UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA
Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el
crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo.
AUTOR: Br. ROSA ANGELICA PORTAL PRETEL
ASESOR: DRA. BERTHA SORIANO BERNILLA
TRUJILLO – PERÚ
2015
TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO PROFESIONAL DE
BIÓLOGO - MICROBIÓLOGO
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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
QUE OTORGAN EL TITULO PROFESIONAL DE
BIÓLOGO – MICROBIÓLOGO
Dr. Orlando Gonzáles Nieves
RECTOR DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
Dr. Rubén Vera Véliz
VICERRECTOR ACADÉMICO
Dr. Steban Alejandro Ilich Zerpa
SECRETARIO GENERAL DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dr. José Mostacero León
DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dr. William Zelada Estraver
SECRETARIO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Dra. Bertha Soriano Bernilla
DIRECTORA DE ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA
Y PARASITOLOGÍA.
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PRESENTACIÓN
Señores Miembros del Jurado:
En cumplimiento con las disposiciones establecidas en el Reglamento de Grados y
Títulos de la Escuela Académico Profesional de Microbiología y Parasitología de la
Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, pongo a vuestra
consideración y criterio el presente trabajo de tesis titulado:
Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el
crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de
campo, con el cual pretendo obtener el Título Profesional de Biólogo Microbiólogo.
Trujillo, Mayo del 2015
Br. Rosa Angélica Portal Pretel
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MIEMBROS DEL JURADO
Los suscritos, miembros del jurado, declaran que la presente tesis ha sido ejecutada en
concordancia con las normas de la Escuela Académico Profesional de Microbiología y
Parasitología de la Universidad Nacional de Trujillo.
_________________________________
Ms. C. Juan Wilson Krugg
PRESIDENTE
_________________________________
Dra. Bertha Soriano Bernilla
SECRETARIA
_________________________________
Ms. C. Eduardo Muñoz Ganoza
VOCAL
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APROBACIÓN
Los profesores que suscriben, miembros del Jurado Examinador, declaran que el
presente Informe de Tesis titulado: Efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y
Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis
peruviana “aguaymanto” a nivel de campo, ha cumplido con los requisitos formales y
fundamentales, siendo APROBADO por UNANIMIDAD.
_________________________________
Ms. C. Juan Wilson Krugg
PRESIDENTE
_________________________________
Dra. Bertha Soriano Bernilla
SECRETARIA
_________________________________
Ms. C. Eduardo Muñoz Ganoza
VOCAL
DE LA ASESORA
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La que suscribe, Dra. Bertha Soriano Bernilla, asesora de la tesis titulada: Efecto
de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento
radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo
CERTIFICA:
Que ha sido desarrollada, de acuerdo al reglamento establecido por la Facultad
de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, estando en conformidad con
su correspondiente proyecto, y que el informe ha sido redactado acogiendo las
observaciones y sugerencias alcanzadas.
Por lo tanto, autorizo a Rosa Angélica Portal Pretel, continuar con el trámite del
reglamento correspondiente.
Trujillo, Mayo del 2015
_________________________________
Dra. Bertha Soriano Bernilla
Asesora
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DEDICATORIA
Esta tesis se la dedico a mi Dios quién supo
guiarme por el buen camino, darme fuerzas para
seguir adelante y no desmayar en los problemas
que se presentaban, enseñándome a encarar las
adversidades sin perder nunca la dignidad ni
desfallecer en el intento.
A mi madre por su apoyo, consejos, comprensión, amor,
ayuda en los momentos difíciles, y por ayudarme con los
recursos necesarios para estudiar. Me ha dado todo lo que
soy como persona, mis valores, mis principios, mi carácter,
mi empeño, mi perseverancia, mi coraje para conseguir mis
objetivos.
A mi padre que desde cielo me ha guiado y cuidado
mis pasos, que me acompañó en todo momento y me
brindó la luz necesaria en los momentos más
difíciles
A mi hermano por la confianza que ha tenido en mí, por
estar siempre presente y acompañándome en todo
momento.
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AGRADECIMIENTO
Un especial agradecimiento a la Dra. Bertha Soriano Bernilla, por brindarme su tiempo, apoyo
y dedicación, así como las sugerencias constructivas durante el desarrollo de la presente
investigación.
A los profesores de la Escuela Académica de Microbiología y Parasitología, por su
dedicación, por transmitirnos y enseñarnos lo importante que es nuestra profesión, aportando
con un granito de arena a mi formación.
Son muchas las personas que han formado parte de mi vida profesional a las que me
encantaría agradecerles su amistad, consejos, apoyo, ánimo y compañía en los momentos más
difíciles de mi vida. Algunas están aquí conmigo y otras en mis recuerdos y en mi corazón, sin
importar en donde estén quiero darles las gracias por formar parte de mí, por todo lo que me
han brindado y por todas sus bendiciones.
Para ellos: Muchas gracias y que Dios los bendiga.
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RESUMEN
Se determinó el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-
167-01 sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de
campo en la finca Santa Lucia ubicada en el Distrito de Laredo, Provincia de Trujillo-La
Libertad, aplicándose un diseño experimental de bloques completos al azar con 4 tratamientos
y 3 repeticiones, cada bloque formado por 4 unidades experimentales (parcelas) y cada unidad
experimental a su vez por 15 plántulas de aguaymanto. Para lo cual se reactivaron los cultivos
bacterianos, R. etli en medio Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo a 28°C por
48 horas y A. chroococcum en Agar Ashby a 30°C durante 72 horas. Se efectuaron cuatro
tratamientos considerándose un grupo control (inoculación con agua destilada estéril,
inoculación simple con R. etli, inoculación simple con A. chroococcum ) y un grupo
experimental (coinoculación de ambas bacterias), aplicadas a cada una de las semillas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, las cuales fueron sembradas en bandejas de germinación, y
15 plántulas por tratamiento se trasplantaron a las parcelas distribuidas previamente al azar
dentro de cada bloque, después de 20 días de inoculadas. Se realizó la evaluación de las
plántulas de acuerdo a las variables agronómicas como: longitud del tallo, hoja, raíz y peso
seco total a los 40 y 60 días después de la inoculación, en donde se determinó que la
coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 tiene un efecto
positivo en el crecimiento aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel
de campo.
