o en mal estado, revisar el material antes de utilizarlo.
Utilizar material de vidrio limpio y seco. No utilizar el termómetro como agitador.
Identificar cada uno de los materiales de vidrio por su nombre (Figura 3).
FIGURA 3.
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Nunca evaporar materiales inflamables calentando con la flama del mechero.
Está estrictamente prohibido calentar un sistema ce rrado, ya que éste puede ser causa de una proyección que puede convertirse en ex plosión. En caso de producirse fuego, tener identificadas las ubicaciones de los extinguidores, los botes de arena, y el material de auxilio, así como la salida más próxima.
Al calentar con baño de aceite, revisar que el recipiente donde se encuentra el aceite esté totalmente seco ya que la presencia de agua provoca proyecciones de aceite caliente.
El fuego de un tubo de ensaye o matraz puede sofocarse con un vidrio de reloj, con el extintor o con arena.
En caso de fuego en la ropa en una persona, cubrirlo con una manta y evitar correr.
LOS DESECHOS SE COLOCARÁN EN LOS LUGARES DESTINADOS A ESTE FIN. COLOCAR EL PAPEL Y LA BASURA EN LOS RECIPIENTES APR OPIADOS, NO TIRAR NINGÚN REACTIVO O DESECHO QUÍMICO EN LAS TARJ AS.
En casos de tener alguna condición física que pueda afectar tu rendimiento o tu salud, como alergias, embarazo, epilepsia, etc. informar al profesor; dicha información será totalmente confidencial. En caso de accidente informar inmediatamente al profesor.
Desarrollo de la Práctica.
El trabajo de laboratorio no empieza en el momento que se entra al laboratorio, por el contrario, previamente se ha de realizar una investigación bibliográfica sobre la práctica que se realizará.
Seminario.
El propósito del seminario es aclarar cualquier aspecto de la práctica que no esté comprendido, por lo que se requiere de la participación de todos los estudiantes. Informe de resultados.
El profesor indicará las características que deberá contener cada informe.
Etiquetado de seguridad de productos químicos. La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que permite identificar el producto en el momento contenga un producto químico deberá llevar una etiqueta visible en su envase que, contenga:
• Nombre de la sustancia o del preparado.• Fecha de preparación u obtención.• Nombre de la persona o equipo que lo preparó, grupo• Símbolos e indicaciones de peligro para destacar los riesgos principales.
Para manejar con seguridad las sustancias químicas se han ideado diversos códigos y pictogramas dependiendo de la casa fabricante. A continuación se muestra uno de los más usados. (Azul)
(Blanco)
Algunos de los pictogramas de peligro más utilizados se muestran a continuación en la siguiente Tabla
13
Etiquetado de seguridad de productos químicos.
La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que permite identificar el producto en el momento de su utilización. Todo recipiente que contenga un producto químico deberá llevar una etiqueta visible en su envase que,
Nombre de la sustancia o del preparado. Fecha de preparación u obtención. Nombre de la persona o equipo que lo preparó, grupo y sección.Símbolos e indicaciones de peligro para destacar los riesgos principales.
Para manejar con seguridad las sustancias químicas se han ideado diversos códigos y pictogramas dependiendo de la casa fabricante. A continuación se muestra uno de los
(Rojo)
(Blanco) (Amarillo)
FIGURA 4.
Algunos de los pictogramas de peligro más utilizados se muestran a continuación en la
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La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que de su utilización. Todo recipiente que
contenga un producto químico deberá llevar una etiqueta visible en su envase que,
y sección. Símbolos e indicaciones de peligro para destacar los riesgos principales.
Para manejar con seguridad las sustancias químicas se han ideado diversos códigos y pictogramas dependiendo de la casa fabricante. A continuación se muestra uno de los
(Rojo)
(Amarillo)
Algunos de los pictogramas de peligro más utilizados se muestran a continuación en la
TABLA 1. Pictogramas de
EExplosivo
FFácilmente inflamable
F+Extremadame
inflamable
CCorrosivo
TTóxico
14
TABLA 1. Pictogramas de peligrosidad.
E Explosivo
Clasificación: Sustancias y preparaciones que reaccionan exotérmicamente también sin oxígeno y que detonan según condiciones de ensayo fijadas, pueden explotar al calentar bajo inclusión parcial. Ejemplo : dicromato de amonio. Precaución: Evitar el choque, Percusión, Fricción, formación de chispas, fuego y acción del calor.
F Fácilmente inflamable
Clasificación : Líquidos con un punto de inflamación inferior a 21ºC, pero que NO son altamente inflamables. Sustancias sólidas y preparaciones que por acción breve de una fuente de inflamación pueden inflamarse fácilmente y luego pueden continuar quemándose o permanecer incandescentes.Precaución: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor. A. Sustancias autoinflamables. Ejemplo: alquilos de aluminio, fósforo. Precaución. Evitar contacto con el aire B. Gases fácilmente inflamables. Ejemplo: butano, propano.Precaución. Evitar la formación de mezclas inflamables gasaire y aislar de fuentes de ignición. C. Sustancias sensibles a la humedad. Productos químicos que desarrollan emanaciones de gas inflamable al contacto con el agua. Ejemplo: litio, borohidruro de sodio.Precauciones: evitar contacto con agua o con humedad.
F+ Extremadame nte
inflamable
Clasificación: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 0ºC y un punto de ebullición de máximo de 35ºC. Gases y mezclas de gases, que a presión normal y a temperatura usual son inflamables en el aire. Precaución : Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor.
C Corrosivo
Clasificación : Destrucción del tejido cutáneo en todo su espesor en el caso de piel sana, intacta. Ejemplo: bromo, ácido sulfúrico. Precaución : Mediante medidas protectoras especiales evitar el contacto con los ojos, piel e indumentaria. NO inhalar los vapores. En caso de accidente o malestar consultar inmediatamente al médico.
T Tóxico
Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en pequeña cantidad, pueden conducir a dañosde magnitud considerable, eventualmente con consecuencias mortales. Ejemplo : trióxido de arsénico, cloruro de mercurio (II).Precaución: evitar cualquier contacto con el cuerpo humano. En caso de malestar consultar inmediatamente al médico.caso de manipulación de estas sustancias deben establecerse procedimientos específicos.
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peligrosidad.
Sustancias y preparaciones que reaccionan exotérmicamente también sin oxígeno y que detonan según condiciones de ensayo fijadas, pueden explotar al calentar
Evitar el choque, Percusión, Fricción, formación
: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 21ºC, pero que NO son altamente inflamables. Sustancias
preparaciones que por acción breve de una fuente de inflamación pueden inflamarse fácilmente y luego pueden continuar quemándose o permanecer incandescentes.
Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y
autoinflamables. Ejemplo: alquilos de
Precaución. Evitar contacto con el aire B. Gases fácilmente inflamables. Ejemplo: butano, propano.
Precaución. Evitar la formación de mezclas inflamables gas-
C. Sustancias sensibles a la humedad. Productos químicos que desarrollan emanaciones de gas inflamable al contacto con el agua. Ejemplo: litio, borohidruro de sodio. Precauciones: evitar contacto con agua o con humedad.
Líquidos con un punto de inflamación inferior a 0ºC y un punto de ebullición de máximo de 35ºC. Gases y mezclas de gases, que a presión normal y a temperatura usual
llamas abiertas, chispas y
: Destrucción del tejido cutáneo en todo su espesor en el caso de piel sana, intacta.
: Mediante medidas protectoras especiales evitar contacto con los ojos, piel e indumentaria. NO inhalar los
vapores. En caso de accidente o malestar consultar
La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en pequeña cantidad, pueden conducir a daños para la salud de magnitud considerable, eventualmente con consecuencias
: trióxido de arsénico, cloruro de mercurio (II). evitar cualquier contacto con el cuerpo humano.
En caso de malestar consultar inmediatamente al médico. En caso de manipulación de estas sustancias deben establecerse
T+Muy Tóxico
OComburente
XnNocivo
XiIrritante
NPeligro para el
medio ambiente
15
T+ Muy Tóxico
Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en MUY pequeña cantidad, pueden conducir a daños de considerable magnitud para la salud, posiblemente con consecuencias mortales. Precaución: Evitar cualquier contacto con el cuerpo humano, en caso de malestar consultar inmediatamente al médico.
O Comburente
Clasificación: (Peróxidos orgánicos)preparados que, en contacto con otras sustancias, en especial con sustancias inflamables, producen reacción fuertemente exotérmica. Peligro de inflamación: Pueden favorecer los incendios comenzados y dificultar su extinción. Ejemplo: permanganato de potasio, peróxido de sodio.Precaución: Evitar todo contacto con sustancias combustibles.
Xn Nocivo
Clasificación: La inhalación, la ingestión o la absorción cutánea pueden provocar daños para la salud agudos o crónicos. Peligros para la reproducción, peligro de sensibilización por inhalación. Ejemplo: tricloroetileno. Precaución: evitar el contacto con el cuerpo huma
Xi Irritante
Clasificación: Sin ser corrosivas, pueden producir inflamaciones en caso de contacto breve, prolongado o repetido con la piel o en mucosas. Peligro de sensibilización en caso de contacto con la piel. Ejemplo: amoníaco, cloruro de bencilo.Precaución: Evitar el contacto con ojos y piel; no inhalar vapores.
N Peligro para el
medio ambiente
Clasificación: En el caso de ser liberado en el medio acuático y no acuático puede producirse un daño del ecosistema por cambio del equilibrio natural, inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o sus productos de transformación pueden alterar simultáneamentcompartimentos. Precaución: Según sea el potencial de peligro, no dejar que alcancen la canalización, en el suelo o el medio ambiente. Observar las prescripciones de eliminación de residuos especiales.
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La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en MUY pequeña cantidad, pueden conducir a daños de considerable magnitud para la salud, posiblemente con
Evitar cualquier contacto con el cuerpo humano, tar consultar inmediatamente al médico.
(Peróxidos orgánicos) . Sustancias y preparados que, en contacto con otras sustancias, en especial con sustancias inflamables, producen reacción fuertemente
Pueden favorecer los incendios
permanganato de potasio, peróxido de sodio. Evitar todo contacto con sustancias
La inhalación, la ingestión o la absorción cutánea pueden provocar daños para la salud agudos o crónicos. Peligros para la reproducción, peligro de
evitar el contacto con el cuerpo humano.
Sin ser corrosivas, pueden producir inflamaciones en caso de contacto breve, prolongado o repetido con la piel o en mucosas. Peligro de sensibilización en
ilo. Evitar el contacto con ojos y piel; no inhalar
En el caso de ser liberado en el medio acuático y no acuático puede producirse un daño del ecosistema por cambio del equilibrio natural, inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o sus productos de transformación pueden alterar simultáneamente diversos
Según sea el potencial de peligro, no dejar que alcancen la canalización, en el suelo o el medio ambiente. Observar las prescripciones de eliminación de residuos
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PRÁCTICA 1
REACCIONES DE ADICIÓN
OBJETIVOS
1. Ilustrar las reacciones de adición electrofílica y nucleofílica en compuestos con
dobles enlaces polarizados y no polarizados
2. Analizar diferencias y analogías entre ambos mecanismos de reacción.
3. Analizar la diferencia en reactividad de diferentes tipos de compuestos
carbonílicos hacia la adición nucleofílica.
ANTECEDENTES
La solución de bromo en tetracloruro de carbono es roja . Al agregarle unas cuantas
gotas de un alqueno el color desaparece .
INTRODUCCIÓN
Definición.
Reacción de Adición: Reacción en la que un reactivo X-Z se une a un enlace multiple,
de modo que X se une a uno de los carbonos del enlace múltiple y Z al otro.
R3
R2
R
R1
Xz R3
R
R
R1
X
z
Fig. 1.1
2
Las reacciones de adición son características de compuestos insaturados, ya sea con
dobles ó con triples enlaces, siendo estos polares y no polares. Fig. 1.2
EDICIÓN 2012 17
E
NuE Nu
OE Nu
Nu
OE
Fig. 1.3
1)
2)
ENLACES MULTIPLES POLARES
C
R´
R
N
H
C
R´
R
C
R´
R
O
ENLACES MULTIPLES NO POLARES
C C
R
R
R
R
C CR R
C NR
N N
S
Fig. 1.2
En la Fig. 1.1 Se indica de manera general la reacción de adición en donde el reactivo
X-Z también puede ser representado como E-Nu. El grupo E (electrofílico) de un
reactivo E-Nu, se une a uno de los átomos del doble enlace y el grupo Nu (nucleofílico)
se une al otro, dando un producto que presenta un enlace sencillo entre los átomos que
presentaban el doble enlace. El enlace pi (ππππ) se rompe, así como el enlace sigma (σσσσ)
presente en la especie E-Nu, formándose dos nuevos enlaces sigma, en el compuesto
que presentaba el enlace múltiple.
A continuación se esquematiza la reacción general de la adición electrofilica (1) y de la
adición Nucleofílica (2)
I.- ADICION ELECTROFÍLICA.
Ocurre generalmente en dobles enlaces no polares.
El paso iniciador, es la reacción de la parte electrofílica del reactivo E-Nu con el doble
enlace, para producir un carbocatión y el segundo paso, el ataque de la parte
nucleofílica al carbocatión, para dar el producto de adición. (Fig. 1.4 )
EDICIÓN 2012 18
E Nu
E
EE
Nu
Nu
a)
b)
Fig. 1.4
MECANISMO
Algunos de los reactivos que se adicionan al doble enlace carbono-carbono por este
mecanismo, son:
Br2,( bromación),Cl2, ( cloración), H-X (hidrohalogenación), H2O (hidratación); B2H6,
(hidroboración), H2 (hidrogenación), etc.
II.- ADICION NUCLEOFÍLICA.
Ocurre generalmente en dobles enlaces polares.
El paso iniciador es el ataque de la parte nucleofílica del reactivo E-Nu al doble enlace
en su parte más electrofilica para producir un intermediario aniónico y el segundo paso,
es la reacción entre este intermediario y la parte electrofilica del reactivo E-Nu, para dar
el producto de adición. (Fig. 1.5)
MECANISMO
Algunos de los reactivos que se adicionan a dobles enlaces polarizados, por este
mecanismo, son: HCN (formación de cianohidrinas), R-OH (formación de cetales y
1
2
Fig. 1.5
N u
O E
N u
OE
N u
OE
)
)
OE N u
EDICIÓN 2012 19
Br
BrBr2/CCl4
O
HNaHSO3
H
O3S OHNa
acetales), R-SH (formación de tiocetales y tioacetales), H2O (formación de hidratos),
RMgX (reacciones de Grignard), NH2-Z (adición de compuestos de nitrógeno),
carbaniones (condensaciones), etc.
En esta práctica se realizarán reacciones de adición electrofílica y nucleofílica.
I.- ADICION ELECTROFÍLICA.
Reacción de adición de bromo:
Es una adición anti estereoespecífica.
II. ADICION NUCLEOFÍLICA.
a) Reacción de adición bisulfítica:
Se lleva a cabo en aldehídos principalmente y en cetonas de bajo peso molecular con
poco impedimento estérico. El producto de adición bisulfítica es soluble en agua y se
descompone fácilmente, regenerando el carbonilo original.
b) Reacción con el reactivo de Schiff.
La fucsina es un colorante rosa del trifenilmetano, el cual es convertido por el ácido
sulfuroso en el ácido leucosulfónico incoloro.
EDICIÓN 2012 20
NH2 ClH2N
NH2
Fucsina
REACCIÓN (obtención del reactivo de Schiff)
NH2 ClH2N
NH2
Fucsina 3 H2SO3
NH3HN
HN
Fucsina incolora
S
O
OH
SO OH
SO3H Cl
2H2O
El ácido leucosulfónico o la fucsina incolora es el llamado propiamente reactivo de
Schiff, es inestable y pierde ácido sulfuroso cuando se trata con un aldehido,
produciendo un colorante quinoide de color violeta-púrpura.
EDICIÓN 2012 21
OEt
O O
OEt
OH O
FeCl3 Fe
OEt
OH O
EtO
OH
O
EtO
OH
O
Tautómero Ceto
Tautómero Enol Complejo de Fierro (Rojo)
REACCIÓN (Adición Nucleofílica a aldehido)
NH3HN
HN
Fucsina incolora
S
O
OH
SO OH
SO3H Cl
O
H
R NH2HN
HNS
O
O
SO O
H
ROH
HR
OH
2
Solución violeta-púrpura
III. REACCIONES DE COMPUESTOS CARBONILICOS CON H αααα.
El grupo carbonilo confiere cierta acidez a los hidrógenos alfa (Hα). Debido a ésta
acidez, un compuesto carbonílico con Hα, puede existir en dos formas tautoméricas
llamadas ceto y enol. La reacción de enolización, se pone de manifiesto en aquellos
compuestos que contienen alto porcentaje de enol, dando coloraciones características
con cloruro férrico y produciendo enolatos de fierro color rojo-violeta.