Palabras clave: Rhizobium etli, Azotobacter chroococcum, Physalis peruviana, coinoculación
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ÍNDICE
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILO…….……....…ii
AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS…………….....iii
PRESENTACIÓN……….………………….…………………………………………....iv
MIEMBROS DEL JURADO.……………………..…………...........................................v
APROBACIÓN.………………………………………………….…………...................vi
DE LA ASESORA………………………………………….………………….……….vii
DEDICATORIA………………………………………………………………………..viii
AGRADECIMIENTO………………………………………….………………………..ix
RESUMEN………………………………………………………………..……………...x
INDICE……..…………………........................................................................................xi
INTRODUCCIÓN………………………………………………………………….…….1
MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………………9
RESULTADOS……………………………………………………………….…………17
DISCUSIÓN…………………………………………………………………….………22
CONCLUSIÓN…………………………………………………………………..……...26
RECOMENDACIONES…………………………………………………….…….…….27
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………………………………………..28
ANEXOS………………………………………………………………………………...35
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I. INTRODUCCIÓN
En la actualidad el uso de los fertilizantes y agroquímicos se ha vuelto indispensable
debido a la baja fertilidad de la mayoría de los suelos para los altos rendimientos y la buena
calidad que se espera en los cultivos, por lo que al hacer un uso adecuado de ellos es
importante para una agricultura sostenible1. El empleo de estos fertilizantes y agroquímicos,
si bien es cierto, garantizan buena calidad de las posturas de la planta, pero al ser usados
indiscriminadamente llegan a generar serios problemas en el ecosistema por contaminación
del suelo, aire y causando un desequilibrio ecológico de la microflora del suelo, disminución
en la eficiencia de mineralización y humificación de la materia orgánica e incremento en la
incidencia de enfermedades radiculares, la destrucción de los controladores naturales y hasta
poner en peligro la salud humana1,2,3
.
Dentro de la aparición de nuevas tecnologías para optimizar la implantación de los
cultivos agricolas se encuentra el uso de los productos biológicos; es decir incorporar al
sistema productivo organismos seleccionados por sus funciones en diversos procesos
biológicos3, y dentro de esos productos se consideran a los PGPR que a finales de la década de
los 70, investigadores utilizaron el término PGPR (plant growth promoting rizobacterias;
rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal) para referirse a las rizobacterias que se
encuentran libres en el suelo, capaces de adaptarse, colonizar y permanecer en la rizósfera de
la planta favoreciendo el crecimiento y desarrollo de ésta con sus actividades, como:
incrementar la solubilidad de los minerales, fijar nitrógeno atmosférico, reducir patógenos de
las raíces y producir sustancias reguladoras del crecimiento4,5,6
.
Recientemente, la
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denominación se ha extendido a microorganismo PGP para incluir hongos y cualquier
organismo a fin7.
La utilización de Rhizobacterias promotoras del crecimiento vegetal, presenta una
alternativa a los fertilizantes químicos y plaguicidas. Dentro de estas bacterias benéficas de
importancia agrícola por su acción como promotoras de crecimiento de las plantas por
producir fitohormonas, disolución y mineralización de los fosfatos, fijación simbiótica y
asimbiótica del nitrógeno atmosférico y la producción de sideróforos y antibióticos, se
encuentran Rhizobium y Azotobacter 8.
En años recientes, se ha retomado el interés de utilizar bacterias promotoras de
crecimiento en la producción de cultivos, como Rhizobium, Bradyrhizobium, Azotobacter,
Azospirillum y otros8. Estas bacterias se han aplicado a semillas, tubérculos o raíz, y son
capaces de colonizar las raíces de las plantas y estimular el crecimiento y rendimiento del
cultivo. Los mecanismos del efecto de las bacterias promotoras de crecimiento no son bien
comprendidos; sin embargo, se ha sugerido un amplio rango de posibilidades que incluye
efectos directos o indirectos 9. Dentro de los mecanismos de acción directos de las PGPR
sobre las plantas, se encuentran el mejoramiento de la germinación, el desarrollo del sistema
radical, la nutrición mineral y la fitoestimulación10
.
El género Rhizobium se caracteriza por su habilidad de facilitar directa o
indirectamente el desarrollo de la raíz y del follaje de las plantas11
. Esta bacteria establece
simbiosis donde se invaden los pelos radicales e inducen la formación de nódulos, estructuras
especializadas en donde el nitrógeno molecular es reducido a amonio; la planta toma el
nitrógeno reducido y la bacteria recibe a cambio carbohidratos y otros nutrimientos. Se han
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encontrado cinco especies de Rhizobios que nodulan hortalizan: entre ellos: R.
leguminosarum, R. etli, R. tropici, R. giardinii, R. gallium12
. Asimismo, el establecimiento de
poblaciones competitivas de microorganismos promotores del crecimiento de las plantas
depende principalmente de aspectos puntuales como la colonización rizosférica de la planta,
dada por la liberación de sus exudados radicales, y la capacidad de respuesta del
microorganismo hacia la rizósfera.11
. Los rizobios son bacterias Gram-negativas, que no
forman esporas, son bacilos aerobios que miden 0.5-0.1x1.2-3.0 μm, son flagelados (1-6
flagelos) que pueden ser peritricales o subpolares. Las colonias generalmente son blancas o
color beige, circulares, convexas, semi translúcidas u opacas y mucilaginosas, que miden de 2-
4 mm de diámetro a los 3-5 días de incubación en Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de
Congo (ELMARC) 13
.
Por otro lado, el género Azotobacter tienen la capacidad de sintetizar antibióticos y
generar sustancias promotoras del crecimiento vegetal, además de fijar nitrógeno no
simbióticamente especies como: A. chroococcum y A. vinelandiison utilizadas como
bioinoculantes en suelos tropicales y alcalinos. Igualmente muchos miembros del género
Azotobacter son utilizados para producción de compuestos de interés como polisacáridos,
vitaminas y pigmentos14
. Así Azotobacter chroococcum sintetiza tiamina, ácido nicotínico,
ácido pantoténico, biótina y otras vitaminas capaces de estimular la germinación de las
semillas, el crecimiento y desarrollo de algunas especies vegetales, siempre que sea adecuada
la concentración de las bacterias en la zona de la rizosfera de las plantas 15
. Son bacterias gram
negativas, mótiles; las colonias son viscosas, convexas, lisas o arrugadas y poseen pequeñas
inclusiones granulares, el color se presenta en diferente matices de pardo, producen pigmentos
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que en ocasiones se difunden en el medio de cultivo (Agar-Asbhy) selectivo para este
género16
.
En la actualidad se están desarrollando nuevas tecnologías en manejo del cultivo,
induciendo la utilización de biofertilizantes para mejorar la productividad de los cultivos y dar
valor agregado al producto cosechado. Diversas bacterias como las del género Azotobacter y
Rhizobium son utilizadas como biofertilizantes17
. De acuerdo a esto último, el uso de
inoculantes incluye la selección y multiplicación de microorganismos benéficos para las
plantas, tanto de aquellas que la protegen del ataque de patógenos, plagas y malezas, como de
las que proporcionan nutrientes; siendo el nitrógeno de gran importancia para el desarrollo y
crecimiento del cultivo18
.
En presencia y disponibilidad de nutrientes minerales, cabe resaltar dentro de estos
últimos la participación del nitrógeno (N) al ser uno de los elementos esenciales para la vida.
El nitrógeno se encuentra en la naturaleza fundamentalmente como gas (79% de la atmósfera),
pero a pesar de su gran abundancia, de poco les sirve a las plantas y animales mientras
permanezca en la atmósfera, ya que son incapaces de fijarlo y aprovecharlo; sin embargo,
existen microorganismos que son capaces de fijar ese nitrógeno atmosférico y transformarlo
en compuestos fácilmente asimilables ya que el nitrógeno es el principal nutriente para el
crecimiento de las plantas18
. Cuando la planta tiene suficiente nitrógeno sus hojas y tallos
crecen rápidamente, en cambio la deficiencia del mismo origina la clorosis en las hojas
(amarillamiento) a partir de la base, y la falta de desarrollo y debilidad de todas las partes de la
planta. En los suelos pobres o carentes de nitrógeno los rendimientos de los cultivos son
bajos19
.
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Actualmente, toda la producción de aguaymanto en el Perú está orientada a la
exportación manteniendo una gran expectativa de crecimiento de las áreas cultivadas,
exportándose el 99 % de esta fruta a Estados Unidos que consume un 46% de lo exportado,
Canadá y Europa que adquiere un 30%. El Perú se ha convertido en uno de los líderes del
mercado mundial de aguaymanto y la región de Cajamarca se ha consolidado como la primera
región productora de aguaymanto del Perú 20
.
El aguaymanto o uchuva que pertenece a la familia solanácea y su nombre científico
más generalizado es el Physalis peruviana, presenta un valor nutricional, alto en fósforo,
hierro, carbohidratos, provitamina A, vitamina B (tiamina, niacina y vitamina B12)
y vitamina C. El contenido de proteína y fósforo, excepcionalmente altos, son indispensables
para el crecimiento, desarrollo y correcto funcionamiento de los diferentes órganos humanos,
además se ha empleado en la medicina tradicional como agente anticancerígeno, antipirético e
inmunomodulador, asimismo para el tratamiento de enfermedades como la malaria, asma,
hepatitis, dermatitis, el reumatismo y la diabetes de todo tipo21
.
Los extractos de las hojas del aguaymanto, han mostrado importantes actividades
antibióticas y antinflamatorias, se han aislado varios componentes químicos como witanolidos,
physalinas, phygrina, kaempferol y glicósidos de quercentina. Algunos de estos compuestos
tienen una fuerte actividad antioxidante y previenen el daño peroxidativo a microsomas
hepáticos y hepatocitos. Sus compuestos bioactivos principales, las physalinas, han mostrado
tener actividad anticancerígena 22
.
El aguaymanto (Physalis peruviana) es una fruta exótica, no tradicional, alternativa, de
sabor agridulce, que hoy siembran muchos de nuestros campesinos en la sierra del Perú, en
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Cusco, Huánuco, Huancavelica y sobre todo en Cajamarca, y que momentáneamente este
último departamento ocupa el primer lugar en la producción de esta fruta; produciéndose en
provincias como Hualgayoc, San Marcos, San Pablo, San Miguel y Celendín siendo este el
mayor productor20
.
Del aguaymanto conocemos muchos ecotipos y por ello sabemos que se adapta
fácilmente a muchos pisos ecológicos de los que tenemos en nuestro país, por ello también
puede producirse en la costa y en la selva. Es ideal para sembrarse en regiones ubicadas entre
1,800 y 2,800 metros sobre el nivel del mar, en lugares con alta luminosidad y temperaturas
promedio entre 13 y 18 grados centígrados; sin embargo la planta es muy susceptible a las
temperaturas inferiores a los 10 grados centígrados, a la sequía y a los vientos fuertes. La
planta de aguaymanto generalmente mide un metro de altura aunque puede alcanzar 1.8
metros, sus frutos son bayas de color que oscila entre el naranja y el amarillo y está protegido
por una envoltura natural que lo mantiene fresco, sin dañarse, incluso varias semanas después
de haber sido extraído de la planta; presenta una buena respuesta a la aplicación de
fertilizantes químicos ricos en nitrógeno y potasio como: N, P2O5 y K2O aplicándose cada 2
meses y un abonamiento con materia orgánica cada 4 meses, obteniéndose muy buenos
resultados en la calidad del fruto23
.
En investigaciones realizadas sobre bacterias promotoras de crecimiento en pimentón y
maíz se demostró que la inoculación de Rizobacterias aumentó el crecimiento y asimilación de
nitrógeno en las plantas de pimentón y maíz en condiciones de umbráculo, por lo cual podría
recomendarse como potenciales bacterias promotoras de crecimiento en este cultivo, como
alternativa para reducir el uso de fertilizantes químicos24
. Dentro de los antecedentes de
trabajos realizados con rizobacterias sobresale el señalado por el investigador Chen, en el cual
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se inocularon RPCV de Rhizobium, en un área de 3.3 millones de hectáreas en 18 provincias y
diversos cultivos, entre ellos se tenían: trigo(con un incremento en producción de 8.5- 16%),
arroz (8.1-16%), maíz (6-11%), sorgo (5-10%), papa (15-19%), algodón (6-13%), canola (11-
18%), fríjol (7-16%), remolacha azucarera (15-20%), sandía (16-18%), maní (10-15%), y
espárrago (13-35%) 25
.
En otros trabajos se analizaron los resultados de la inoculación de 8 cepas de
Azotobacter sobre los parámetros de crecimiento y desarrollo in vitro de plantas de piña
(Anana comosus ) cv Cayena lisa , durante la fase de adaptación se demostró que todas las
cepas estudiadas estimularon el crecimiento de las plantas, con valores significativamente
superiores al testigo , lo que permite acortar el periodo de adaptación de las mismas 26
.
La inoculación mixta de Bradyrhizobium o Rhizobium, en combinación con cepas de
Azotobacter y Azospirillum promotoras del crecimiento vegetal, repercute sobre la
nodulación, actividad nitrogenasa y crecimiento vegetal de las leguminosas modificando
además tanto la concentración como el contenido de nitrógeno de las plantas 27
; sin embargo,
el efecto de la coinoculación de Rhizobium etli y Azotobacter chroococcum para promover el
crecimiento de plantas como Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo no es aún
conocida, teniendo en cuenta la importancia agrícola del aguaymanto y el no existir
investigaciones científica realizadas en relación a este vegetal, es que se ha planteado la
presente investigación donde se emplea la coinoculacíon de Azotobacter chroococcum y
Rhizobium etli como una alternativa a los fertilizantes químicos y así disminuir el uso
indiscriminado de estos elementos contaminantes.