Los enolatos de compuestos carbonílicos, pueden actuar como nucleófilos y adicionarse
a dobles enlaces polares.
EDICIÓN 2012 22
MATERIAL REACTIVOS Por sección : Acetoacetato de etilo
6 buretas Acetona 10 pipetas graduadas de 5 mL Bromo/ CCl4 ó H2O 1:10
Benzaldehido Por equipo : Benzofenona 10 Tubos de ensayo Cloruro Férrico al 10% 1 Gradilla Ciclohexeno
1 Vasos de precipitados de 150 mL Ac. Fumárico ó Ac. Maleico
1 Vasos de precipitados de 200 mL Permanganato de potasio al 10% 1 Varilla de vidrio Ciclohexanona
Dibenzalacetona Etanol Formaldehído
Bisulfito de sodio
Solución Alcohólica saturada de bisulfito de sodio Reactivo de Schiff
PARTE EXPERIMENTAL
** Antes de comenzar la práctica revisa que cuente s con todos los compuestos a
realizar para todas las pruebas aquí incluidas (rec ordando que son pruebas
cualitativas donde no es tan importante la medida d e peso o volumen exactos).
I. ADICIÓN ELECTROFÍLICA.
1. coloca en un tubo de ensayo 0.5 mL de ciclohexeno y en otro tubo coloca 0.1 g de
ácido fumárico ó ácido. maleico, (No es necesario pesarlo, solo coloca una pizca).
2. Agrega dos gotas de bromo en agua ó CCl4 a cada tubo y observa.
3. Realiza la misma experiencia con permanganato de potasio al 10%.
EDICIÓN 2012 23
II. ADICIÓN NUCLEOFÍLICA.
a) Adición Bisulfítica.
1. Coloca en 6 tubos de ensayo, 0.1mL ó 0.1g (pizca) de los compuestos carbonílicos a
analizar.
2. Adiciona poco a poco, 1 mL de solución alcohólica saturada de NaHSO3.
3. Agita vigorosamente y observa.
4. Si se obtiene un precipitado, agrega poco a poco 2 mL de agua y observa si el
precipitado se solubiliza.
b) Reacción con el reactivo de Schiff.
1. En 6 tubos de ensayo coloca (una pizca) ó 1 gota de los compuestos carbonílicos a
ensayar y 2 mL de agua (o etanol).
2. Agrega 2 mL de reactivo de Schiff y agita.
3. Observa la coloración y compara con un tubo patrón (negativo) que contenga 1 mL
de reactivo de Schiff y 2 mL de agua.
III. ENOLIZACIONES.
1. En un tubo de ensayo disuelve 0.5 mL de acetoacetato de etilo en 1 mL de agua,
agita y agrega 2 gotas de solución diluida de cloruro de fierro.
2. Observa la coloración. En seguida agrega gota a gota mediante una bureta, una
solución fría (1:10) de agua de bromo, hasta que la coloración desaparezca.
3. Después de un tiempo, la coloración reaparece.
4. Repite la misma experiencia empleando acetona.
Efectúa la prueba del inciso I con ciclohexeno y ácido maleico ó ácido fumárico
Efectúa las pruebas a) y b) del inciso II con acetona, benzofenona, benzaldehído,
ciclohexanona, dibenzalacetona y formaldehído.
EDICIÓN 2012 24
Completa la tabla de resultados que se incluye a continuación.
RESULTADOS:
COMPUESTO POSITIVO NEGATIVO OBSERVACIONES
PRUEBA I ADICIÓN ELECTROFILICA
CICLOHEXENO
AC. FUMÁRICO
AC. MALÉICO
PRUEBA II (A) ADICIÓN NUCLEOFÍLICA CON BISULFIT O
ACETONA
BENZOFENONA
BENZALDEHÍDO
CICLOHEXANONA
DIBENZALACETONA
FORMALDEHÍDO
PRUEBA II (B) ADICIÓN NUCLEOFILICA CON REACTIVO DE SCHIFF
ACETONA
BENZOFENONA
BENZALDEHIDO
CICLOHEXANONA
DIBENZALACETONA
FORMALDEHÍDO
PRUEBA III ENOLIZACION
ACETOACETATO DE ETILO
ACETONA
EDICIÓN 2012 25
DIAGRAMA DE FLUJO.
I.- Adición Electrofílica.
Adición de Bromo.
ADICIONARGOTASDE SOLN. DEBr2/CCl 4 o AGUA
PRODUCTOS
OBSERVAR
REPETIR LA PRUEBA USANDOSOLUCIÓN DE KMnO 4
CO2H
HO2CCO 2HHO2C REACTIVOS
PRODUCTOS
EDICIÓN 2012 26
REACTIVOS PRODUCTOS
ADICIONAR 1 mlDE SOLN.ALCOHOLICASATURADA DEBISULFITO DESODIO
O
O
H
O
O
O
HH
O
DIAGRAMA DE FLUJO
ADICIÓN NUCLEOFÍLICA
II. a) Adición Bisulfítica
EDICIÓN 2012 27
REACTIVOSPRODUCTOS
ADICIONAR 2ml deAGUAó ETANOL Y 2 ml deREACTIVO DESCHIFF
O
O
H
O
O
O
HH
O
PREPARARTUBOPATRÓN CON2ml DE AGUAY 2ml DE REC.DE SCHIFF.COMPARAR
DIAGRAMA DE FLUJO
II. b) Reactivo de Schiff
EDICIÓN 2012 28
III.- Enolizaciones
Tratamiento de Residuos
Depositar los productos de las reacciones en frascos debidamente etiquetados como
residuos clorados o no clorados. En el caso de que exista reacciones acido base en las
cuales se genere una sal disuelta en agua ésta puede ser arrojada directamente a la
tarja.
BIBLIOGRAFÍA
1. Keese, R., Müller R. K., Toube T. P. Métodos de laboratorio para química
orgánica. Editorial Limusa S. A. de C. V. México, 1990
2. Pavia D. L., Lapman G. M., Kritz G. S. Jr. Introduction to Organic Laboratory
Techniqúes. A contemporary approach. W. B. Saunders Company, USA. 1976
3. Hünig S., Markl G., Sauer J. Integriertes Organisches Praktikum. Verlag Chemie,
4. Shriner, Fuson, Curtin., Identificación sistematica de compuestos orgánicos., Editorial
Limusa S. A. de C. V. México, 1982.
ADICIONAR AGUA Y SOLUCIÓN DILUIDA DE FeCl 3
OBSERVAR COLORACION
ADICIONAR GOTAS DE SOLUCIÓN DE BROMO
O O
O Et
O
EDICIÓN 2012 29
PRÁCTICA 2
SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA
(Reacción de Claisen-Schmidt)
OBJETIVOS.
1. Realizar la reacción de Claisen-Schmidt para obtener una cetona α, β-insaturada
(dibenzalacetona), por condensación de un aldehído aromático con una cetona
alifática.
2. Purificar e identificar la dibenzalacetona por medio de una reacción química y por
la determinación de su punto de fusión.
INTRODUCCIÓN.
Las reacciones de condensación entre aniones enolato y compuestos carbonílicos, se
pueden considerar entre las más útiles en química orgánica. La condensación implica el
ataque nucleofílico del enolato sobre el centro electrofílico del carbonilo. De manera
general, cuando ésta reacción ocurre entre un enolato derivado de un aldehído ó cetona
y otra molécula de aldehído o cetona, se le denomina condensación aldólica. El
primer producto obtenido en una condensación aldólica es un aldol (beta-hidroxicetona
beta-hidroxialdehído), el cual puede deshidratarse bajo condiciones apropiadas para
dar como producto final un aldehído o cetona alfa-beta-insaturada. En muchas
ocasiones es posible aislar el aldol si así se desea, aunque en otros casos el producto
deseado es el compuesto alfa-beta-insaturado. A continuación se muestra una reacción
típica de condensación aldólica seguida de deshidratación. Fig.1
O
H
O OH
OO OH
H
O
H+
OH
-
enolatoaldol
cetona α,β−insaturada
--H2O
-
Fig. 1 Mecanismo general de una reacción de condensación.
EDICIÓN 2012 30
O
O
B-
-2H2OH
O
2+
Acetona DibenzalacetonaBenzaldehido
Un problema que se presenta en la condensación aldólica entre dos moléculas
diferentes, es la posibilidad de obtener varios productos de reacción. Esto se debe a
que generalmente las dos moléculas participantes, tienen hidrógenos enolizables y por
lo tanto se pueden formar enolatos de ambas. También se debe tomar en cuenta, que
las dos moléculas pueden actuar como electrófilo en un momento dado. El problema se
minimiza, si es posible utilizar como electrófilo, un aldehído que no contenga
hidrógenos enolizables, como un aldehído aromático. Cuando el enolato de una cetona
se condensa con un aldehído aromático, la reacción de deshidratación para dar la
cetona alfa-beta-insaturada, ocurre de manera espontánea. Este tipo particular de
condensación aldólica, es conocida como reacción de Claisen-Schmidt . La
deshidratación espontánea ocurre porque el producto final contiene un sistema
insaturado altamente conjugado (carbonilo-doble enlace-anillo aromático), que
proporciona estabilidad a la molécula.
REACCIÓN.
En esta práctica se llevará a cabo la síntesis de dibenzalacetona (también conocida
como estirilcetona, dibencilidenacetona ó 1,5-difenil-1,4-pentadien-3-ona), la cual se
obtiene a través de una doble reacción de Claisen-Schmidt, entre benzaldehído y
acetona, como se muestra en el esquema siguiente:
EDICIÓN 2012 31
Las propiedades físicas de las materias primas y del producto, se resumen en la
siguiente tabla.
BENZALDEHIDO ACETONA DIBENZALACETONA
P.M.(g/mol) 106.1 58.1 234.3 p.eb.(ºC) 179 56 ------ p.f.(ºC) ------ ----- 110-111
Densidad (g/mL) 1.04 0.79 ------
Solubilidad soluble en alcohol y éter poco soluble en agua
soluble en etanol y éter
soluble en acetona y cloroformo poco soluble en alcohol y éter Insoluble en agua.
MECANISMO.
El esquema general del mecanismo de reacción, se muestra a continuación. A primera
vista puede parecer muy largo y complicado, sin embargo la síntesis de la
dibenzalacetona involucra dos reacciones consecutivas de condensación de Claisen-
Schmit catalizadas por base. El mecanismo se divide en diez etapas, cada una de las
cuales se analizan a continuación.
El primer paso (1) es la generación del enolato de la acetona, el cual ataca al carbonilo
del benzaldehído (2) para generar el alcóxido correspondiente, que toma un protón del
disolvente, produciendo un aldol (3). En la etapa (4) muestra la formación de un nuevo
enolato que conduce a la deshidratación del aldol (5), para producir la cetona alfa-beta-
insaturada. En la etapa (6) se forma nuevamente un enolato, ahora en el otro extremo
de lo que era la acetona. El enolato ataca a otra molécula de benzaldehído (7) para
formar un nuevo alcóxido, el cual toma otro protón del disolvente para dar un segundo
aldol (8). Las etapas (9) y (10) muestran nuevamente la formación de otro enolato, que
conduce a la deshidratación del aldol y consecuentemente a la formación del producto
final. Esquema 1.
EDICIÓN 2012 32
H
O
CH 2
O
H
O OO
OOH
H
OOHO
O
H
O OO
OHO
H
OHO
O
H
EtO
OH
OH
EtO
EtO
EtO
EtOH
EtOH
(1)(2)
(3)
(4)
(5)
(6)
(7)
(8)
(9)
(10)
Esquema 1. Mecanismo de reacción, para la síntesis de la dibenzalacetona.
REACTIVOS MATERIAL Acetona 0.5 mL 2 Vasos de precipitados de 100 mL Benzaldehído 1.3 mL 2 Matraz Erlenmeyer de 125 mL
Etanol 20 mL 1 Embudo de vidrio Hidróxido de sodio 1.25 g 2 Tubos de ensayo
Soln. de NaOH al 10% 12.5 mL 1 Termómetro
Soln. de Br2 / CCl4 gotas 1 Mechero Bunsen
Carbón activado 1 Rejilla
1 Soporte
1 Anillo metálico 1 Tapón de hule 1 Probeta de 50 mL 1 Baño maría 1 Varilla de vidrio 1 Papel filtro
EDICIÓN 2012 33
PARTE EXPERIMENTAL
En un matraz Erlenmeyer de 125 mL disolver 1.25 g de NaOH en 12.5 mL de agua,
controlando que la temperatura de la solución resultante sea menor de 25ºC (enfriar con
agua de la llave si es necesario). El paso anterior no se requiere si la solución al 10%
de hidróxido de sodio ya se tiene preparada. En otro matraz de 125 mL mezclar 1.3 mL
de benzaldehído, 0.5 mL de acetona y 6 mL de etanol, agregar poco a poco y con
agitación, la solución de NaOH al 10% preparada anteriormente. Tapar el matraz con el
tapón de hule y continuar con agitación suave por un período de 15 minutos. Observar y
tomar nota de todos los cambios observados, a continuación filtrar la mezcla que se
obtuvo. Lavar el residuo que queda en el papel (la dibenzalacetona cruda) con dos
porciones de 4 mL de agua.
Purificar la dibenzalacetona por recristalización con etanol. Para esto transferir el sólido
(crudo de reacción) a un vaso de precipitados y adicionar 8 mL de etanol. Calentar el
vaso suavemente (en un baño de agua ), adicionar otra porción de 2 mL de etanol si el
sólido no se disuelve completamente y volver a calentar. Repetir este proceso hasta
que todo el sólido se disuelva, filtrar en caliente, (precaución el etanol el inflamable )
dejar reposar para que el etanol se enfríe y el sólido recristalice. Filtrar el sólido
nuevamente y dejarlo secar al aire por unos minutos.
IDENTIFICACIÓN.
1. Para la identificación del producto colocar una mínima cantidad del producto en
un tubo de ensayo y disolverlo en 1 mL de acetona.
2. Simultáneamente tomar otro tubo de ensaye y rotularlo como testigo con 1 mL de
etanol.
3. A continuación adicionar unas gotas de solución de bromo en tetracloruro de
carbono y observar si hay algún cambio en el color de la solución de bromo.
4. Determinar el punto de fusión del producto seco (de preferencia dejarlo secar hasta
la siguiente sesión) y compararlo con el punto de fusión de la dibenzalacetona pura
110-111º C.
EDICIÓN 2012 34
PRECAUCIONES E INDICACIONES.
• Tener mucho cuidado al utilizar el mechero. Tanto la acetona como el
benzaldehído y el etanol son sustancias altamente inflamables.
• El benzaldehído y el tretracloruro de carbono son tóxicos por inhalación y por
contacto. Trabajar en un área ventilada y tratar de exponerse a los vapores lo
menos posible. Evitar tener contacto directo de estas sustancias con la piel.
• Se puede acelerar la cristalización frotando suavemente las paredes internas del
vaso con una varilla de vidrio o bien, si se coloca el vaso de precipitados en el
baño de agua fría, aunque los cristales que se obtienen de esta manera no son tan
buenos como los que se obtienen por precipitación espontánea.
DIAGRAMA DE FLUJO
SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA
EDICIÓN 2012 35
Anota tus observaciones, tus resultados, realiza el cálculo de rendimiento, discute tus resultados y concluye.
CUESTIONARIO.
1. Indicar cuál es la función del etanol en la síntesis de la dibenzalacetona.
2. Poco tiempo después del inicio de la reacción aparece un precipitado. ¿Indicar de
qué compuesto se trata?
3. En el transcurso de la reacción para obtener dibenzalacetona se forman dos
carbaniones:
(a) Escribir la estructura de cada uno de ellos.
(b) Indicar cuál de los dos sería el más estable.
4. Escribir las reacciones que se llevan a cabo en la parte de la identificación.
5. Aplicando la reacción de Claisen Schmidt, indicar: (a) las reacciones necesarias
para la obtención de benzalacetofenona (chalcona) y (b) la estructura del carbanión
principal que se formaría en el transcurso de la reacción.
6. Indicar a qué se debe que la dibenzalacetona presente color, siendo las materias
primas incoloras.
EDICIÓN 2012 36
PRÁCTICA 3
SÍNTESIS DE ALCOHOL BENCÍLICO Y ACIDO BENZOICO
OBJETIVO.
1. Estudiar las propiedades químicas de compuestos carbonílicos sin hidrógenos en
posición alfa (Hαααα.)
INTRODUCCIÓN.
Cuando aldehídos que no poseen átomos de hidrógeno en posición alfa, se colocan en
presencia de un álcali concentrado, se produce una reacción de óxido-reducción, donde
el aldehído (dos moles) actúa como agente oxidante y como agente reductor; por lo
tanto los productos de la reacción, son un alcohol y la sal de un ácido carboxílico.
REACCIÓN.
H
O
OH
O
2 +OH
Alcohol BencílicoBenzaldehido
-OH
Ac. Benzoico
EDICIÓN 2012 37
MECANISMO.
PROPIEDADES FÍSICAS PROPIEDAD ALCOHOL
BENCÍLICO ACIDO BENZOICO
Estado físico Líquido Sólido P. M g/ mol 108.06 122.05 p.f. °C -15.3 122-123 p. eb °C 202-206 249 Densidad g/ml 1.04 1.32 Solubilidad s. en agua, etanol,
metanol y éter s. en etanol, éter y tetracloruro de carbono
MATERIAL REACTIVOS
Agitador Benzaldehído Embudo de separación Hidróxido de potasio Embudo de vidrio Ácido clorhídrico concentrado Matraz Erlenmeyer de 125 mL Éter etílico Refrigerante Sulfato de sodio anhidro Baño María Carbón activado Probeta Solución diluida de hidróxido de sodio vasos de precipitados de 600 y 250 mL Bisulfito de sodio Unión triple Termómetro Porta termómetro
EDICIÓN 2012 38
Pinzas Anillo metálico Rejilla de asbesto Mechero Soportes
PARTE EXPERIMENTAL Reacción de Cannizaro En un matraz Erlenmeyer disolver 13.5g de hidróxido de potasio con 12.5mL de agua,
una vez disuelto el hidróxido, dejar que enfríe la disolución hasta temperatura ambiente,
una vez fría la disolución, adicionar lentamente y con agitación 14.5mL de
benzaldehído, tapar el matraz y agitar constantemente; llevar a un baño de agua a una
temperatura de 65°C, mantener la mezcla a esa tempe ratura durante 1 hora. Es
importante agitar constantemente para evitar un sobrecalentamiento.
Obtención de ácido benzoico y alcohol bencílico
Agrega 50 mL de agua para disolver el benzoato de potasio formado y transfiere la
solución a un embudo de separación.
1. Enjuaga el recipiente con 15 mL de éter etílico y agrega éste al embudo de
separación.
2. Agita para extraer el alcohol bencílico con el éter, separa y efectúa dos extracciones
más, empleando 10 mL de éter etílico en cada una; junta los extractos etéreos
obtenidos y guarda la solución acuosa separada.
3. Si percibes olor a benzaldehído (almendras dulces), agita la solución etérea con 7
mL de solución saturada de bisulfito de sodio; separa la capa acuosa, lava la capa
etérea con 5 mL de solución diluida de hidróxido de sodio, volver a separar y lavar
con agua. Seca el producto, empleando sulfato de sodio anhidro.
4. Decanta la solución etérea y destila el éter, calentando a baño maría; retira éste y
colecta el alcohol bencílico que destila a 204 oC.
5. La solución acuosa guardada, viértela lentamente y con agitación, en una mezcla de
40 mL de ácido clorhídrico concentrado, 40 mL de agua y 50 g de hielo picado.
EDICIÓN 2012 39
6. Filtra el precipitado de ácido benzoico, lava con una pequeña cantidad de agua y
recristaliza de agua caliente.
7. Seca, pesa y calcula el rendimiento.
IDENTIFICACION DE LOS PRODUCTOS.
♦ Para el ácido benzoico, determinar su punto de fusión y su solubilidad en
tetracloruro de carbono.
♦ Para el alcohol bencílico, comprobar su solubilidad en metanol y su punto de
ebullición.
CUESTIONARIO
1. a) Investiga y escribe la estructura de los productos que se obtienen de la
reacción de benzaldehído con KOH, indicando ¿cuál es el producto de oxidación y
cuál de reducción?
b) Explica ¿Por qué uno de los productos se obtiene en forma de sal? Incluye
su estructura
c) Explica en base a qué propiedades se separaron los productos formados.
2. Explica ¿Cuál es la razón de eliminar el benzaldehído residual?
3. Explica cuál es la razón de agregar NaOH después de adicionar bisulfito de sodio.
EDICIÓN 2012 40
4. Investiga o diseña un método diferente al empleado en el laboratorio, para separar el
alcohol bencílico del ácido benzoico.
5. Investiga ¿Qué características deben presentar los compuestos carbonílicos para dar
la reacción de Cannizaro?
6. Investiga y escribe la forma de calcular el rendimiento teórico del alcohol bencílico y
ácido benzoico obtenidos.
EDICIÓN 2012 41
PRÁCTICA 4
SÍNTESIS DE ACETATO DE ISOAMILO
(ESTERIFICACIÓN DE FISCHER)
OBJETIVOS.
1. Efectuar la síntesis de un éster por el método de Fischer.
2. Analizar los factores que se requieren para conseguir que una reacción en
equilibrio se desplace hacia la formación de los productos.
3. Aplicar el método de Fischer en la preparación de un éster con importancia
comercial.
TEORÍA.
Los ésteres son compuestos ampliamente difundidos en la naturaleza; gran variedad de
ellos tienen aromas fragantes y se encuentran en frutas y flores; algunos ejemplos se
muestran en la siguiente tabla.
Compuesto Sabor Formiato de etilo Ron Acetato de octilo Naranja Butanoato de metilo Manzana Acetato de 3-metilbutilo Plátano Butirato de etilo Piña 2-aminobenzoato de metilo Uva Acetato de n-amilo Frutas
En general los ésteres de los ácidos alifáticos lineales de cadena larga, constituyen los
aceites grasos y ceras presentes en animales y vegetales.
Los ésteres pueden prepararse tratando un ácido carboxílico con un alcohol en
presencia de un catalizador ácido, que con frecuencia es el ácido sulfúrico concentrado.
La conversión de un ácido carboxílico y un alcohol en un éster recibe el nombre
especial de esterificación de Fischer.
EDICIÓN 2012 42
La esterificación catalizada con ácido es reversible y en general, en el equilibrio, hay
presentes cantidades apreciables de ácido carboxílico y alcohol.
Siendo ésta una reacción en equilibrio, en necesario controlar las condiciones de
reacción para lograr la producción de ésteres con alto rendimiento. Esto solo podrá
llevarse a cabo sólo si se dispone de medios para desplazar el equilibrio hacia la
formación del éster.
Existen varias formas para lograr esto, entre las que se encuentran:
a) Adición de exceso de reactivos (de alcohol o de ácido carboxílico, generalmente
el más económico o menos tóxico).
b) Remoción del agua o del éster por destilación de una mezcla azeotrópica.
c) Remoción del agua mediante un agente deshidratante, siendo éste el método
más efectivo, ya que permite rendimientos hasta de un 100%.
La selección de un método en particular, depende de las propiedades de los reactivos y
de los productos de reacción, así como de su dificultad de manejo y costo, la formación
del éster se incrementa si las reacciones de esterificación están catalizadas con
pequeñas cantidades de ácidos fuertes (H2SO4, HCl, H3PO4).
Cuando un ácido carboxílico reacciona con un alcohol que ha sido marcado con O18, el
oxígeno marcado aparece en el éster. Esto revela que la ruptura de enlace ocurre entre
el carbono del grupo carboxilo y el -OH del mismo, como se muestra a continuación.
R OH
O
OH18
RR OH
18
OH 2O+ +
Reacción por efectuar
O
O
H 2OH
+
OHOH
O+ +
EDICIÓN 2012 43
Ácido acético glacial Alcohol isoamílico Acetato de isoamilo
PM (g/mol) 60 88 130
Solubilidad s. en agua y etanol s. en etanol y éter etílico
s. en etanol y éter etílico; i.s. agua
Densidad (g/mL) 1.0520 0.8120 0.875620
P. ebullición (°C) 117 131 145
Toxicidad Muy irritante Moderado Moderado
Tolueno Alcohol n-amílico Ácido sulfúrico PM (g/mol) 92 88 98
Solubilidad i.s. agua;
s. éter etílico s. en etanol y éter
etílico s. en agua y etanol
Densidad (g/mL) 0.8720 0.8120 1.8420 P. ebullición (°C) 111 138 310
Toxicidad Teratogénico e irritante
Moderado Extremadamente corrosivo
s. soluble i.s. insoluble Mecanismo propuesto de la reacción El resultado experimental y la catálisis ácida, están de acuerdo con el siguiente
mecanismo. Esta es una reacción de sustitución nucleofílica típica de acil carbonos.
Ataque electrofílico del H+:
Ataque nucleofílico del R’OH:
. . :
R
O
OH R
O+H
OH R
OH
OH
H +
EDICIÓN 2012 44
La reacción se inicia por el ataque electrofílico de un protón a la porción carbonílica del
grupo carboxílo, lo que facilita el ataque del alcohol; finalmente, el intermediario
formado se deshidrata dando lugar a la formación del éster.
Material por equipo
1 Matraz balón de 250 mL 14/23 1 Anillo 4 Pipetas graduadas 10 mL 1 Baño María
1 Trampa de Dean Stark para disolventes de baja densidad 2 Pinza de tres dedos con nuez
1 Refrigerante de agua 14/23 1 Probeta graduada de 50 mL
1 Soporte universal 1 Termómetro de 250°C 1 Embudo de separación de 250 mL 3 Vaso de precipitados de 50 mL 1 Unión triple 14/23 1 Refrigerante de aire 14/23 1 Porta termómetro 14/23 1 Probeta de 25 mL 1 Rejilla de asbesto 1 Mechero Bunsen
Material por sección
1 Balanza granataria 5 Pipetas graduadas
Reactivos y soluciones
Alcohol isoamílico 7.4 mL Ácido sulfúrico concentrado 1 mL Ácido acético glacial 6 mL Ácido p-toluensulfónico ≈ 0.1 g Tolueno 10 mL Sulfato de sodio anhidro ≈ 1 g Solución saturada de bicarbonato de sodio 15 mL
-H
R
OH
OH HO-R'
OH
RHO
H
O-R'
OH
R HO
O-R'
OH
RHO O-R'
O
RHO
H H
R
O +
OR'
R
O -H
OR' R
O
OR'
O-R'++ H+
+ H++ H2O
+ H +
. . :
. . :
: : +
EDICIÓN 2012 45
Parte experimental
1. En un matraz balón colocar 6 g (0.682 moles; 7.4 mL) de alcohol isoamílico (también
puede usarse alcohol n-amílico), 6 mL de ácido acético glacial (0.1 moles) y 10 mL
de tolueno; adicionar 10 gotas de ácido sulfúrico concentrado y una pizca de ácido
p-toluensulfónico como catalizadores. No olvidar colocar cuerpos de ebullición.
2. Adaptar una trampa de Dean Stark en el matraz balón, como se muestra en la
figura 1.
FIGURA No. 1 Montaje de una trampa de Dean Stark
3. Verter tolueno por la parte superior del refrigerante que está acoplado a la trampa de
Dean Stark, hasta el nivel del tubo lateral.
4. Sumergir el matraz en un baño de aceite. Calentar aproximadamente a 110º C, lo
cual permite mantener el líquido en ebullición a una velocidad tal, que el condensado
del refrigerante cae al tubo del separador a la velocidad de unas 100 gotas por
minuto.
EDICIÓN 2012 46
5. Cuando no aumente el volumen de agua en el tubo separador, se dejara de calentar
y se enfriará el sistema. Pasar todo el contenido del matraz a un embudo de
separación.
6. Lavar la mezcla dos veces con porciones de 15 mL de agua y una vez con 15 mL de
solución saturada de bicarbonato de sodio (para eliminar los ácidos que se
utilizaron); lavar una vez más con 15 mL de agua. La fase acuosa se neutraliza con
bicarbonato de sodio hasta la desaparición de la efervescencia, y se desecha en la
tarja.
7. Separar la capa orgánica en un vaso de precipitados y secar con sulfato de sodio
anhidro. Montar un sistema de destilación fraccionada colocando la fase orgánica
anhidra en el matraz con cuerpos de ebullición.
8. El líquido seco consta principalmente de tolueno, éster y también puede contener
una pequeña proporción de alcohol sin esterificar.
9. Destilar en baño de aceite a una temperatura aproximada de 120°C. Recolectar el
destilado en baño de hielo para evitar que se incendie o explote. El destilado se
debe vaciar en el contenedor de “desechos NO clorados”.
10. Transferir el residuo de la destilación a una probeta para medir el rendimiento de la
reacción.
11. Identificar el éster por su aroma (no oler directamente) y por su solubilidad en agua.
12. Guardar el resto del éster en un frasco bien sellado.
Una vez realizada la síntesis obtener los siguientes datos:
a) Volumen teórico de acetato de isoamilo
b) Volumen real obtenido de acetato de isoamilo
c) Rendimiento teórico del acetato de isoamilo
EDICIÓN 2012 47
d) Rendimiento real del acetato de isoamilo
e) Eficiencia de la reacción de síntesis
f) Describa el aroma del éster obtenido
Cuestionario
1. Explicar cuál es la función de la trampa de Dean Stark.
2. Explicar por qué al lavar con agua el éster formado, no se hidroliza con la misma
intensidad con que se hidrolizaría en el reflujo.
3. ¿Por qué en esta síntesis, la mezcla de reacción se lava con agua y con solución de
NaHCO3?
4. Demostrar ¿cuál es el reactivo limitante y por qué?.
Bibliografía
1. Fessenden, R. J. y Fessenden, J. S., Tecniques and experiments for Organic
Chemistry, 1983. Boston, Mass. P. W. S. Publisher.
2. Francis A. Carey., Química orgánica, 6a Ed. 2006, Editorial Mc. Graw Hill.
3. Morrison & Boyd., 5a Ed. Química Orgánica, 1990, Editorial Addison-Wesley
Iberoamericana.
4. The Merck Index of Chemical and Drugs, 9a Ed.Rahway, Merck and Co.; 1976.
5. William H. Brown., Intoducción a la química orgánica, 2a Ed. 2003, Editorial CECSA.
48 EDICIÓN 2012
PRÁCTICA 5
SÍNTESIS DE 2,3-DIFENILQUINOXALINA MEDIANTE EL
EMPLEO DE MICROONDAS
OBJETIVOS
1.- Llevar a cabo una reacción química empleando un horno de microondas
convencional como modo de activación alterna, omitiendo el empleo de disolventes
2.- Sintetizar una quinoxalina, compuesto heterocíclico de seis miembros conteniendo
nitrógeno.
ANTECEDENTES
Condensación de compuestos carbonílicos con aminas primarias, síntesis de iminas,
formación de iminas, cinética química.
INTRODUCCIÓN
Actualmente, los químicos orgánicos cuentan con una gran variedad de alternativas y
metodologías en síntesis orgánica para una gran diversidad de compuestos. Hoy en día
se busca desarrollar metodologías que minimicen las cantidades de reactivos,
disolventes, catalizadores y también los tiempos de reacción; el alcanzar desarrollos
sintéticos de éste tipo reduce considerablemente el volumen de desechos generados,
así como el ahorro de energéticos como gas y electricidad.
El uso de microondas en síntesis orgánica, comenzó a ser estudiado en la década de
los 80; 26 años después de la aparición del primer horno de microondas comercial
diseñado para el calentamiento de alimentos1.
Las microondas son una forma de energía electromagnética que se ubica en la zona
de baja frecuencia, entre el infrarrojo y las ondas de radio (Figura 1), sus longitudes de
onda van desde 1 milímetro hasta 1 metro, con frecuencias desde 300 hasta 300,000
MHz (0.3 - 300 GHz). Por ser radiaciones de baja energía sólo afectan los movimientos
49 EDICIÓN 2012
moleculares, tales como la migración iónica o la rotación molecular, pero no afectan la
estructura molecular.
Las radiaciones de las microondas pueden ser reflejadas, en el caso de los metales,
transmitidas por materiales que no se calientan por efecto de esta radiación, y
absorbida, para el caso de los materiales o muestras que contienen moléculas con
cierta polaridad.