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La importancia de esta investigación radica en la necesidad de aplicar biotecnologías para
los sistemas agrícolas sin riesgos, y la utilización de inoculantes basados en microorganismos
benéficos es sin duda una opción con grandes beneficios para la interrelación entre suelo,
planta y ambiente. Por lo que el objetivo principal de este trabajo fue evaluar el efecto de la
coinoculación de Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter chroococcum sobre el crecimiento
de Physalis peruviana “aguaymanto” a nivel de campo, mediante la determinación de las
variables agronómicas como longitud del tallo, raíz, hoja y peso seco total de las plántulas.
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I. MATERIAL Y MÉTODOS
2.1 MATERIAL DE ESTUDIO
2.1.1 Rhizobium etli Rf-167-01 procedente de la colección de cepas del Laboratorio de
Microbiología Ambiental de la Universidad Nacional de Trujillo. Caracterizado
molecularmente en el Laboratorio de Ecología Microbiana y Biotecnología
Marina “Tabusso” de la Universidad Nacional Agraria La Molina.
2.1.2 Cultivo puro de Azotobacter chroococcum procedente del laboratorio de
Microbiología Ambiental de la Universidad Nacional de Trujillo.
2.1.3 360 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” adquirido en AZ Ingenieros
EIRL. Provincia Celendín - Departamento Cajamarca.
2.2 PROCEDIMIENTO
2.2.1 Reactivación y propagación de Rhizobium etli Rf-167-01.
A partir de cultivo puro de R. etli en preservación se sembró en placas Petri
conteniendo Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo (ELMARC)
(ANEXO 01), luego se procedió a incubar a 28 °C por 48 horas.
Luego de la incubación, se observaron las características macroscópicas de R. etli
(colonias blancas o color beige, circulares, convexas, semi translúcidas u opacas
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y mucilaginosas, que miden de 2-4 mm de diámetro) y se tomó una asada de la
colonia y se hizo una extensión en lámina portaobjetos para realizar la
observación microscópica y con tinción Gram para verificar su pureza (ANEXOS
02 y 03).
A partir del cultivo reactivado de R. etli se realizó la propagación en frascos
planos de vidrio estériles conteniendo Agar Extracto de Levadura Manitol
(ELMA), luego se procedió a incubar a 28 °C por 48 horas.
2.2.2 Reactivación y propagación de A. chroococcum.
A partir de cultivo puro de A. chroococcum en preservación se sembró en placas
Petri conteniendo Agar Ashby (ANEXO 04), luego se procedió a incubar a 30 °C
por 72 horas.
Luego de la incubación, se observaron las características macroscópicas de A.
chroococcum (colonias de color crema, viscosas, convexas, lisas o arrugadas,
poseen pequeñas inclusiones granulares) y se tomó una asada de la colonia y se
hizo una extensión en lámina portaobjetos para realizar la observación
microscópica con tinta china (ANEXOS 05 y 06).
A partir del cultivo reactivado de A. chroococcum se realizó la propagación en
frascos planos de vidrio estériles conteniendo Agar Ashby, luego se procedió a
incubar a 30 °C por 72 horas.
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2.2.3 Preparación del soporte para la siembra de semillas Physalis peruviana
“aguaymanto” de en las bandejas de germinación.
El soporte fue preparado en base a musgos, humus y arena estéril en la proporción
de 3:2:1 respectivamente. Luego se agregó la mezcla a cada uno de los pocillos en
la bandeja de germinación (ANEXO 07).
2.2.4 Desinfección de las semillas de Physalis peruviana “aguaymanto”
Las semillas se lavaron dos veces con agua corriente. Luego fueron desinfectadas
en alcohol al 70% por inmersión durante un minuto y se lavaron cinco veces
consecutivas con agua destilada estéril.
Seguidamente, se les agregó hipoclorito de sodio al 2.25% por 2 minutos y se
lavaron 5 veces consecutivas con agua destilada estéril; por último se les dejó
secar en condiciones de esterilidad.
2.2.5 Estandarización del inóculo de Azotobacter chroococcum y de R. etli Rf-167-
01.
A partir de los frascos de propagación de A. chroococcum se realizó una
suspensión en solución salina fisiológica estéril en un volumen de 150 mL hasta
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obtener una turbidez equivalente a la del tubo Nº 4 del Nefelómetro de Mac
Farland (12 x 108) (ANEXO 08). Al mismo tiempo, se procedió hacer diluciones
hasta 10-8
sembrándose esta última en Agar Asbhy obteniéndose un recuento de
9,4 x 108 UFC/ml. Se realizó el mismo procedimiento para R. etli con la
diferencia de que se sembró en Agar ELMARC obteniéndose un recuento de 9,6 x
108 UFC/ml.
2.2.6 Inoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 en Physalis peruviana
“aguaymanto”.
Se realizó de acuerdo al siguiente esquema de trabajo:
Grupo Control
Control 1: 90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada
una en 1ml de agua destilada estéril (ADE) durante 30 minutos, luego se
sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de 2 cm.
Control 2: 90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada
una en 1ml de la suspensión bacteriana de Azotobacter choroococcum durante 30
minutos, luego se sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de
2 cm (ANEXO 09).
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Control 3: 90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada
una en 1ml de la suspensión bacteriana de R. etli Rf-167-01 durante 30 minutos,
luego se sembraron en las bandejas de germinación a una profundidad de 2 cm
(ANEXO 09).
Grupo Experimental
90 semillas de Physalis peruviana “aguaymanto” se sumergieron cada una en 1
ml de la suspensión bacteriana formada por 0.5 ml de la suspensión de
Azotobacter choroococcum y 0.5 ml de la suspensión de R. etli Rf-167-01 durante
30 minutos, luego se sembraron en las bandejas de germinación a una
profundidad de 2 cm.
Posteriormente las bandejas fueron transportadas a un vivero cerca al campo de
cultivo, donde fueron regadas interdiario con agua de caño.
2.2.7 Preparación del campo de cultivo según el Diseño de Bloques Completos al
Azar.
El campo de cultivo está ubicado en la finca Santa Lucia en el Distrito De Laredo,
Provincia de Trujillo-La Libertad, con un área de 30 m2. Donde se removió el
suelo con la ayuda de una palana 10 días antes del trasplante; se retiraron las
malas hierbas y desechos no orgánicos, Se determinó los parámetros químicos del
suelo como: concentración de nitrógeno, fósforo y potasio, pH y materia orgánica
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en el Laboratorio de Servicios a la Comunidad e Investigación (LASACI)
(ANEXO 10).