Figura 1 . Ubicación de las microondas en el Espectro Electromagnético.
Por acuerdos internacionales sólo están autorizadas para el uso de microondas las
bandas ubicadas en 915, 2450, 5800 y 22215 MHz. Los equipos de microondas
domésticos, de laboratorio e industriales se regulan generalmente a una longitud de
onda de 12.2 cm, la cual corresponde a la frecuencia de 2450 MHz (2.45 GHz)2.
Las microondas no tienen suficiente energía para afectar la estructura de las moléculas
orgánicas debido a que la energía de los fotones de microondas es muy cercana a 1
J/mol (muy baja con relación a la energía típica requerida para provocar la ruptura de
un enlace covalente C-C 347 kJ/mol), y tampoco es suficiente para la ruptura de un
enlace por fuerzas de van der Waals (2.5 J/mol)3.
Es de suma importancia mencionar que la componente eléctrica de la radiación es la
responsable del calentamiento dieléctrico de las sustancias, el cual se produce a través
de tres mecanismos fundamentales3:
Rayos -X Ultravioleta Infrarrojo Microondas
10-10 10-9 10-8 10-7 10-6 10-5 10-4 10-3 10-2 10-1 1
3x1012 3x1010 3x108 3x106 3x104 3x102
Frecuencia (MHz)
Radiación Láser
Longitud de onda (metros)
Rotación molecular
Vibración molecular
Electrones de valencia
Electrones de capas internas
Ondas de radio Vis
• Polarización bipolar
• Conducción iónica
• Polarización Interfacial
En el caso de reacciones que no involucren la participación de disolventes, el
mecanismo fundamental para entender el calentamiento por medio de microondas es el
de Polarización bipolar.
Existen algunos inconvenientes al hacer reacciones con hornos de microondas
convencionales como:
� Sobrecalentamiento de las mezclas de reacción
� Control deficiente de la potencia de irradiación
� Solo se pueden trabajar volúmenes pequeños
En la actualidad, ya se c
los cuales es posible controlar temperatura, potencia y se incrementa
considerablemente la reproducibilidad de los resultados, aunque la principal desventaja
de éstos equipos es su elevado costo e
acceso para fines prácticos a nivel licenciatura y solo los podemos encontrar en
laboratorios de investigación dedicados a la síntesis orgánica.
Figura 2. Horno monomodal “Discover
En la literatura, se pueden encontrar un gran número de compuestos orgánicos
sintetizados mediante el empleo de microondas. Las quinoxalinas son un tipo de
heterociclos nitrogenados (imino funcionalizados), los cuales se han empleado como
base farmacéutica, debido a su amplia gama de actividad biológica, ya que se ha
demostrado que poseen actividad antiviral, antibacterial, y como inhibidores de cinasas,
entre otras4-6.
Las alternativas sintéticas para la síntesis de quinoxalinas
metodología más común es mediante el empleo de aril
1,2-dicarbonílicos 2. Esquema 1.
50
Polarización bipolar
Conducción iónica
Polarización Interfacial
En el caso de reacciones que no involucren la participación de disolventes, el
mecanismo fundamental para entender el calentamiento por medio de microondas es el
ten algunos inconvenientes al hacer reacciones con hornos de microondas
Sobrecalentamiento de las mezclas de reacción
Control deficiente de la potencia de irradiación
Solo se pueden trabajar volúmenes pequeños
En la actualidad, ya se cuenta con reactores de microondas profesionales Fig. 2, con
los cuales es posible controlar temperatura, potencia y se incrementa
considerablemente la reproducibilidad de los resultados, aunque la principal desventaja
de éstos equipos es su elevado costo en el mercado, lo cual los hace de muy difícil
acceso para fines prácticos a nivel licenciatura y solo los podemos encontrar en
laboratorios de investigación dedicados a la síntesis orgánica.
Horno monomodal “DiscoverTM” con sistema BechMate
En la literatura, se pueden encontrar un gran número de compuestos orgánicos
sintetizados mediante el empleo de microondas. Las quinoxalinas son un tipo de
heterociclos nitrogenados (imino funcionalizados), los cuales se han empleado como
farmacéutica, debido a su amplia gama de actividad biológica, ya que se ha
demostrado que poseen actividad antiviral, antibacterial, y como inhibidores de cinasas,
Las alternativas sintéticas para la síntesis de quinoxalinas
metodología más común es mediante el empleo de aril-1,2-diaminas
. Esquema 1.
EDICIÓN 2012
En el caso de reacciones que no involucren la participación de disolventes, el
mecanismo fundamental para entender el calentamiento por medio de microondas es el
ten algunos inconvenientes al hacer reacciones con hornos de microondas
uenta con reactores de microondas profesionales Fig. 2, con
los cuales es posible controlar temperatura, potencia y se incrementa
considerablemente la reproducibilidad de los resultados, aunque la principal desventaja
n el mercado, lo cual los hace de muy difícil
acceso para fines prácticos a nivel licenciatura y solo los podemos encontrar en
” con sistema BechMate (CEM Corp.).
En la literatura, se pueden encontrar un gran número de compuestos orgánicos
sintetizados mediante el empleo de microondas. Las quinoxalinas son un tipo de
heterociclos nitrogenados (imino funcionalizados), los cuales se han empleado como
farmacéutica, debido a su amplia gama de actividad biológica, ya que se ha
demostrado que poseen actividad antiviral, antibacterial, y como inhibidores de cinasas,
Las alternativas sintéticas para la síntesis de quinoxalinas 3 son variadas; la
diaminas 1 y compuestos
51 EDICIÓN 2012
NH2
NH2
+
1
O
O
R
R
2N
N R
R3
Esquema1 . Metodología general para la síntesis de quinoxalinas
Reacción general de la síntesis de 2,3-difenilquinoxalina vía microondas:
NH2
NH2
+
O
O
Ph
Ph N
N Ph
Ph
4 5
microondas
MECANISMO DE REACCIÓN
NH2
NH2
O O
Ph Ph
NH
H
N
Ph
NH2
O O
Ph
Ph
NH2
OH O
Ph
H
N
Ph
NH2
O
Ph
H2O
H2O
N
N Ph
Ph
52 EDICIÓN 2012
PARTE EXPERIMENTAL
MATERIAL POR EQUIPO
1 Matraz balón de 100 mL 1 Embudo de filtración
2 Vasos de precipitados de 100 mL 1 Soporte universal
1 Baño maría 1 Pinzas de nuez
1 Probetas de 50 mL 1 Anillo de fierro
1 Equipo de destilación simple 3 Cromatofolios de 2.5 x 5 cm
1 Rejilla de asbesto 5 Tubos de ensaye
1 Mechero de Buncen Mortero con pistilo
EQUIPO POR SECCIÓN
Horno de microondas Cámaras cromatográficas
Balanza Lámpara U.V.
REACTIVOS Y DISOLVENTES
Bencilo Metanol
1,2-fenilendiamina Sol. de permanganato de potasio al 10%
Sulfato de sodio anhidro Hexano
Carbón activado Acetato de etilo
Cloruro de metileno Acetona
DESARROLLO
En un mortero colocar 0.74 g (3.5 mmol) de bencilo y 0.38 g (3.5 mmol) de 1,2-
fenilendiamina. Con ayuda del pistilo pulverizar los dos reactivos, posteriormente, pasar
la mezcla pulverizada a un matraz bola de 100 mL perfectamente limpio y seco. El
matraz a su vez se deposita en un vaso de precipitados, de tal forma que no se caiga el
matraz al momento de llevar a irradiar en el horno de microondas.
Una vez que el matraz se encuentra en el vaso de precipitados, éste se lleva a irradiar
al horno de microondas el cual deberá ponerse en la máxima potencia (10), por un
periodo de 4 minutos, al finalizar la irradiación, sacar el matraz del horno con mucha
precaución, ya que el vaso y el matraz se calientan excesivamente. Observar si la
53 EDICIÓN 2012
mezcla se ha vuelto líquida, si es así, con ayuda de un agitador o espátula tomar una
pequeñísima muestra de la mezcla de reacción y disolverla con 1 mL de acetona. Hacer
una cromatografía de la mezcla de reacción en una cromatoplaca de silica gel F254. En
la misma placa se deberán correr la mezcla de reacción y los reactivos de partida
(bencilo y fenilendiamina), para esto se toman una pizca de cada uno de los reactivos y
se disuelven en 1 o 2 mL de acetona. Correr la placa en una mezcla de hexano/acetona
(6:4). Revelar la placa con una lámpara de luz ultravioleta de 254 nm, marcar los
productos que se revelen por éste medio y posteriormente sumergir la placa con ayuda
de unas pinzas a una solución de permanganato de potasio al 10%. En caso de que la
mezcla de reacción a los 4 minutos de irradiación todavía no sea líquida, irradiar por 6
minutos, o más , en caso de observar en la cromatografía un exceso de materia prima.
Cuando la mezcla de reacción se enfría se forma un sólido de color café, el cual se
disolverá con 10 mL de cloruro de metileno, una vez disuelta, se adiciona a la mezcla
de reacción un gramo de sulfato de sodio anhidro. La disolución de cloruro de metileno
se decanta para retirar el sulfato de sodio anhidro y se pasa a un matráz de destilación
de 100 mL para destilar el cloruro de metileno en un baño de agua a 90 ºC. Una vez
que se ha destilado todo el cloruro de metileno, el sólido remanente de color café claro
se pasa a un vaso de precipitados y se le adiciona 15 mL de metanol, disolviendo en
baño maría. Una vez disuelto el sólido, se le adiciona una pizca de carbón activado y se
filtra en caliente (precaución, el metanol es inflamable ). El filtrado se recibe en un
baño de hielo hasta la aparición de cristales blancos de 2,3-difenilquinoxalina (p.f.=112
°C). Filtrar los cristales y lavarlos con 2 porcion es de 3 mL de metanol frio (no desechar
los filtrados). Dejar secar los cristales y determinar su punto de fusión.
RECICLADO DE DISOLVENTES
Todos los equipos deberán colectar el cloruro de metileno destilado en un frasco ámbar
limpio y etiquetado para su posterior destilación.
Los filtrados de metanol de todos los equipos se colectarán en un frasco limpio, seco y
etiquetado para su posterior destilación.
54 EDICIÓN 2012
ACTIVIDADES
1. Calcula el rendimiento de tu reacción y compara los puntos de fusión (reportado y
obtenido)
2. Investiga en que consiste el modo de calentamiento en microondas por el
mecanismo de polarización bipolar
3. Explica que condición deben reunir los compuestos que se someterán a
microondas con la finalidad de calentamiento
4. Da por lo menos cinco ventajas de ésta alternativa sintética
5. Investiga por lo menos cinco tipos diferentes de reacciones llevadas a cabo por
microondas
6. Aparte de las microondas ¿qué otras alternativas de activación química existen en
la actualidad?
7. Por que crees que es conveniente pulverizar los reactivos al inicio de la práctica
8. Investiga que es un magnetrón
9. ¿Por qué motivos esta normalizado internacionalmente la frecuencias de las
microondas empleadas en hornos de microondas?
10. Con lo que realizaste en el laboratorio ¿crees que los alimentos calentados con
microondas conserven todas sus propiedades naturales?
11. Consideras importante y relevante éste tipo de alternativas en síntesis orgánicas
55 EDICIÓN 2012
REFERENCIAS
1. Buffler, R. C. Microwave Cooking and Processing; Van Nostrand Reinhold: New
York, 1993, p. 1-68.
2. Bykov, Y. V.; Eremeev, A. G.; Holoptsev, V. V.; Odemer, C.; Rachkovskii, A. I.;
Kleissl, H. J. R. Ceram. Trans. 1997, 80, 321.
3. Mingos, D. M. P.; Baghurst, D. R. Chem. Soc. Rev. 1991, 20, 1. b) Gedye, R.;
Smith, F.; Westaway, K. J. Microwave Power, 1991, 26, 3. c) Giguere, R. J. Mater.
Res. Soc. Symp. Proc. 1992, 269, 387. d) Loupy, A.; Bram, G.; Sansoulet, J. New
J. Chem. 1992, 16, 233.
4. Sakata, G.; Makino, K.; Kurasawa, Y. Heterocycles, 1988, 27, 2481
5. He, W.; Meyers, M. R.; Hanney, B.; Spada, A.; et al. Bioorg. Med. Chem. Lett.
2003, 13, 3097
6. Zhao, Z.; Wisnoski, S.; Leister, W.; et al. Tetrahedron lett. 2004, 45, 4873
7. Morales, J. Síntesis de derivados aromáticos y heterocíclicos, Imino
funcionalizados, sin disolventes ni catalizadores, empleando microondas como
modo de activación alterna. Tesis de Maestría, E. N. C. B.-IPN, México, 2007
EDICIÓN 2012 56
PRÁCTICA 6
HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA Y ENSAYOS PARA PROTEÍNAS Y
AMINOÁCIDOS.
OBJETIVOS:
1. Efectuar la hidrólisis total de una proteína.
2. Identificar algunos aminoácidos presentes en un hidrolizado e proteína, por
medio de sus propiedades físico-químicas.
3. Identificar por cromatografía en placa fina algunos de los aminoácidos presentes
en un hidrolizado de proteína.
INTRODUCCIÓN:
Las proteínas son polímeros biológicos, componentes principales de células vegetales y
animales; químicamente son poliamidas, cuyos monómeros son α-aminoácidos.
Las proteínas se pueden clasificar según el tipo de función que desempeñan:
1) Proteínas fibrosas o estructurales.- Se caracterizan por ser insolubles en agua,
de gran resistencia y en forma de fibras. Constituyen la piel, músculos, cabellos,
etc.
2) Proteínas globulares .- Se caracterizan por ser proteínas pequeñas que se asocian
formando unidades compactas y son solubles en agua.
Desempeñan diferentes funciones en el organismo, como transportadores de
oxígeno (hemoglobina); catalizadores biológicos (enzimas); mediadores químicos
(hormonas); en el sistema inmunológico (anticuerpos, gama globulina), etc.
3) Proteínas conjugadas .- Están asociadas a una parte no proteica, como las
nucleoproteínas, glicoproteínas, lipoproteínas, etc.
Los α-aminoácidos que forman las proteínas, pertenecen a la serie L y su fórmula
general es la siguiente:
H
EDICIÓN 2012 57
Estos aminoácidos se unen entre sí formando enlaces peptídicos; la unión de dos
aminoácidos origina un dipéptido; de tres un tripéptido, etc., hasta la formación de
polipéptidos; cuando el número de aminoácidos es mayor de 80, se considera proteína.
La estructura de cualquier proteína, presenta varios niveles de complejidad.
1. La estructura primaria es la secuencia específica de los aminoácidos en la cadena
polipeptídica y están implicados enlaces peptídicos.
2. La estructura secundaria es la forma en que se acomoda la cadena por
interacciones por puente de hidrógeno, dando una determinada conformación a las
proteínas. Frecuentemente es en forma de α−hélice o bien hoja plegada-β.
3. La estructura terciaria es la forma en que las cadenas enrolladas se doblan por
diversas interacciones por puentes de hidrógeno, puentes de disulfuro, fuerzas
electrostáticas, etc. dando también determinadas conformaciones a las proteínas.
4. La estructura cuaternaria es el resultado de la agrupación de dos o más unidades
plegadas.
La determinación de la estructura de una proteína, es un proceso complejo que
comprende el empleo de métodos instrumentales y químicos.
Las proteínas se pueden hidrolizar con soluciones diluidas de ácidos minerales a
ebullición suave; dependiendo de las condiciones de hidrólisis se pueden realizar
hidrólisis parciales, en las cuales se obtienen fragmentos peptídicos, así como
aminoácidos aislados; o hidrólisis totales, donde se obtienen mezclas de aminoácidos.
Dependiendo del tipo de aminoácidos que contenga una proteína, se pueden realizar
diferentes análisis; como por ejemplo una técnica cromatográfica, o reacciones
químicas, que pongan de manifiesto la presencia de determinados aminoácidos.
Algunas de estas reacciones son coloridas, como la reacción xantoprotéica y la
reacción con ninhidrina.
La presencia del grupo amino de aminoácidos o grupos amino libres en una proteína, se
pone de manifiesto cuando se efectúa una reacción con ácido nitroso, desprendiéndose
1 mol de nitrógeno molecular, por cada grupo amino primario.
EDICIÓN 2012 58
O
N
R
N
H
H ONH2
COOH
HRn
PROTEINA
+ HCl
α-AMINOACIDO
Los aminoácidos son anfolitos que en solución acuosa existen en forma de ión bipolar o
zwitterion, por lo cual pueden reaccionar con ácidos y con bases.