Luego se delimitó seis bloques, cada uno de 5 metros de largo por 1 metro de
ancho (ANEXO 11). A su vez cada bloque fue dividido en cuatro parcelas
(unidades experimentales), y en cada una de ellas se hicieron tres surcos a 40 cm
de distancia (ANEXO 12). Se evaluó los tres primeros bloques a los 40 días y los
últimos tres a los 60 días después de la inoculación.
2.2.8 Trasplante y distribución de las plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto” al campo de cultivo.
Un día antes del trasplante, se hizo un riego abundante de los surcos (riego por
gravedad).
Luego de 20 días de germinación y con 4 a 5 hojas verdaderas (ANEXO 13) las
plántulas de aguaymanto fueron extraídas y trasplantadas al campo de cultivo, se
colocaron a media altura del surco (ANEXO 14). En cada una de las parcelas se
colocaron 15 plántulas, cinco por cada surco a una distancia de 20 cm entre
plántulas, una parcela (unidad experimental) para cada uno de los tratamiento y
distribuidas al azar dentro de cada bloque (ANEXO 15). Luego del trasplante se
regó en forma superficial.
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2.2.9 Evaluación del efecto de la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-
167-01 sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana
“aguaymanto” a nivel de campo.
El efecto de la coinoculación de A. chroococcum y R. etli sobre el crecimiento
vegetal de aguaymanto se determinó mediante la evaluación de las variables
agronómicas: longitud del tallo, raíz, hoja, y peso seco total de las plántulas. Para
ello, a los 40 y 60 días después de la inoculación bacteriana se cosecharon las
plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” que fueron trasplantadas en los
surcos centrales de cada parcela y se recolectaron los datos de cada una de las
variables agronómicas descritas (ANEXO 16 y 17).
Las plántulas fueron lavadas con agua corriente para eliminar los restos de suelo
presente en la raíz, se midió la longitud de tallo, la raíz y las hojas.
Posteriormente se colocaron en placas Petri y se secaron al horno a 60 °C por 72
h y se determinó el peso seco total en una balanza analítica. Los valores
obtenidos de la evaluación por unidad experimental se promediaron y se
organizaron en tablas y figuras (ANEXOS 18 – 29).
2.2.10 Análisis de datos
Los datos fueron procesados mediante la prueba de Análisis de Varianza
bifactorial (ANOVA) para determinar la diferencia significativa entre los
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tratamientos y los bloques y la prueba de comparación múltiple: Mínima
Diferencia Significativa (MDS), para determinar las diferencias significativas de
las variables agronómicas de los controles y el grupo experimental inoculados
con Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 en Physalis peruviana
“aguaymanto”a nivel de campo (ANEXOS 30-52).
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II. RESULTADOS
En la Fig. 01 muestra el promedio de la longitud del tallo de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación; donde se
observa que hay un aumento del crecimiento del tallo en las plántulas que fueron
coinoculadas con A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 con respecto a los controles.
En la Fig. 02 muestra el promedio de la longitud de la raíz de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación, donde se
aprecia un incremento del crecimiento de la raíz en las plántulas inoculadas con A.
chroococcum con respecto, a la coinoculación, y los controles.
En la Fig.03 se muestra el promedio de la longitud de hoja de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de inoculación;
apreciándose un incremento en la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01
en relación a los controles.
En la Fig.04 se muestra el promedio del peso seco total de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”, después de 40 y 60 días de la inoculación donde se muestra
un mayor incremento en la coinoculación de A. chroococcum y R. etli Rf-167-01 en
relación a los controles.
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Lon
gitu
d d
e ta
llo (
cm)
*Letras distintas indican diferencias significativas (p < 0.05)
Fig. 1: Promedio de la longitud del tallo de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”,
después de 40 y 60 días ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter
chroococcum en relación con los controles.
3.62
6.95 7.29
10.99
5.42
9.85 9.59
13.21
0.00
2.00
4.00
6.00
8.00
10.00
12.00
14.00
40 60
Agua destilada esteril
A.chroococcum
R.etli
A.chroococcum + R.etli
a1 b1 b1 c1 a* c b d
ddsddd
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N
19
8.77 9.18
14.70
16.49
10.27
11.70 12.44
14.12
0.00
2.00
4.00
6.00
8.00
10.00
12.00
14.00
16.00
18.00
40 60
A.D.E.
A. chroococcum
R.etli
A. chroococcum + R. etli
*Letras distintas indican diferencias significativas (p < 0.05)
Fig. 2: Promedio de la longitud de la raíz de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”a
los 40 y 60 días de ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter
chroococcum en relación con los controles.
Lon
gitu
d d
e la
raí
z (c
m)
a* c b d
ddsddd
a1 c1 b1 d1
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*Letras distintas indican diferencias significativas (p < 0.05)
Fig. 3: Promedio de la longitud de hoja de plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” a
los 40 y 60 días de ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter
chroococcum en relación con los controles.
4.05
5.77 5.95
8.23
4.75
7.45 7.40
9.45
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
9.00
10.00
40 60
Agua destilada esteril
A.chroococcum
R.etli
A.chroococcum + R.etli
Lon
gitu
d d
e la
ho
ja (
cm)
a* c b d
ddsddd
a1
c1 b1 d1
ddsddd
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*Letras distintas indican diferencias significativas (p < 0.05)
Fig. 4: Promedio del peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, a
los 40 y 60 días de ser coinoculadas con Rhizobium etli Rf-167-01 y Azotobacter
chroococcum en relación con los controles.
0.257
0.492 0.573
1.128
0.453
0.844
0.711
1.381
0.000
0.200
0.400
0.600
0.800
1.000
1.200
1.400
1.600
40 60
Agua destilada esteril
A.chroococcum
R.etli
A.chroococcum + R.etli
Pe
so s
eco
to
tal (
g)
a1
c1 b1 d1
ddsddd a* c b d
ddsddd
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III. DISCUSIÓN
Las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” coinoculadas con Azotobacter
chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 incrementaron significativamente (p<0.05) su
longitud de tallo y hoja (ANEXO 18-21, 30-33, 42-45) en comparación con los controles
(Figura 1 y 2). Esto se debe a que las cepas de Azotobacter y Rhizobium producen la síntesis
de sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal, tales como, vitaminas y hormonas
vegetales, cuyas principales ventajas son estimular la germinación de las semillas, acelerar el
crecimiento de las plantas especialmente en sus primeros estadios, inducir la iniciación
radicular e incrementar la formación de raíces y producir diferentes modificaciones
fisiológicas en las plantas, al intervenir en procesos de fotosíntesis y respiración28
. Además
Azotobacter chroococcum es responsable de la fijación asimbiótica de nitrógeno y la
solubilización de fosfatos, el nitrógeno y fósforo asimilado por la plántula regula la capacidad
de sintetizar proteínas, aminoácidos, enzimas, clorofila y ácidos nucleídos; éstos componentes
se movilizan rápidamente dentro de la planta hasta los meristemos apicales y laterales, y
permiten una mayor división celular y con ello un mejor crecimiento en altura de las
plántulas29, 30
.