La presencia de enlaces disulfuro en algunas proteínas, se pone de manifiesto por una
reacción de precipitación en medio básico y la presencia de enlaces peptídicos, se
detecta por la reacción de Biuret.
En esta práctica se realizarán los ensayos anteriormente indicados y las reacciones que
se llevan a cabo son las siguientes:
MATERIAL REACTIVOS 1 Refrigerante. Acetato de plomo al 10% 3 mL. 1 Matraz Balón de 200 mL Acido clorhídrico conc. 19 mL. 1 Vaso de precipitados de 600 mL Acido clorhídrico 0.1N 1 mL. 4 Vasos de precipitados de 150mL Acido nítrico conc. 10 mL. 1 Embudo de vidrio. Hidróxido de sodio al 10% 22 mL.
10 Tubos de ensayo. Hidróxido de sodio 0.1 N 2 mL.
1 Agitador de vidrio. Fenolftaleína al 10%. 1 mL. 2 Pinzas de 3 dedos. Ninhidrina al 3% 2.5 mL. 1 Pinzas para tubo de ensayo. Nitrito de sodio al 5% 1 Rejilla. Rojo Congo al 0.1% 1 mL. 1 Baño María. Sulfato de cobre al 2% 12 mL. 1 Mechero. Grenetina 1.5 g. 1 Soporte universal. Valina 1 Trozo de Manta de cielo. Glicina Papel pH. Alanina Papel filtro Fenilalanina Carbón Activado
Alcohol terbutílico Clara de huevo
PARTE EXPERIMENTAL: PREPARACIÓN DE SOLUCIONES: I. Hidrólisis de Grenetina (Solución “A”). REACCIÓN DE HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA DENOMINADA GRENETINA:
EDICIÓN 2012 59
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
1 g Grenetina. 10 mL Ácido Clorhídrico concentrado. 10 mL Agua Destilada.
0.5 g Carbón Activado.
PROCEDIMIENTO:
1. Colocar en un matraz Balón de fondo plano de 200 mL, 1 g de grenetina, 10 mL de
ácido clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo) y 10 mL de agua
destilada.
2. Adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar suavemente por 35 minutos.
3. Después de este tiempo agregar 0.5 g de carbón activado, continuar calentando por
2 minutos y filtrar.
II. Solución neutralizada de hidrolizado de grenet ina (Solución “B”).
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 5.0 mL. Solución “A”. La necesaria Hidróxido de Sodio al 10%. El necesario Papel pH.
1. Tomar 5 mL de solución. “A” y neutralizarla con hidróxido de sodio al 10%
(determinar el punto de neutralización empleando papel pH); filtrar.
NOTA: Utilizar ésta solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”), para
efectuar la cromatografía, la prueba de ninhidrina y la acción reguladora de
aminoácidos.
III. Solución de Grenetina sin hidrolizar (Solución “C”).
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 0.5 g. Grenetina. 20 mL. Agua destilada.
EDICIÓN 2012 60
R OH R OH
NO2
+ HNO3
♦ Colocar en un vaso de 100 mL 0.5 g de grenetina, agregar 20 mL de agua destilada
y agitar.
IV. Solución de Albúmina (Solución “D”).
REACTIVOS: Cantidad: Reactivo: 1 huevo La clara. 100 mL. Agua destilada. Un trozo. Manta de cielo.
1. Preparar una solución de albúmina, agitando clara de huevo por 10 segundos.
2. Agregar 100 mL de agua, agitar y filtrar a través de un trozo de manta de cielo.
3. Utilizar el filtrado (solución “D”) para efectuar las siguientes pruebas:
REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN:
1) Reacción Xantoproteíca:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 2.0 mL. Solución “A”. 2.0 mL Solución “D”. 10 mL. Ácido Nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo). El necesario. Hidróxido de sodio al 10%.
PROCEDIMIENTO:
a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de solución de grenetina hidrolizada (solución
“A”) y en otro, 2 mL de solución de albúmina (solución “D”).
b) Agregar a cada tubo 5 mL de ácido nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo).
c) Calentar suavemente a baño María y observar la coloración.
EDICIÓN 2012 61
R-SH(CH3-COO)2Pb
R-S-S-R + NaOH PbS
O
N
R
N
H
H O
+
n
NaOH
PROTEINA
CuSO4 +COMPLEJO
DE COBRE
d) Enfriar cada tubo de ensayo y agregar a cada uno, gota a gota, una solución de
hidróxido de sodio al 10% hasta pH básico.
e) Observar el cambio de color.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES: Solución “A”. Solución “D”.
2) Reacción de Precipitación:
REACTIVOS:
Cantidad Reactivo: 2.0 mL. Solución “A”. 2.0 mL. Solución “D”. 2.0 mL. Agua destilada.
15 mL. Hidróxido de sodio al 10%. 1.0 mL. Acetato de Plomo al 10%.
PROCEDIMIENTO:
a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de grenetina hidrolizada (Solución “A”), en otro
2 mL de solución de albúmina (Solución “D”); y en un tercer tubo de ensayo, colocar
2 mL de agua destilada.
b) Agregar a cada uno 5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10% y 1.0 mL de
solución de acetato de plomo al 10%.
c) Calentar a ebullición con agitación, por cinco minutos.
d) Observar los resultados.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES: Solución “A”. Solución “D”.
3) Reacción de Biuret:
EDICIÓN 2012 62
O
OHR
NH2
O
O
OH
OH
O
O
N
O
O
+ + R-CHO CO2NaOH
+
REACTIVOS:
Cantidad Reactivo: 0.5 mL. Agua destilada. 1.0 mL. Solución “A”. 0.5 mL. Solución “C”. 1.0 mL. Solución “D”. 2.0 mL. Hidróxido de sodio al 10%.
PROCEDIMIENTO:
♦ En seis tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones:
TUBO No:
1. 0.5 mL de agua destilada + 0.5 mL de sol. de hidróxido de sodio al 10% (tubo
testigo).
2. 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (Solución “C”) + 0.5 mL de
hidróxido de sodio al 10%
3. 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”).
4. 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”) +
0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10%.
5. 0.5 mL de solución de albúmina + 0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al
10%.
6. 0.5 mL de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”)
♦ A cada tubo, agregar 2 mL. de solución de sulfato de cobre al 2 %.
♦ Agitar, observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES: Agua destilada. Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”.
4) Reacción con Ninhidrina:
EDICIÓN 2012 63
O
OHR
NH2
HNO20-5 ºC+ N2 + MEZCLA DE PRODUCTOS
REACTIVOS: Cantidad: Reactivo: 0.5 mL. Agua destilada. 0.5 mL. Solución “B”. 0.5 mL. Solución “C”. 0.5 mL. Solución “D”. 0.5 mL. Aminoácido patrón al 1%. 2.5 mL. Ninhidrina al 3%.
PROCEDIMIENTO:
♦ En cinco tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones:
TUBO No:
1. 0.5 mL de agua destilada.
2. 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”)
3. 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (solución “C”)
4. 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”)
5. 0.5 mL de solución al 1% de un aminoácido patrón.
♦ Agregar a cada tubo 0.5 mL de solución de ninhidrina al 3% y calentar a baño María
por cinco minutos
♦ Observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES: Agua destilada. Solución “B”. Solución “C”. Solución “D”. Sol.Aminoácido Patrón.
5) Reacción con Ácido Nitroso:
EDICIÓN 2012 64
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 3.0 mL. Ácido Clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo). 2.0 mL. Solución “A”. 2.0 mL. Solución “C”. 2.0 mL. Solución “D”. 2.0 mL. Agua destilada. 4.0 mL. Nitrito de sodio al 5%.
PROCEDIMIENTO:
♦ En cuatro tubos de ensayo, colocar 3 mL de HCl concentrado (líquido altamente
corrosivo) y enseguida agregar:
TUBO No:
1. 2 mL de hidrolizado de grenetina (solución “A”)
2. 2 mL de grenetina sin hidrolizar (solución. “C”)
3. 2 mL de solución de albúmina (solución. “D”)
4. Tubo testigo sin proteína.
♦ Enfriar y agregar a los cuatro tubos de ensayo, 1 mL de solución acuosa de nitrito de
sodio al 5%.
♦ Observar y concluir
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES: Agua destilada. Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”.
5) Acción reguladora de aminoácidos:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 4.0 mL Agua destilada. 4.0 mL Solución “B”. 0.6 mL Solución indicadora – Rojo Congo. 0.6 mL Fenolftaleína al 0.1%.
El necesario. HCl al 0.1N. El necesario. NaOH al 0.1N.
EDICIÓN 2012 65
PROCEDIMIENTO:
a) En tubo de ensayo colocar 2 mL de hidrolizado de grenetina a pH neutro (solución
“B”) y en otro 2 mL de agua destilada.
b) Agregar a cada tubo 0.3 mL (6 gotas) de solución indicadora de rojo congo; y
c) Agregar a cada tubo, gota a gota HCl 0.1N, hasta un cambio de coloración.
d) Observar y concluir.
e) Efectuar el mismo ensayo empleando fenolftaleína al 0.1% como indicador, y
agregando solución de hidróxido de sodio 0.1N de igual forma, hasta cambio de
coloración.
f) Observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Solución: Indicador: Color inicial. mL. HCl 0.1N Color final. Agua destilada. Rojo Congo Solución “B”. Rojo Congo mL .NaOH 0.1N Agua destilada. Fenolftaleina 0.1% Solución “B”. Fenolftaleina 0.1% OBSERVACIONES:
6) Cromatografía en placa fina:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo: 0.1 mL. Solucion “B”. 0.1 mL. Solución Patrón de Aminoácido 1, al 1%. 0.1 mL. Solución Patrón de Aminoácido 2, al 1%. 3.0 mL. Solución Alcohol Terbutílico-Agua 3:1.
La necesaria. Solución de ninhidrina para revelar. PROCEDIMIENTO:
a) En una cromatoplaca, aplicar una pequeña muestra del hidrolizado de grenetina
neutra (solución “B”).
b) Enseguida hacer aplicaciones de aminoácidos patrón.
EDICIÓN 2012 66
c) Dejar secar el cromatograma e introducirlo en una cámara de cromatografía que
contenga una mezcla de alcohol terbutilico-agua 3:1.
d) Eluir el cromatograma.
e) Secar en la estufa y revelar con un atomizador que contenga una solución de
ninhidrina.
f) Identificar los aminoácidos presentes en el hidrolizado de grenetina, determinando
valores de Rf.
Realice las anotaciones correspondientes.
Solución “B”. Frente del Disolvente.
Frente de la mancha.
Relación de frentes – Rf.
Mancha No.1 Mancha No.2 Mancha No.3 Mancha No.4 Aminoácido patrón 1. Nombre:
Aminoácido patrón 2.Nombre:
DIAGRAMAS DE FLUJO
HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA:
Grenetina + HCl conc. + agua
Reflujar 35 min.
Agregar carbón activado
Filtrar en caliente
SOLUCION "A" Mezcla de AA . HCl y agua
SOLUCION "D" Solución de albúmina
SOLUCION "C" Grenetina/agua
SOLUCION "B" 5 ml de "A" agregar NaOH
Hasta pH 7 Mezca de AA neutra
EDICIÓN 2012 67
ENSAYOS PARA PROTEÍNAS.
REACCIÓN XANTOPROTEICA:
REACCIÓN DE PRECIPITACIÓN:
REACCIÓN DE BIURET:
REACCIÓN CON NINHIDRINA:
SOLUCION "A"
SOLUCION "B"
HNO3 conc. Calentar en baño de agua Enfriar
Adicionar NaOH 10%hasta pH básico
OBSERVAR
SOLUCION "A"
SOLUCION "D"
H 2O
NaOH al 10 %Pb(CH 3COO) 2 AL 10 % ∆ a ebullición 5 min.
OBSERVAR
Testigo H2O , NaOH al 10 %
Solución "C", NaOH al 10 %
SOLUCION "D"
Solución "A", NaOH al 10 %
Solución "D" NaOH al 10 %
SOLUCION "A"
ADICIONARCuSO 4 AL 2% AGITAR OBSERVAR
H 2 O
SOLUCION "B"
SOLUCION "C"
SOLUCION "D"
Solución al 1 % de Aa patrón "D" NaOH al 10 %
Adicionar ninhidrina al 3 %
Calentar 5 min. en baño Maria OBSERVAR
EDICIÓN 2012 68
OBSERVARAdicionar soluciónFenolftaleína al 1 %
(indicador)
AdicionarNaOH 0.1 N
H2O
SOLUCION "B"
REACCIÓN CON ACIDO NITROSO:
ACCIÓN REGULADORA DE LOS AMINOÁCIDOS:
SOLUCION"A"
SOLUCION
"C"
SOLUCION
"D"
tubo testigo sin proteína
OBSERVAR
AdicionarHCl conc. NaNO2
Enfriar,
Adicionaral 5 %
H2O
SOLUCION "B" Adicionar solución.Rojo congo (indicador)
Adicionar HCl 0.1 N OBSERVAR
EDICIÓN 2012 69
CROMATOGRAFÍA:
1 - Solución “B”
2 y 3 - Aminoácidos patrón.
___•______ •___ _ •_
1 2 3
1) Después de las aplicaciones dejar secar.
2) Realizar la cromatografía en una mezcla de alcohol terbutílico-agua 7:3
3) Sacar y dejar secar.
4) Revelar usando una solución de ninhidrina y calor.
5) Determinar los valores de R.f.
CUESTIONARIO
En la hidrólisis de grenetina, indicar:
1. ¿Cómo sabría si la hidrólisis fue parcial o total?
2. Describa: tres tipos de hidrólisis de proteínas.
EDICIÓN 2012 70
3. Describa el mecanismo que se lleva a cabo en la reacción xantoproteíca.
4. Indicar cuál es la razón de agregar hidróxido de sodio en la reacción xantoproteíca.
5. Indicar qué tipo de aminoácidos debe contener una proteína, para dar positiva la
reacción de precipitación con acetato de plomo.
6. Indicar por medio de reacciones, el efecto regulador de aminoácidos.
7. Explicar los resultados obtenidos en la prueba del efecto regulador de los
aminoácidos.
8. Indicar la fórmula de los aminoácidos que identificó por cromatografía.
9. Investigar algunos de los aminoácidos que se encuentran presentes en grenetina y
albúmina.
10. Investigar de qué proteína se obtiene la grenetina.
EDICIÓN 2012 71
BIBLIOGRAFÍA.
- McMurry, John. “Química Orgánica”. 6ª Edición, 2005. Editorial Thomson.
- Fessenden, Ralph. Fessenden, Johan S. “Química Orgánica”. 1ª Edición. 1983.
Grupo Editorial Iberoamérica.
- Rendina G. “Técnicas de Bioquímica aplicada”. Edición, 1974. Editorial
Interamericana.
- Litwack G. “Bioquímica Experimental”. Edición, 1967. Barcelona.Editorial Omega,
S.A.
EDICIÓN 2012 72
PRÁCTICA 7
PODER REDUCTOR, FORMACIÓN DE OSAZONAS Y SÍNTESIS D E
PENTAACETATO DE β-D-GLUCOSA
OBJETIVOS.
1. Evidenciar el poder reductor de algunos carbohidratos.
2. Destacar la importancia de la formación de osazonas, para la identificación de
azúcares.
3. Aplicar la reacción de acetilación sobre los grupos oxhidrilo de un monosacárido
INTRODUCCIÓN.
a) PODER REDUCTOR Y FORMACIÓN DE OSAZONAS.
Los azúcares reductores son aquellos que presentan un grupo carbonilo libre o
potencialmente libre, susceptible de oxidarse en presencia de complejos cúprico-
alcalinos, lo cual se pone de manifiesto efectuando las pruebas de Benedict o de
Fehling. En la prueba de Fehling, se utiliza un complejo oxidante de tartrato de cobre
divalente, que reacciona con el azúcar, oxidándose éste y dando una mezcla de
productos complejos; el oxidante se reduce a óxido de cobre (I) que es un sólido de
color rojo. En tales oxidaciones se basan varios métodos de análisis cuantitativos de
azúcares.