Los resultados concuerdan con lo descrito por un investigador que reportó
incrementos en la longitud y biomasa seca de la parte aérea y radicular del fríjol caupí (Vigna
unguiculata L.) a la coinoculación de bacterias diazotróficas de los géneros Azotobacter y
Rhizobium es decir, los tratamientos coinoculados influyeron positivamente en el crecimiento
y nutrición vegetal en comparación con todos los tratamientos inoculados individualmente31
.
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En un estudio realizado en Physalis peruviana “aguaymanto”, se encontró que las
plántulas inoculadas con Azotobacter sp. fueron las que obtuvieron un mayor crecimiento, se
puede inferir que el efecto positivo de este microorganismo se debió a su capacidad para
solubilizar y mineralizar fosfatos presente en el suelo y la síntesis de hormonas vegetales
como índoles 32
.
Otras características que puedan favorecer el crecimiento de estas plántulas Physalis
peruviana “aguaymanto” por Azotobacter y Rhizobium es la producción de sidéroforos, los
que tienen alta afinidad por el hierro, convirtiéndolo en un factor limitante para grupos de
microorganismos patógenos, también producen sustancias que inducen la resistencia sistémica
en algunas plantas; jugando así un papel importante para el control biológico de algunas
enfermedades en las plantas 33,34
.
Según los resultados obtenidos, las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”
inoculadas con A. chroococcum incrementaron significativamente (p< 0.05) su longitud de
raíz (ANEXO 22-23, 34-35, 46-47) en comparación con los demás tratamientos (Figura 3).
Esto se explica porque Azotobacter chroococcum además de fijar el nitrógeno atmosférico,
favorece el desarrollo del sistema radical de la planta con la cual conviven, a través de la
producción de reguladores de crecimiento o fitohormonas 30,35
. Varios autores reportaron el
papel estimulador de A. chroococcum en el crecimiento de raíces, área foliar, altura y
desarrollo de las plántulas en general, en cultivos como café, tomate, frutales y cebolla36, 37.
El
género Azotobacter ha sido reconocido por su eficiencia en la producción de fitohormonas y
sus efectos se asocian con el crecimiento vegetal, especialmente en la estimulación de la
elongación y aumento de la zona radical. En otras investigaciones se demostró el efecto de
Azotobacter chroococcum nativo y comercial “Azotolam” en el desarrollo del cultivo de
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Allium cepa L. (cebolla amarilla dulce) en La Yarada–Tacna, al concluir que A. chroococcum
nativo y comercial produjeron respectivamente un incremento del crecimiento y desarrollo de
la raíz y el tallo de la planta de cebolla 38
. La variación de los datos obtenidos con respecto a la
longitud de la raíz de las plántulas de aguaymanto coinoculadas con Azotobacter chroococcum
y Rhizobium etli Rf-167-01 puede deberse a que si bien las fitohormonas estimulan el
desarrollo de las raíces , una producción en exceso de estos compuestos puede inhibir la
elongación en las raíces de las plantas, además se ha reportado que las concentraciones bajas
de AIA producido por bacterias puede estimular la elongación de la raíz, mientras que los altos
niveles de AIA estimula la formación de raíces laterales y adventicias39
. También se ha
mencionado que estas sustancias estimulan la aparición de raíces laterales, aumentan la
densidad y longitud de los pelos radiales, incrementando así el volumen radical; lo que
permite que el potencial de absorción de nutrientes y de agua se eleven40
.
También se ha reportado que los rizobios no solo colonizan la superficie de las raíces,
sino también las células lisadas de la corteza de la raíz y en el espacio intracelular del centro
de las células cilindro de las raíces. Estas asociaciones entre los rizobios y plantas no
leguminosas pueden mejorar el crecimiento de las plantas, aunque no se ha demostrado que
sea mediante la fijación de nitrógeno41, 42
. La colonización endófita de plantas no leguminosas
por rizobios también fue reportado por otros investigadores eso permitiría mejorar la absorción
de nutrientes necesarios para las plantas43
, varios autores han reportado los efectos positivos
de la inoculación combinada con Rhizobium - Azotobacter y otras rizobacterias estimuladoras
del crecimiento vegetal, se han demostrado que aumentan significativamente el número y peso
de nódulos, mayor fijación de nitrógeno, aumento del contenido de macronutrientes y
micronutrientes, en comparación con la inoculación individual de Rhizobium sp.44,45
. El agente
potenciador de estos beneficios ha sido correlacionado con la influencia positiva de la
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bacterias promotoras de crecimiento no simbióticas, ya que se verifican aumentos
significativos en factores de rendimiento como la acumulación de masa seca y el contenido de
nitrógeno en grano46, 47
. Esto concuerda con los resultados obtenidos en el presente trabajo
donde se evidencia el incremento significativo (p< 0.05) del peso seco total de las plántulas de
aguaymanto coinoculadas con Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01
(ANEXO 24-25, 36-37, 48-49) con respecto a los controles (Figura 4).
Para poder ejercer su efecto benéfico sobre las plantas según los resultados obtenidos
en campo (Figura 1-4), los microorganismos promotores del crecimiento deben ser capaces de
competir contra otros microorganismos presentes en la rizósfera por los nutrientes secretados
mediante la raíz y por los espacios físicos disponibles en la misma48
. Algunos autores
señalaron que la colonización de las raíces es un proceso mediante el cual las bacterias
sobreviven en la inoculación de semillas o en el suelo, se multiplican en la espermosfera en
respuesta a los exudados de semillas ricas en carbohidratos y aminoácidos, se adhieren a la
superficie de la raíz y colonizan el sistema de raíz en desarrollo. Por lo tanto las rizobacterias
son eficientes competidores microbianos en la zona de las raíces que desplazan a los
microorganismos nativos colonizando fácilmente las raíces de las plantas donde se las
inocula27
.
Podemos decir entonces que existe una respuesta positiva a la aplicación de
Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 como inoculantes en Physalis
peruviana “aguaymanto”, una especie frutícola andina relevante por su potencial para la
exportación como fruta fresca, generando divisas por varios millones de dólares al año49
;
reflejándose esto en el incremento de las variables agronómicas. Lo que constituye una
alternativa para una agricultura ecológica y sustentable.
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IV. CONCLUSIÓN
La coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 tiene efecto
significativo positivo en el crecimiento aéreo de las plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto” en comparación con los controles, a los 40 y 60 días de inoculación, a
nivel de campo.
La coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01 no presenta
un efecto significativo en el crecimiento radicular de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”en comparación con los controles, a los 40 y 60 días de
inoculación, a nivel de campo.
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V. RECOMENDACIONES
Determinar el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli
sobre el crecimiento de Physalis peruviana “aguaymanto”con diferentes
concentraciones de inóculo bacteriano a nivel de campo.
Determinar el efecto de la coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli
sobre el crecimiento radicular y aéreo de Physalis peruviana “aguaymanto”en
comparación con un fertilizante químico a nivel de campo.
Realizar un análisis físico y biológico del suelo del campo de cultivo. Esto para
determinar la influencia de la textura del suelo y los microorganismos nativos en la
interacción Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli coinoculados.
Determinar el efecto de pesticidas aplicados anteriormente en el campo de cultivo,
sobre la viabilidad e interaccion de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli
coinoculados a nivel de campo.
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ANEXOS
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Anexo 01. Composición del medio Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo
para el aislamiento y purificación de Rhizobium etli
Agar Extracto de Levadura Manitol Rojo de Congo
(ELMARC).
Manitol 10.0 g
K2HPO4 0.5 g
MgSO4.7H2O 0.2 g
NaCl 0.1 g
Extracto de levadura 0.4 g
Agar – agar 15.0 g
Solución stock de rojo de congo 10.0 ml
pH final 6.8 ± 0.2 a 25°C
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Anexo 02. Observación microscópica de R. etli coloreadas con tinción Gram (100 X)
Anexo 03. Observación macroscópica de colonias de R. etli. en medio Agar Extracto de
Levadura Manitol Rojo de Congo (ELMARC).
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Anexo 04. Composición del medio Ashby para el aislamiento y purificación de Azotobacter
chroococcum
AGAR ASHBY
Manitol 0.5 g
K2HPO4 0.5g
Mg SO2.7H2O 0.025 g
NaCl 0.05g
K2SO4 0.01 g
CaCO3 0.5g
Agua destilada 1000 mL
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Anexo 05. Observación microscópica de A. chroococcum coloreadas con tinta china
(100 X)
Anexo 06. Observación macroscópica de colonias de A. chroococcum. en medio Ashby
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Anexo 07. Bandejas de germinación con sustrato compuesto de musgos, humos y arena
estéril en la proporción de 3:2:1 respectivamente.
Anexo 08. Suspensión de R. etli Rf 167-01(A) y A. chroococcum (B) a una concentración
aproximada de 12 x 108
UFC/mL, comparado con el tubo N° 04 del Nefelómetro
de Mac Farland.
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Anexo 09. Semillas de Physalis peruviana “aguaymanto”, sumergidas en las suspensiones
de R. etli Rf 167-01 (A) y A. chroococcum (B).
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Anexo 10. Caracterización química del suelo del campo de cultivo de la finca Santa Lucia
(Laredo -Trujillo).
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Anexo 11. División del campo de cultivo en bloques según el diseño experimental.
Anexo 12. División de los bloques en las unidades experimentales (parcelas), compuestas
a la vez por tres surcos.
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Anexo 13. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” 20 días después de la
coinoculación de Azotobacter chroococcum y Rhizobium etli Rf-167-01.
Anexo 14. Trasplante de las Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” al campo de
cultivo.
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Anexo 15. Distribución de las Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” en el
terreno de cultivo según el diseño de bloques completos al azar(A), plántula de
aguaymanto en campo, 20 días después del trasplante(B).
A B
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Anexo 16. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la
inoculación con: Agua destilada esteril(A) y Rhizobium etli Rf-167-01 (B),
Azotobacter chroococcum (C) y ambas bacterias (D), a nivel de campo.
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Anexo 17. Plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación
con: agua destila estéril (A), ambas bacterias (B), Azotobacter chroococcum (C),
Rhizobium etli Rf-167-01 (D), a nivel e campo.
C D
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Anexo 18. Longitud del tallo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto” 40
días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 19. Longitud del tallo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60
días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 3.7 3.16 4 3.62
A.chroococcum
8.2 6.76 6.92 7.29
R.etli 5.5 5.76 5 5.42
A.chroococcum
+
R.etli
10.58 9.76 8.42 9.59
Medias 7.00 6.36 6.09
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 7.56 6.18 7.12 6.95
A.chroococcum
10.94 11.36 10.68 10.99
R.etli 10.38 9.66 9.85 9.85
A.chroococcum
+
R.etli
13.34 12.14 14.16 13.21
Medias 10.56 9.84 10.37
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Anexo 19. Longitud de raíz de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 20. Longitud de raíz de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 9.5 8.02 8.78 8.77
A.chroococcum
12.02 13.28 12.02 12.44
R.etli 9.78 10.32 10.7 10.27
A.chroococcum
+
R.etli
14.41 14.68 15 14.70
Medias 11.43 11.58 11.63
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 8.22 9.38 9.94 9.18
A.chroococcum
14.7 14.28 13.38 14.12
R.etli 11.63 11.22 12.26 11.70
A.chroococcum
+
R.etli
16.98 15.5 17 16.49
Medias 12.88 12.60 13.15
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Anexo 21. Longitud de hoja de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 22. Longitud de hoja de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”,60 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 4.02 4.12 4.02 4.05
A.chroococcum
6.38 6.02 5.74 5.95
R.etli 4.56 4.94 4.74 4.75
A.chroococcum
+
R.etli
7.66 7.16 7.38 7.40
Medias 5.58 5.56 5.47
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 6.32 5.6 5.4 5.77
A.chroococcum
8.34 8.28 8.06 8.23
R.etli 7.94 7.3 7.1 7.45
A.chroococcum
+
R.etli
9.32 9.78 9.34 9.45
Medias 7.98 7.74 7.45
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Anexo 23. Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 24. Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.21 0.22 0.28 0.23
A.chroococcum
0.40 0.56 0.53 0.50
R.etli 0.39 0.45 0.35 0.41
A.chroococcum
+
R.etli
0.60 0.66 0.63 0.63
Medias 0.40 0.47 0.45
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.54 0.39 0.41 0.44
A.chroococcum
0.95 1.00 1.01 0.99
R.etli 0.80 0.71 0.75 0.75
A.chroococcum
+
R.etli
1.10 1.37 1.24 1.23
Medias 0.8 0.47 0.85
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Anexo 25. Peso seco radicular de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40