Los azúcares reductores reaccionan con fenilhidrazina para formar derivados cristalinos
llamados osazonas. Los azúcares que difieren en la configuración de los carbonos 1 ó 2
(epímeros), dan la misma osazona, siendo importante esta reacción para comparar las
configuraciones relativas de los centros asimétricos que siguen al carbono C2, en
aldosas y cetosas. Es importante observar que la velocidad de formación de las
osazonas, varía dependiendo del azúcar que la origina, aunque la osazona sea la
misma; por ejemplo, la osazona de la fructosa se forma más rápidamente que la
osazona de la glucosa. En esta práctica se pone de manifiesto la velocidad de
EDICIÓN 2012 73
formación de osazonas de diferentes azúcares; la formación de osazonas de mono y
disacáridos reductores, así como la formación de osazonas de los productos de
hidrólisis de disacáridos no reductores y de un polisacárido.
REACCIONES.
PODER REDUCTOR AZÚCARES
CHOOHHOHHOHH
OH
ribosa
OCu
O
OO
O2C
O2C
CO2
CO2
complejo de tartrato de cobre
6Na
CO2
OHHOHHOHH
CH2OH
(el cobre está en un estado deoxidación Cu 2+, considerar queel Cu(II) puede tener dos enlaces coovalentes y más de coordinación)
producto de oxidaciónde la ribosa
+ + Cu2O + H2O
6
FORMACIÓN DE OSAZONAS
CC OHHC OH)n(H
H2C OH
H O
PhNHNH2 CC NC OH)n(H
H2C OH
H NN
PhH
N PhH
NH3 PhNH2 H2O+ +NaHSO3 acuoso
Osazona, observe queel segundo carbono sufreoxidación y que hay epímerosque dan el mismo producto.
+
(genera el medio ácido)
b) SÍNTESIS DE PENTAACETATO DE α- β-D-GLUCOSA.
La síntesis de pentaacetato de α- y β-D-glucosa, es una reacción general para aldosas
y cetosas. Los azúcares son compuestos polihidroxilados y es posible acetilarlos por
reacción con anhídrido acético, obteniéndose los acetatos correspondientes. Si la
acetilación es de un monosacárido tipo aldopentosa, se obtiene un tetraacetato y si se
acetila un disacárido con anillos piranósidos, se obtiene un octaacetato. Los acetatos
producidos, se derivan por lo general de la forma cíclica piranosa; en consecuencia los
EDICIÓN 2012 74
acetatos existen como pares de anómeros, por ejemplo: la β-D-glucopiranosa, da el β-
D-pentaacetato y la α-D-glucopiranosa, da el α-D-pentaacetato. Los acetatos son
derivados importantes de los azúcares porque:
1. Por lo general son cristalinos y resultan útiles en la purificación y caracterización
de los azúcares.
2. Se convierten con facilidad en los azúcares libres, mediante una hidrólisis
alcalina suave.
3. Constituyen importantes compuestos de partida para transformaciones sintéticas
de azúcares.
REACCIÓN.
O
HOHO
OH
OH
OHO
AcOAcO
OAc
OAc
OAc+H3C O CH3
O O
5CH3CO2Na
β−D-glucosa pentaacetato deβ−D-glucosa
anhídrido acético
PROPIEDADES FÍSICAS Y FISICOQUÍMICAS
β-D-glucosa
Anhidrido acético
Pentaacetato de β-D-glucosa
P.M.: P.M.: P.M.: p.f.: p.eb.: p.f. Tipo de sólido y apariencia:
Densidad: Tipo de sólido y apariencia:
Solubilidad: Solubilidad: Solubilidad:
MATERIAL.
1 Agitador 1 Matraz Erlenmeyer de 125 mL 16 Tubos de ensayo 1 Matraz Erlenmeyer de 500 mL 3 Vasos de precipitados 1 Refrigerante 1 Gradilla 1 Probeta 4 Portaobjetos 2 Vasos de precipitados de 150 mL
Papel filtro 2 Vasos de precipitados de 200 mL 1 Mortero con pistilo 12 Pipetas de 5 mL por sección. 1 Embudo de filtración
EDICIÓN 2012 75
REACTIVOS.
Almidón (solución al 2% y 10%) Acetato de sodio anhidro Fructosa (solución al 10% y 2%) Anhídrido acético Glucosa (solución al 10% y 2%) Glucosa anhidra Lactosa (solución al 10% y 2%) Carbón activado Sacarosa (solución al 10% y 2%) Hielo *Reactivo de Fenilhidrazina Solución saturada de bisulfito de sodio Acido clorhídrico concentrado *Solución “A” de Fehling *Solución “B” de Fehling *Recién preparada
PARTE EXPERIMENTAL.
PODER REDUCTOR. Colocar 6 tubos de ensayo en una gradilla; a cada tubo agregar 2
mL de solución de Fehling recientemente preparada (1 mL de solución “A” y 1 mL de
solución “B”) y 5 mL de solución al 10% de cada uno de los azúcares a ensayar. Agitar
cada tubo y colocarlos en un baño maría con agua hirviendo durante dos minutos.
Observar y anotar los resultados. (Tabla 8.1)
FORMACION DE OSAZONAS .
1. Osazonas de monosacáridos (glucosa y fructosa).
Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución al 2% del azúcar a ensayar, agregar
3 mL del reactivo de fenilhidrazina recientemente preparada y 0.2 mL de solución
saturada de bisulfito de sodio; mezclar, calentar en un baño maría y anotar el tiempo
en que se forman las osazonas. Continuar el calentamiento por 15 minutos más y
enfriar lentamente; filtrar y lavar el precipitado con agua fría, tomar con un agitador
una pequeña muestra y colocarla sobre un portaobjetos; observar al microscopio y
dibujar los cristales de las osazonas.
2. Formación de osazonas de disacáridos (sacarosa, maltosa y lactosa).
Preparar las osazonas de los disacáridos, siguiendo la técnica empleada para
monosacáridos; anotar el tiempo en que se colocan los tubos en el baño maría y
tomar muestras de las mezclas de reacción a los 15, 20 y 30 minutos. Enfriar las
EDICIÓN 2012 76
muestras así como la mezcla de reacción, filtrar y observar al microscopio las
osazonas formadas.
3. Formación de osazonas de polisacáridos.
Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución de almidón al 2% y proceder como
en la técnica para monosacáridos.
4. Formación de osazonas de disacáridos y polisacár idos hidrolizados (sacarosa,
maltosa y almidón).
a) Preparación de hidrolizados. Para el hidrolizado de disacáridos, colocar en un
matraz Erlenmeyer de 125 mL, 2 g del disacárido, agregar 60 mL de agua y 5 mL
de ácido clorhídrico concentrado; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar.
Para el hidrolizado de polisacáridos, colocar 1 mL de ácido clorhídrico y 10 mL
de solución de almidón; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar.
b) Formación de osazonas de los productos de hidrólisis. Colocar 5 mL de los
hidrolizados en tubos de ensayo y proceder como en la técnica para
monosacáridos.
DIAGRAMA DE FLUJO
I. PODER REDUCTOR
EDICIÓN 2012 77
II. FORMACION DE OSAZONAS (NO HIDROLIZADAS)
Antes de iniciar la sesión experimental se deberá anotar las cantidades requeridas de
cada reactivo para los ensayos.
II.1 MONOSACÁRIDOS.
II.2 DISACÁRIDOS.
II.3 POLISACÁRIDOS.
*Se sugiere trabajar este ensayo simultáneamente con las muestras hidrolizadas.
EDICIÓN 2012 78
III. HIDROLIZADOS
III.1 DISACÁRIDOS
III.2 POLISACÁRIDOS
PARTE EXPERIMENTAL
(Pentaacetato de β-D-glucosa) En un mortero mezclar 2.0 g (0.01 moles) de glucosa
anhidra y 1g (0.01 moles) de acetato de sodio anhidro; pasar la mezcla a un matraz
bola de 50 mL, agregar anhídrido; agregar por el refrigerante 10 mL (0.01 moles) de
anhidrido acético *(líquido altamente irritante), adaptar un refrigerante en posición de
reflujo y calentar en baño maría hasta disolución. Continuar el calentamiento por una
hora más.
SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN
Enfriar un poco la mezcla de reacción y verterla sobre 200 mL de una mezcla agua-
hielo agitando vigorosamente. Continuar la agitación hasta que el sólido formado quede
finamente dividido y dejar reposar durante 30 minutos agitando ocasionalmente. Filtrar
el sólido y recristalizar de agua caliente, utilizando carbón activado para decolorar.
IDENTIFICACIÓN. Determinar el punto de fusión del pentaacetato de β-D-glucosa.
EDICIÓN 2012 79
DIAGRAMA DE FLUJO
Síntesis de Pentaacetato de β-D-glucosa
*Se debe realizar en la campana
TABLA DE RESULTADOS DE LAS PRUEBAS
AZÚCAR PRUEBA DE FEHLING FORMACIÓN DE OSAZONAS SI NO TIEMPO
Fructosa
Glucosa
Manosa
Maltosa
Lactosa
Sacarosa
Almidón
EDICIÓN 2012 80
CUESTIONARIO.
1. Indicar cuál es la razón de utilizar clorhidrato de fenilhidrazina como reactivo, en
lugar de fenilhidrazina base, en esta reacción.
2. Si se utilizara clorhidrato de fenilhidrazina en la reacción de obtención de osazonas
¿cómo se obtendría la fenilhidrazina base?
3. Indicar por qué se emplea la solución de bisulfito de sodio, en la formación de
osazonas.
4. Explicar las diferencias en la formación de osazonas entre monosacáridos y
disacáridos.
5. Indicar, por medio de reacciones, cuáles azúcares dan positiva la prueba de Fehling;
dar el nombre de los productos.
6. Explicar por qué se utiliza el cobre como tartrato y no como sulfato.
EDICIÓN 2012 81
7. Dar tres ejemplos de carbohidratos que den positiva la prueba de Fehling y tres que
no la den.
8. Indicar qué tipo de grupos funcionales reacciona con la fenilhidrazina.
9. Indicar cuántos moles de fenilhidrazina base se necesitan en la formación de
osazonas. Explicar.
10. Explicar por qué las osazonas se forman únicamente en los carbonos 1 y 2 de los
carbohidratos.
11. En la síntesis de pentaacetato de β-D-glucosa:
a) Indicar cuál es el papel del acetato de sodio anhidro.
b) Explicar por qué se vierte la mezcla de reacción en agua helada después del
calentamiento a reflujo.
c) Indicar por qué es importante que el sólido formado se agite hasta que quede
finamente dividido.
12. La hidrólisis de sacarosa produce lo que se conoce como azúcar invertido; investigar
qué significa dicho término.
13. Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados
obtenidos, discute y concluye.
EDICIÓN 2012 82
PRÁCTICA 8
POLÍMEROS
OBJETIVOS.
1. Obtener un material termoplástico (polimetacrilato de metilo) a partir de metacrilato
de metilo, empleando peróxido de benzoílo como iniciador de radicales libres.
2. Poner de manifiesto la influencia de un iniciador y de un inhibidor de radicales libres
en la reacción de polimerización.
INTRODUCCIÓN.
Las tecnologías a favor del desarrollo de polímeros sintéticos comenzaron en 1828 con
Friedrich Wöhler, quien logró sintetizar urea a partir de compuestos inorgánicos. A partir
de ahí se realizaron grandes avances como la fabricación del caucho vulcanizado y la
combinación de celulosa con ácido nítrico para obtener nitrocelulosa.
En la actualidad los polímeros sintéticos han venido a sustituir ventajosamente una gran
variedad de productos naturales, dando lugar a la fabricación de nuevos compuestos
que presentan propiedades novedosas, impactando de manera importante en el
desarrollo industrial, científico y tecnológico.
El polimetacrilato de metilo es un polímero sintético clasificado dentro de los
termoplásticos, es duro, transparente, de excelentes propiedades ópticas, buena
resistencia al envejecimiento y a la intemperie. El polimetacrilato de metilo es un
mmaterial sustitutivo del vidrio, por lo cual se puede encontrar comúnmente en vitrinas,
cristaleras, letreros luminosos, así como lentes de contacto y fibra óptica.
Es necesario hacer notar, que esta industria ha venido a contribuir a un mayor
desequilibrio ecológico por su acumulación continúa como desecho de difícil
descomposición.
EDICIÓN 2012 83
FUNDAMENTOS TEÓRICOS
Los polímeros son compuestos macromoleculares de origen natural y sintético,
formados por uniones de moléculas sencillas llamadas monómeros. Los monómeros
utilizados en la preparación de polímeros se caracterizan por tener en su estructura
grupos funcionales tales como dobles y triples enlaces, carbonílo, amídico, uretámico e
hidroxílicos y el encadenamiento molecular puede ser en forma ordenada (red cristalina)
o en forma desordenada (amorfa).
Existen varios tipos de polímeros sintéticos como son los elastómeros que tienen la
propiedad de ser elásticos, otros tipos son las fibras de alta resistencia y los plásticos
que pueden ser rígidos para ser moldeados a temperatura y presión. El proceso por el
cual se llevan a cabo estas reacciones se llama polimerización cuando se trata de un
solo monómero y copolimerización cuando intervienen diferentes monómeros. La
reacción puede ser en masa, solución, emulsión y suspensión.
El mecanismo por el cual se desarrollan estos compuestos pueden ser: vía radicales
libres, aniónico o catiónico. La estructura y estereoquímica de los polímeros indican que
estos pueden tener una orientación isotáctica si sus radicales o grupos funcionales se
encuentran de un solo lado de la cadena; sindiotáctico, en donde los grupos
sustituyentes están alternados de un lado y otro de la cadena y atáctico cuando se
encuentran los radicales en forma desordenada.
R R R R R
Isotáctico
R R RR R
Sindiotáctico
R RR R R
Atáctico
El polimetacrilato de metilo se obtiene por un proceso en masa vía radicales libres
utilizando peróxido de benzoilo como iniciador.
EDICIÓN 2012 84
SÍNTESIS DEL POLIMETACRILATO DE METILO
REACCIÓN GENERAL.
CH3
CO2CH3 O
C
O
CH3
CH3
CH2
Ph OO Ph
O
O
INICIADOR DE RADICALES LIBRES (peróxido de benzoílo )
Ph OO Ph
O
OPh O.
O
2 .+ CO2
MECANISMO DE POLIMERIZACIÓN.
H3C
CO2CH3
CH2 C
CH3
O O
CH3
CH3
CO2CH3
CH2 C
CH3
O O
CH3 n
EDICIÓN 2012 85
REACTIVOS MATERIAL
Metacrilato de metilo 10 mL 2 Matraz Erlenmeyer de 125 mL
Peróxido de benzoilo 2 g 1 Probeta de 25 mL
Hidroquinona 0.5 g 2 Pinzas para tubo de ensaye
Cloroformo 0.5 mL 1 Pipeta graduada 5 mL
Hidróxido de sodio (lentejas) 1.5 g 1 Termómetro
1 Baño María
1 Gotero
Papel aluminio
PARTE EXPERIMENTAL.
(POR SECCIÓN)
Preparación de la solución iniciadora.
En un matraz Erlenmeyer de 125 mL mezclar 1 g de NaOH con 15 mL de metacrilato
de metilo* y agitar durante 15 minutos. Filtrar y agregar 2 g de peróxido de benzoilo.
* Se usarán solo tres gotas de ésta solución por equipo por lo que el volumen se deberá
de ajustar a las necesidades de la sección.
Reacción de polimerización.
(POR EQUIPO)
Colocar 10 mL de metacrilato de metilo en un matraz Erlenmeyer de 125 mL y agregar
0.5 g de lenteja de hidróxido de sodio. Tapar el matraz con papel aluminio y agitar
durante 10 minutos (las lentejas de hidróxido toman un color amarillo-verdoso).
EDICIÓN 2012 86
Polimerización.
Eliminar las lentejas de NaOH por decantación del metacrilato de metilo y dividir el
reactivo en tres tubos de ensayo de la siguiente forma:
Tubo 1 - ------------------- 8 mL
Tubo 2 - ------------------- 1 mL
Tubo 3 - ------------------- 1 mL
Al tubo 1 agregar 3 gotas de la solución iniciadora.
Al tubo 2 agregar trazas de hidroquinona.
Al tubo 3 no agregar nada.
Tapar perfectamente los tubos con papel de aluminio para evitar que entre agua
durante el calentamiento y colocarlos en un baño maría a ebullición. Cuando se observe
que en el tubo 1 se incrementa la viscosidad, retirar el tubo 1 del baño maría y agregar
3 gotas más de la solución iniciadora y dos gotas de cloroformo el calentamiento debe
ser moderado (menor ó igual a 70 °C) para evitar la formación de espuma, si se forma,
colocar el tubo en un baño de hielo. Continuar el calentamiento controlando la
temperatura del baño maría a 65 -70 °C, hasta que s olidifique el producto.
Continuar calentando los tubos durante el dos horas más, si no ha solidificado durante
éste tiempo, guardar los tubos hasta la próxima sesión de laboratorio.
ACTIVIDADES
Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados
obtenidos, discute y concluye.
EDICIÓN 2012 87
RÁCTICA 9
SÍNTESIS DE COLORANTES AZOICOS
ORANGE II, SUDAN I Y ROJO PARA
OBJETIVOS.
1. Efectuar la síntesis de colorantes azoicos.
2. Comprobar el efecto batocrómico en una serie de colorantes.
3. Comprobar que el grupo cromóforo principal de un compuesto es el responsable
de su color.
INTRODUCCIÓN.
Los colorantes Orange II, Sudán I y Rojo para, son colorantes sintéticos de tipo azoico.
La fórmula general de este tipo de colorantes es Ar-N=N-Ar, cuyo cromóforo principal es
el grupo azo -N=N- que imparte un color brillante a estos compuestos.
La síntesis de estos colorantes comprende una primera etapa de diazoación, que es la
formación de la sal de diazonio y una segunda etapa de copulación con compuestos
aromáticos, cuya característica es tener grupos donadores de electrones como -OH, -
NH2, -NHR, etc. En el proceso de copulación se obtiene fenol como producto
secundario, debido a la reacción de la sal de diazonio con agua, por lo cual deben
elegirse condiciones que permitan que la copulación proceda con la mayor rapidez
posible.
Algunos colorantes azoicos pueden utilizarse como indicadores, ya que cambian de
coloración al variar el pH.
EDICIÓN 2012 88
NH3
SO3
N2Cl
SO3H
OH
NNO3S
HO
NaNO2/HCl
0-5º C
Ac. SulfanílicoP.M.= 173.8 g/molP.f. = 288ºC / 1 atm.Soluble en éter y benceno
Orange IIP.M. 311 g/ molSoluble en étery benceno
NaOH
NH2
NO2
N2Cl
NO2
OH
NN
HO
O2NNaNO2/HCl
0-5º C
p-NitroanilinaP.M. 138.1 g/molP.f. 198ºC / 1 atmSoluble en etanol y benceno
Rojo paraIP.M. 110 g/ molSoluble en étery benceno
NaOH
REACCIONES.
DIAZOACIÓN COPULACIÓN
MECANISMO
El mecanismo de reacción para la síntesis de los colorantes azoicos indicados, se
ejemplificará con el mecanismo de obtención de Orange II.
El ácido sulfanílico es una sal interna, por lo que el primer paso es generar la amina
libre con NaOH (A). La diazoación comprende como primera etapa, generar ácido
nitroso (B) por medio de la reacción entre nitrito de sodio y ácido clorhídrico; el ácido
nitroso, reactivo muy inestable, produce en medio ácido el intermediario (C), el cual
libera una molécula de agua, más el electrófilo NO+ (D), que reacciona con el grupo
EDICIÓN 2012 89
amino produciendo (E); éste por reacciones de intercambio protónico origina (F), que
por ruptura heterolítica del enlace nitrógeno-oxígeno, libera una molécula de agua para
dar lugar a la sal de diazonio (G).
El ión aril diazonio formado (G), actúa como un electrófilo y reacciona a través de una
reacción de sustitución electrofílica aromática con el β−naftóxido en posición 1,
formando el compuesto azo (H).
¨ ¨
N O
H H O N O H O
NH 2
- O 3 S
N
- O 3 S
N=O
H H
2)
N
- O 3 S
+
N
H
NaCl
OH
NaNO 2 HCl HNO 2
B
N
- O 3 S
+ N=O
N
H
H +
O
+
B
+
H
H
H 2 O
C D
3)
N 2 + Cl -
- O 3 S
+ N=O +
N 2 + Cl -
- O 3 S
H +
F
D
O - Na +
H +
N - O 3 S
-H 2 O
N
E
G
Na+O -
G H
4)
5)
+
A
¨
¨ ¨
N +
H
3
- O 3 S
NH 2
- O 3 S
+ NaOH 1)
A
¨ ¨
EDICIÓN 2012 90
MATERIAL REACTIVOS Agitador Ac. sulfanílico 1.7 g Baño María. Anilina 2.5 mL Capilar Ac. Acético 20 mL Embudo de vidrio Etanol 14 mL Matraz Erlenmeyer de 125 mL p- Nitroanilina 1.4 g 1 vaso de precipitados de 600 mL Ac. Clorhídrico 20.5 mL 3 Vasos de precipitados de 200 mL Carbonato de sodio 0.5 g 2 Vasos de precipitados de 150 mL Estaño 0.5 g 4 Vasos de precipitados de 100 mL Hidróxido de sodio 4.5 g Mechero Nitrito de sodio 3.4 g Papel filtro β- naftol 2.1 g Probeta Refrigerante de agua 14/23 Termómetro 4 Tubos de ensayo
PARTE EXPERIMENTAL. (Efectuar todas las síntesis en la campana )
ORANGE II.
- DIAZOACIÓN
1. En un vaso de precipitados de 200 mL preparar una solución de 1.2 g (0.08
moles) de beta-naftol y 1.8 g (0.4 moles) de hidróxido de sodio en 10 mL de
agua; calentar hasta disolución y enfriar a 5 ºC, agregando hielo.
2. En un vaso de precipitados de 150 mL, colocar 1.7 g (0.009 moles) de ácido
sulfanílico y agregar una solución que contenga 0.45 g (0.004 moles) de
carbonato de sodio en 8 mL de agua.
3. Calentar con agitación hasta disolución del ácido sulfanílico y enfriar en un baño
de hielo a 5 ºC.
4. Preparar en un tubo de ensayo una solución de 0.6 g (0.008 moles) de nitrito de
sodio en 1.7 mL de agua y adicionarla a la solución anterior.
5. Mezclar la solución resultante con agitación lenta y verterla en un vaso que
contenga 1.7 mL (0.04 moles) de HCl (líquido altamente corrosivo); mantener la
temperatura entre 0 y 5 ºC
EDICIÓN 2012 91
6. Colocar esta solución que contiene el sulfonato de p-bencendiazonio en un baño
de hielo y agitar por espacio de 15 a 20 minutos.
- COPULACIÓN
7. Sumergir el naftóxido de sodio en un baño de hielo y agregar la sal de diazonio
lentamente y con agitación; mantener en hielo la mezcla de reacción durante 30
minutos.
- SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN.
8. Separar el producto por filtración al vacío y recristalizar de agua caliente
SUDAN I
- DIAZOACIÓN
1. En un vaso de precipitados de 100 mL preparar una solución de 0.4 g (0.02
moles) de beta-naftol en 22.5 mL de hidróxido de sodio al 10% y enfriar a 5 ºC.
2. Colocar 8 mL de agua en un vaso de precipitados de 200 mL, sumergir en un
baño de hielo y agregar lentamente y con cuidado 8 mL (0.23 moles) de HCl
concentrado y 2.5 mL (0.27 moles) de anilina (líquido carcinogénico) (solución
A).
3. Por separado preparar en un vaso de 100 mL, una solución de 2 g (0.02 moles)
de nitrito de sodio en 10 mL de agua; sumergir en un baño de hielo (solución B)
4. Agregar la solución (B) lentamente y con agitación a la solución (A),
manteniendo la temperatura entre 0 y 5 ºC.
- COPULACIÓN
5. Agregar la solución del naftóxido a la sal de diazonio lentamente y con agitación.
Dejar en reposo 30 minutos con agitación ocasional.
EDICIÓN 2012 92
- SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN.
6. Filtrar al vacío el colorante formado, lavar con agua fría y recristalizar de ácido
acético glacial; filtrar y lavar con 5 mL de etanol.
ROJO PARA.
- DIAZOACIÓN
1. Previamente preparar en un vaso de precipitados de 100 mL., una solución que
contenga 0.2 g (0.005 moles) de NaOH y 0.5 g (0.003 moles) de β-naftol en
40 mL de agua caliente, seguir este orden; enfriar con hielo por 5 minutos con
agitación constante (solución A).
2. En un vaso de precipitados de 100 mL, colocar 1.4 g (0.010 moles) de p-nitro-
anilina.
3. Agregar lentamente una solución que contenga 4 mL de HCl concentrado (0.119
moles) en 3 mL de agua y calentar hasta disolución.
4. Agregar lentamente y con cuidado 1.0 mL (0.02 moles) de HCl concentrado y
hielo.
5. Agitar la mezcla vigorosamente hasta obtener una suspensión fina de cristales
de la sal, enfriar entre 0 y 5ºC y agregar rápidamente una solución fría de 0.8 g
(0.011 moles) de nitrito de sodio en 3 mL de agua.
6. Agitar la mezcla anterior por 3 minutos hasta que la sal de la amina se disuelva y
dejar 2 minutos más, para que la diazoación sea completada (solución B)
- COPULACIÓN
7. Agregar rápidamente y con agitación vigorosa la solución A a la sal de diazonio
(solución B); enseguida agregar 1 mL (0.02 moles) de ácido clorhídrico
concentrado a temperatura de 30 ºC en baño de agua y agitar por 30 minutos.
EDICIÓN 2012 93
- SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN.
8. Filtrar el colorante al vacío y lavar con 40 mL de agua y recristalizar con agua
caliente.
IDENTIFICACIÓN DE LOS PRODUCTOS
1. Poder Indicador
a) En dos tubos de ensayo (A y B), colocar 0.01 g de Orange II en 1 mL de etanol.
b) Agregar al tubo A, 5 gotas de hidróxido de sodio al 10% y al tubo B, 5 gotas de
ácido clorhídrico concentrado.
c) Agitar, observar y concluir.
2. Efecto Batocrómico.
♦ Disolver cada colorante en etanol; leer al espectrofotómetro en la región visible,
hacer la gráfica y concluir.
3. Desaparición del cromóforo principal.
a) En un matraz Erlenmeyer de 125 mL. colocar 0.5 g de Sudán I, en 10 mL de
ácido acético.
b) Agregar 0.5 g de estaño granulado y 4.5 mL de ácido clorhídrico concentrado.
c) Calentar a reflujo unos minutos.
d) Observar y concluir.
4. Cromatografía en capa fina.
a) En una cromatoplaca, aplicar muestras de cada colorante.
b) Desarrollar el cromatograma en etanol.
c) Calcular Rf y concluir.
EDICIÓN 2012 94
Enfriar y mantener en bañode hielo a 5 ºC
PRODUCTO A
OH
+ Na0H 10 %∆ hasta disolución
O-Na+
SO3H
H2N
NaCO3H2O
∆ hasta disolución
Enfriar en bañode hielo a 5 ºC
HCl, hielo y mantenerla temperatura 0-5 ºC
Colocar en un baño dehielo y agitar 15-20 min.
SO3H
-Cl+N2
NaNO2H2O
PRODUCTO B
Agregar B lentamente a A con agitación
Mantener sumergido en baño de hielo 30'
Recristalizar de agua caliente
Filtrar avacío
Cristales de Orange II
+ Na0H 10 %
OH
O-Na+
PRODUCTO A
∆ hasta disolución
Enfriar y mantener en baño de hielo a 5 ºC
DIAGRAMA DE FLUJO
SÍNTESIS DE COLORANTES AZOICOS
ORANGE II
I) FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO
II) DIAZOACIÓN DE ÁCIDO SULFANÍLICO
III) REACCIÓN DE COPULACION
SUDÁN I
I. FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO
EDICIÓN 2012 95
NH2Enfriar en bañode hielo a 5 ºC
NaNO2H2O
HCl, hielo y mantenerla temperatura 0-5 ºC
Adicionaragua
Colocar en un baño dehielo y agitar 15-20 min.
N2+Cl-
PRODUCTO C
Agregar C lentamente a A con agitación
Mantener sumergido en baño de hielo 30'
Recristalizar de AcOH glacial
Filtrar avacío
Cristales de Sudan I
Lavar con agua
Enfriar y mantener en bañode hielo a 5 ºC
PRODUCTO A
OH
+ Na0H 10 %∆ hasta disolución
O-Na+
NH2Adicionaragua
O2N
NaNO2H2O
Colocar en un baño dehielo y reposar 2 min.
∆ hasta disolución
N2+Cl-
HCl, hielo y mantenerla temperatura 0-5 ºC
O2N
PRODUCTO D
Agitarpor 3 '
II. DIAZOACIÓN DE ANILINA
III. REACCIÓN DE COPULACIÓN
ROJO PARA
I. FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO
II. DIAZOACION DE p-NITROANILINA
EDICIÓN 2012 96
Lavar con agua
Agregar D lentamente a A con agitación
Agitar sumergido en baño a 30 ºC durante 30 min.'
Recristalizar de agua caliente
Filtrar avacío
Cristales de Rojo para
III. REACCIÓN DE COPULACIÓN
ACTIVIDADES
Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados
obtenidos, discute y concluye.
EDICIÓN 2012 97
PRÁCTICA 10
I SÍNTESIS DE FENOLFTALEÍNA
II TINCIÓN DE DIFERENTES FIBRAS
OBJETIVOS
1. Sintetizar un colorante del tipo de las ftaleínas.
2. Evidenciar su uso como indicador ácido-base.
3. Efectuar tinciones directas y tinciones en las que se emplean diferentes
mordentes.
4. Relacionar la estructura de algunos colorantes, con la de diferentes fibras en el
proceso de tinción.
ANTECEDENTES
Formula de Fenolftaleína:
La fenolftaleína es un colorante que pertenece al grupo de las ftaleínas, siendo un
derivado del trifenilmetano.
La fenolftaleína se obtiene por una reacción de acilación especial de Friedel-Crafts,
utilizando dos moles de fenol y uno de anhidrido ftálico; la reacción es catalizada con
ácido sulfúrico.
Los principales usos de la fenolftaleína son:
EDICIÓN 2012 98
1. Como indicador ácido-base, lo cual se debe a que a un pH inferior a 8.5, la
fenolftaleína es un compuesto incoloro; a un pH mayor de 9 presenta un color
rosa o violeta intenso y a un pH fuertemente básico, vuelve a ser incolora.
2. Como ingrediente activo de algunos laxantes.
La fenolftaleína fue el primer indicador sintetizado, Baeyer la obtuvo condensando el
anhídrido del ácido ftálico (ortobencenodicarboxílico), con fenol, en 1871. A partir de ahí
se han sintetizado muchos indicadores
La fenolftaleína no es soluble en agua por lo que se disuelve en alcohol para su uso
como indicador. Es un ácido débil que pierde protones en solución. La molécula de
fenolftaleína es incolora, en cambio, el anión derivado de la fenolftaleína es de color
rosa o violeta, este anión se forma cuando ésta se encuentra en presencia de una base.
Tinción:
La tinción es un proceso por el cual un colorante se fija fuertemente a una determinada
fibra. Para que un colorante se pueda emplear en el proceso de tinción, debe tener la
propiedad de permanecer fijo a la fibra después de lavado y no decolorarse al
exponerlo a la luz.
El mecanismo por el cual un colorante se une a la fibra, depende de la estructura del
colorante y de la estructura de la fibra.
Existen diferentes tipos de tinciones, éstas pueden ser:
a) Tinción directa
b) Tinciones con formación del colorante (colorante al hielo sobre la fibra).
c) Tinción a la tina.
d) Tinción con mordente.
Las tinciones directas y a la tina son muy parecidas en el método directo. Se introduce
la fibra directamente al tinte y a la tina se ponen el colorante en un medio dispersante
en el que se sumerge la tela.
Algunas materias colorantes azoicas (llamadas colorantes al hielo) suelen presentarse
en forma de mezclas de una sal de diazonio estabilizada y de un copulante y crean la
materia colorante azoica insoluble sobre la propia fibra.
EDICIÓN 2012 99
La mayoría de los tintes naturales requieren de ciertos fijadores o asistentes para poder
teñir, estas substancias se denominan mordentes. El término mordente es aplicado a
cualquier substancia de origen natural o sintético que sirve para fijar el colorante en la
fibra. Antiguamente se empleaban productos naturales como cenizas, hojas de
aguacate, corteza de nogal, guamuchil, etcétera. Hoy en día el empleo de mordientes
son de origen químico, la mayoría son sales metálicas como aluminio, cobre y estaño.
Las cuales se disuelven en agua caliente separando el metal de la sal para
posteriormente unirse a la fibra para fijar el tinte.
El mordentado puede realizarse antes o después del teñido e implica generalmente
agregar el mordiente en agua caliente junto con la fibra que puede estar o no teñida.
REACCIÓN.
O
O
O
OH
O
O
OHOH
+H2SO4
2
MECANISMO.
El mecanismo para la obtención de fenolftaleína, comprende una acilación tipo Friedel-
Crafts.
La primera etapa es una reacción ácido base entre el carbonilo del anhidrido ftálico y el
ácido sulfúrico, originándose el carbocatión (A), que actúa como electrófilo en una
reacción de sustitución electrofilica aromática (SEA) con el fenol, originándose (B).
La siguiente etapa es otra reacción ácido-base entre el intermediario (B) y el ácido,
produciendo el ión oxonio con estructura(C), de la cual se libera una molécula de agua
con la formación de la estructura (D), cuyo carbocatión reacciona nuevamente con otra
molécula de fenol por un mecanismo SEA, originando el producto (E) que es la
fenolftaleína en forma leuco.
EDICIÓN 2012 100
O
O
O
O
O+-H
O
O
OH
O
OH
O
O
HO
O
O
H2O
O
O
HO
H+
O
O
AB
OHHO
CD
OH
OHOH
+
-H2O+
E
H+
PROPIEDADES:
PROPIEDADES FISICAS
ANHIDRIDO FTÁLICO FENOL FENOLFTALEINA
Peso molecular (g/mol)
148.1 94.1 318
Punto de fusión (°C)
130.8 40.8 229
Densidad (g/mL)
1.53 1.07
Solubilidad etanol Etanol, cloroformo etanol
Toxicidad Irritante del sistema respiratorio, piel y
ojos.
Usa guantes
Quemaduras en piel
Irritante del sistema
respiratorio y ojos
En caso de ingestión es laxante
EDICIÓN 2012 101
Material por equipo:
Deberás traer telas para teñir:
Tela de algodón sin teñir, de preferencia manta, ya que tampoco está
blanqueada
Tela de lana sin teñir, puede ser lana de color claro.
Tela de poliéster de color blanco
1 Refrigerante 14/23 1 Vaso de precipitados de 500 mL 1 Agitador 1 Vaso de precipitados de 250 mL 1 Embudo de vidrio 1 Vaso de precipitados de 150 mL 1 Matraz balón de 250 mL14/23 1 Baño María 1 Probeta de 100 Ml 2 Papel filtro 2 Tubos de ensayo 1 Porta termómetro 1 Soporte universal 1 Termómetro 1 Anillo metálico 1 Pinzas de nuez 1 Mechero 1 Pinzas de tres dedos
Material por sección
3 Vaso de precipitados 500 mL 2 Vaso de precipitados 250 mL
Reactivos por equipo:
Fenol 1 g Ácido Clorhídrico 10% 1 mL Anhídrido Ftálico 1.2 g Ácido Sulfúrico concentrado 1 mL Etanol 10 mL Hidróxido de sodio al 10% 1 mL Etanol al 50% 4 mL Bicarbonato de sodio al 10% 30 mL Ácido Pícrico 0.5 g Sulfato de cobre 0.1M 10 mL Orange II 0.3 g Cloruro férrico 0.1M 10 mL Rojo para 0.3 g Carbón activado 1 g Sudán I 0.3 g Aceite*
* Utiliza el aceite de tus prácticas anteriores
EDICIÓN 2012 102
PARTE EXPERIMENTAL.
FENOLFTALEÍNA
SÍNTESIS
1. En un matraz balón de 250 mL, colocar 1 g de anhídrido ftálico y 1.2 g de fenol
2. Adicionar lentamente y con agitación 0.5 mL de ácido sulfúrico concentrado.
3. Adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar en baño de aceite a una
temperatura de 140ºC por 50 minutos.
SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN
4. Transferir la mezcla de reacción a un vaso de precipitados de 500 mL, adicionar 100
mL de agua y evaporar a un volumen de 40 mL.
5. Enfriar y filtrar el precipitado; transferir éste a un vaso de precipitados, adicionando
15 mL de solución de bicarbonato de sodio al 10% y agitar por 5 minutos.
6. Filtrar y lavar con 20 mL de agua fría.
7. Recristalizar de etanol-agua.
8. En caso de que el producto quede obscuro, recristalizar con carbón activado y lavar
con 10 mL de solución de bicarbonato de sodio al 10%.
IDENTIFICACIÓN.
Disuelva algunos cristales de fenolftaleína en 2 mL de la solución de etanol al 50%, ésta
será la solución “A”
a) A la solución “A” adicionar unas gotas de hidróxido de sodio al 10%, observar.
b) A la solución anterior adicionar unas gotas de ácido clorhídrico al 10%, observar.
EDICIÓN 2012 103
TINCIONES. (Preparar una solución para toda la sección).
TINCIÓN DIRECTA.
CON ÁCIDO PÍCRICO.
1. En un vaso de precipitados de 150 mL, disolver 0.5 g de ácido pícrico en 50 mL de
agua.
2. Agregar 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado y calentar a ebullición en Baño
María.
3. Sumergir una pequeña pieza de lana, algodón y poliéster y presionar con un
agitador de vidrio.
4. Después de 10 minutos sacar las telas con un agitador y presionar sobre un papel
blanco.
5. Pasar cada tela a un vaso de precipitados que contenga 50 mL de agua; lavar las
veces que sea necesario hasta que el agua esté clara.
6. Observar y concluir.
CON COLORANTES AZOICOS (ORANGE II, SUDAN I Y ROJO PARA).
1. En cada uno de 3 vasos de precipitados, colocar 0.1 g de un colorante azoico.
2. Agregar 100 mL de agua y calentar a Baño María.
3. Sumergir una pequeña pieza de lana, algodón y poliéster y presionar con un
agitador de vidrio.
4. Después de 20 minutos, sacar las muestras y pasar cada una a un vaso con agua
caliente.
5. Lavar hasta que el agua esté clara.
6. Observar y concluir.
EDICIÓN 2012 104
TINCIONES CON MORDENTE.
a) Con cobre: En tres vasos de precipitados, colocar por separado 0.1 g de los
colorantes azoicos en 50 mL de agua, agregar 25 mL de solución de sulfato cúprico 0.1
M (mordente), calentar en baño María por 15 minutos, remover las muestras y lavar con
agua caliente. Observar y concluir.
b) Con fierro: Efectuar el procedimiento anterior empleando 25 mL de solución de
cloruro férrico 0.1 M (mordente). Observar y concluir.
c) Efectuar las tinciones con cobre y fierro como mordentes, como en a) y b),
empleando 0.1 g de ácido pícrico como colorante. Observar y concluir.
PEGAR LAS TELAS TEÑIDAS EN LA TABLA QUE SE ENCUENTR A AL FINAL DE
LA PRÁCTICA.
DIAGRAMA DE FLUJO
SÍNTESIS DE FENOLFTALEÍNA
Reflujar a 140°C por 45minutos
Anhídrido ftálico + fenol+ ácido sulfúrico
Adicionar 100mL de agua
Evaporar hasta un volumen de 40 mL
EnfriarFiltrarAdicionar NaHCO3
Agitar5 min.
Lavar con agua fría
FENOLFTALEÍNA
EDICIÓN 2012 105
DIAGRAMA DE FLUJO
T I N C I O N E S
D I R E C T A
a) Ácido pícrico:
OH
NO2O2N
NO2
+H2O
H2SO4 concentrado
Calentar en Baño María
Sumergir la lana, algodón y poliéster
Pasados 10' colocar lastelas sobre papel blanco
Lavar cada tela hasta que el agua esté clara
Observa ypega las telas en la tabla
b) Colorantes azoicos:
Sudan I + H2O
Rojo para + H2O
Orange II + H2O
Calentar en Baño María
Sumergir la lana, algodón y poliéster
Pasados 20' colocar lastelas sobre papel blanco
Lavar cada tela hasta que el agua esté clara
Observa ypega las telas en la tabla
c) Tinción con mordente:
Sudan I + H2O
Rojo para + H2O
Orange II + H2O
Sol. CuSO4 0.1M
Sol. FeCl3 0.1M
Sumergir la lana, algodón y poliéster
Calentar en Baño María
Ácido pícrico + H2O
Lavar con agua caliente
Lavar cada tela hasta que el agua esté clara
Observa ypega las telas en la tabla
EDICIÓN 2012 106
RESULTADOS TINCIÓN DIRECTA
ÁCIDO PÍCRICO ORANGE II SUDAN I ROJO PARA
LANA
ALGODÓN
POLIESTER
TINCIÓN CON MORDENTE Cu SO4 0.1 M
ÁCIDO PÍCRICO ORANGE II SUDAN I ROJO PARA
LANA
ALGODÓN
POLIESTER
EDICIÓN 2012 107
TINCIÓN CON MORDENTE FeCl3 0.1 M
ÁCIDO PÍCRICO ORANGE II SUDAN I ROJO PARA
LANA
ALGODÓN
POLIESTER
EDICIÓN 2012 108
CUESTIONARIO:
1. Investiga ¿qué función tiene el ácido sulfúrico en la síntesis de fenolftaleína?.
2. Por medio de reacciones, indica los resultados esperados en la identificación de
fenolftaleína.
3. Investiga las fórmulas ó estructuras de las siguientes fibras: seda, algodón, lana,
acetato de celulosa, nylon, dacrón, y orlón.
4. Investiga la toxicidad de los colorantes que empleaste y haz una reflexión sobre qué
tan contaminantes son, principalmente para los cuerpos de agua.
5. Cómo crees qué te puede servir en tu carrera lo que realizaste en esta práctica.
EDICIÓN 2012 109
BIBLIOGRAFIA 1. Adams, Johnson. J.R. y Wilcox, CH. F., Jr. Laboratory experiments in organic
chemistry. New York. McMillan, 1970. 2. Brewster, R.Q. Vanderwerf, C.A. y Mc Ewen, W.E. curso Práctico de Química.
México, Alhambra. 1995. 3. Cremlyn, R.J.W. y Shill, R.H. Named and miscellaneus reactions in practical Organic
Chemistry. London, Heinemann Educational Books. 1967. 4. Domínguez, X.A. Química Orgánica Experimental. México, Limusa, 1986. 5. Durst y Gokerl. Experimental Organic Chemistry. New York. McGraw-Hill, 1980 6. Fessenden, R.J. y Fessenden, J.S. Techniques and experiments for Organic
Chemistry. Boston, Mass. P.W.S. Publishers, 1983. 7. Handbook of Chemistry and Physics. Edit Robert C. Weast 55a ed. C. Clevelan,
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Techniques a Contemporary Approach Philadelphia. W.B. Saunders, 1976. 11. Shriner, R. L. C. Fuson y D. Y. Curtin. Identificación Sistemática de Compuestos
Orgánicos, Limusa Wiley y Sons, New York, 1966. 12. Vogel, A.I. A tex book to practical. Organic Chemistry, 3a. ed. New York, Wiley.
Interscience. 1980. 13. H.T. Clarke, Org. Syn. Coll. Y, 87, 2nd Edition, J. Wiley & Sons Inc., Edited by. H.
Gillman. 14. D.A.Ballard, W.M. Dhen, Org. Syn Vol. Coll. 1, 89 2nd. Edition J. Wiley & Sons: N.
Y., Edited by H. Gillman.
EDICIÓN 2012 110
PRACTICA 11
ESTUDIO ESPECTROFOTOMÉTRICO DE LA CINÉTICA DE UNA
REACCIÓN
OBJETIVO.
• Aplicar la espectrofotometría para obtener rápidamente los datos cinéticos de
una reacción química biomolecular.
INTRODUCCION.
La reacción por estudiar es la que ocurre entre el verde brillante y el ion hidróxido. Uno
de los reactantes, el verde brillante, es altamente coloreado y los productos de la
reacción son incoloros.
De tal forma que por medición de la perdida de la intensidad de color después de
diferentes intervalos de tiempo, la constante de velocidad puede ser evaluada
directamente de las lecturas de absorbancia tomadas con un espectrofotómetro a 625
nm.
PARTE EXPERIMENTAL.
Se diluyen 10 mL de la solución del colorante a 50 mL con agua, en una probeta. Por
separado, se diluyen 4 mL de la solución de NaOH a 50 mL, en otra probeta de 50 mL
con agua. Al mezclarse simultáneamente las dos soluciones dentro de un matraz, se
acciona un cronometro, se llena la celda del espectrofotómetro con la mezcla de
reacción y se toman lecturas de la absorbancia a 625 nm en intervalos de 3 ó 4
minutos, hasta reunir 8 lecturas. Se determina por otra parte, la absorbancia de 10 mL
de la solución del colorante diluido a 100 mL con agua, este valor será designada como
[A]0.
Se repite el estudio cinético como se ha descrito, pero usando ahora 10 mL de
colorante y 8 mL de solución de NaOH. Esta variación es necesaria para calcular el
orden de reacción.
EDICIÓN 2012 111
CALCULOS.
La técnica empleada en este estudio cinético se conoce como técnica de inundación. La
concentración del colorante es aproximadamente 1 X 10-5 M, mientras que la del ion
hidróxido es 4 -8 X 10-3 M. por lo tanto, cuando el colorante ha reaccionado, la
concentración del NaOH permanece virtualmente constante.
La forma general para la velocidad de reacción está dada por:
-d [colorante]
= k [-OH]m [colorante] N (1)
dT
Pero en las condiciones de inundación:
[-OH]0 >> [colorante] 0 (2)
Lo que ocasiona una pseudo velocidad de reacción.
-d [colorante]
= K i [colorante] N (3)
dT
Donde:
K I = k [-OH]m
(4)
El problema se concentra en determinar N, m y k. la suma de m + N da el orden de
reacción total.
Integrando la ecuación (3) suponiendo N = 1, se obtiene:
[colorante] 0 1
log = Kit (5)
[colorante] t 2.3
Donde:
[Colorante]0 = concentración del colorante inicial
[Colorante]t = concentración del colorante después de t minutos
EDICIÓN 2012 112
Como la curva de calibración A vs concentración de colorante lineal (se puede hacer la
comprobación construyendo una curva de calibración con 2, 4, 6, 8 y 10 mL de la
solución del colorante en 100 mL de agua), se tiene que:
[A]0 E1 [colorante] 0
= (6)
[A]t E1 [colorante] t
Sustituyendo (6) en (5), se obtiene:
1
Log [ A]t = Log [ A]0 - (Kit) (t)
2.3
Lo que muestra que la grafica log de [A]t vs t debe ser una línea recta con pendiente –
1/ 2.3 Ki
Se construye esa grafica con los datos experimentales obtenidos en la primera
experimentación. Si no resulta una grafica lineal, indica que N es diferente de 1, por lo
que deberá suponerse que N = 2 y la ecuación (3) deberá integrarse. Continuar hasta
obtener el valor de N.
Después que se determine N, se debe determinar el valor de m. la ecuación (4) es
requerida, comparando las dos experimentaciones (a [-OH] = 4 X 10-3 M y a [-OH] = 8 X
10-3 M) se obtiene:
Ki ’ k [-OH] ‘ m [-OH] ‘ m
= =
Ki ’ ’ k [-OH] ‘ ‘ m [-OH] ‘ ‘
Donde m puede ser calculada y después k.
REPORTAR.
Las tabulares experimentales, las graficas, los valores de N, m, k y el orden total de la
reacción.
BIBLIOGRAFIA.
Corsaro, Gerald, A colorimetric Chemical Kinetics Experiment, J. Chemical Education
41/1/64
EDICIÓN 2012 113
FICHA DE EVALUACIÓN FINAL DE LABORATORIO
DE QUÍMICA BIOORGÁNICA
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
* Si la calificación es reprobatoria, anotar si es por inasistencias ó por examen.
NOMBRE DEL ALUMNO _____________________________________________
GRUPO____________ TURNO____________
SEMESTRE ENERO-JULIO ( ) AGOSTO-DICIEMBRE ( ) AÑO_________
CALIFICACIÓN ORDINARIA DE LABORATORIO*
_________________________________ LETRA NÚMERO
FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO_______________________ _____
NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR________________________ ______
CALIFICACIÓN EXTRAORDINARIO DE LABORATORIO* FECHA__________
_________________________________ LETRA NÚMERO
FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO_______________________ _____
NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR________________________ ______
CALIFICACIÓN ETS DE LABORATORIO* FECHA_____________
_________________________________ LETRA NÚMERO
FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO_______________________ _____
NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR________________________ ______