días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 26. Peso seco de la parte radicular de las plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.02 0.02 0.02 0.02
A.chroococcum
0.07 0.08 0.07 0.07
R.etli 0.06 0.06 0.05 0.05
A.chroococcum
+
R.etli
0.07 0.08 0.08 0.08
Medias 0.06 0.06 0.06
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.04 0.05 0.05 0.04
A.chroococcum
0.15 0.14 0.13 0.13
R.etli 0.09 0.09 0.09 0.09
A.chroococcum
+
R.etli
0.13 0.15 0.15 0.14
Medias 0.10 0.11 0.10
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Anexo 27. Peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Anexo 28. Peso seco total de las plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días
posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter
chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.23 0.24 0.30 0.25
A.chroococcum
0.47 0.64 0.60 0.57
R.etli 0.44 0.50 0.40 0.45
A.chroococcum
+
R.etli
0.67 0.74 0.71 0.71
Medias 0.46 0.53 0.51
Longitud del tallo (cm)
Tratamientos
Bloques
1 2 3 Medias
A.D.E 0.58 0.43 0.46 0.50
A.chroococcum
1.10 1.14 1.14 1.13
R.etli 0.89 0.80
0.80 0.84
A.chroococcum
+
R.etli
1.24 1.52 1.38 1.38
Medias 0.95 0.97 0.96
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Anexo 29. Análisis de Varianza de la longitud del tallo de plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias en a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Longitud de tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 58.8483 19.6161 46.30 0.000
Bloque 2 1.7426 0.8713 2.06 0.209
Error 6 2.5419 0.4237
Total 11 63.1328
Anexo 30. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud del tallo de plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días posteriores a la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 3.62 0.375791 A
R.etli 3 5.42 0.375791 B
A.chroococcum 3 7.29333 0.375791 C
A.chroococcum+R.etli 3 9.58667 0.375791 D
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 5.96667 1.30041
A.chroococcum+R.etli - Azotobacter * 2.29333 1.30041
A.chroococcum+R.etli - Rhizobium * 4.16667 1.30041
A.D.E - Azotobacter * -3.67333 1.30041
A.D.E - Rhizobium * -1.8 1.30041
Azotobacter - Rhizobium * 1.87333 1.30041
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Anexo 31. Análisis de Varianza de la longitud de raíz de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli
Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a
nivel de campo.
ANOVA de dos factores: Longitud raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 60.2744 20.0915 45.14 0.000
Bloque 2 0.0839 0.0419 0.09 0.911
Error 6 2.6708 0.4451
Total 11 63.0291
Anexo 32. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de raíz de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum - A.D.E * 5.93067 1.33296
A.chroococcum - A.chroococcum+R.etli * 2.25733 1.33296
A.chroococcum – R.etli * 4.43067 1.33296
A.D.E – A.chroococcum+R.etli * -3.67333 1.33296
A.D.E – R.etli * -1.5 1.33296
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 2.17333 1.33296
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 8.76667 0.385196 A
R.etli 3 10.2667 0.385196 B
A.chroococcum+R.etli 3 12.44 0.385196 D
A.chroococcum 3 14.6973 0.385196 C
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Anexo 33. Análisis de Varianza de la longitud de hoja de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli
Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a
nivel de campo.
ANOVA de dos factores: Longitud hoja vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 19.3935 6.46449 159.66 0.000
Bloque 2 0.0275 0.01373 0.34 0.725
Error 6 0.2429 0.04049
Total 11 19.6639
Anexo 34. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud de hoja de las plántulas
de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 4.05333 0.116174 A
R.etli 3 4.74667 0.116174 B
A.chroococcum 3 5.94667 0.116174 C
A.chroococcum+R.etli 3 7.4 0.116174 D
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 3.34667 0.402015
A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum * 1.45333 0.402015
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 2.65333 0.402015
A.D.E – A.chroococcum * -1.89333 0.402015
A.D.E – R.etli * -0.693333 0.402015
A.chroococcum – R.etli * 1.2 0.402015
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Anexo 35. Análisis de Varianza de Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Peso Seco del tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 0.253845 0.0846150 37.24 0.000
Bloque 2 0.011537 0.0057683 2.54 0.159
Error 6 0.013631 0.0022719
Total 11 0.279013
Anexo 36. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso seco aéreo de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.234333 0.0275188 A
R.etli 3 0.396667 0.0275188 B
A.chroococcum 3 0.498933 0.0275188 C
A.chroococcum+R.etli 3 0.632267 0.0275188 D
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.397933 0.0952279
A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum * 0.133333 0.0952279
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 0.2356 0.0952279
A.D.E – A.chroococcum * -0.2646 0.0952279
A.D.E – R.etli * -0.162333 0.0952279
A.chroococcum – R.etli * 0.102267 0.0952279
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Anexo 37. Análisis de Varianza de Peso seco de la parte radicular de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
ANOVA de dos factores: Peso Seco de la raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 0.0059191 0.0019730 97.52 0.000
Bloque 2 0.0000370 0.0000185 0.91 0.450
Error 6 0.0001214 0.0000202
Total 11 0.0060775
Anexo 38. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco radicular de las
plántulas de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la
inoculación con Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la
inoculación de ambas bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.0222 0.00259686 A
R.etli 3 0.0560667 0.00259686 B
A.chroococcum 3 0.0744 0.00259686 C
A.chroococcum+R.etli 3 0.0784667 0.00259686 C
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.0562667 0.00898636
A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum 0.00406667 0.00898636
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 0.0224 0.00898636
A.D.E – A.choorococcum * -0.0522 0.00898636
A.D.E – R.etli * -0.0338667 0.00898636
Azotobacter – R.etli * 0.0183333 0.00898636
* indica una diferencia significativa.
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Anexo 39. Análisis de Varianza del peso seco total de plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Longitud del tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 0.333856 0.111285 46.51 0.000
Bloque 2 0.012782 0.006391 2.67 0.148
Error 6 0.014357 0.002393
Total 11 0.360994
Anexo 40. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco total de las plántulas
de Physalis peruviana “aguaymanto”, 40 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.256533 0.0282417 A
Rhizobium 3 0.452733 0.0282417 B
Azotobacter 3 0.573333 0.0282417 C
A.chroococcum+R.etli 3 0.710733 0.0282417 D
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.4542 0.0977293
A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum * 0.1374 0.0977293
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 0.258 0.0977293
A.D.E – A.chroococcum * -0.3168 0.0977293
A.D.E – R.etli * -0.1962 0.0977293
A.chroococcum – R.etli * 0.1206 0.0977293
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Anexo 41. Análisis de Varianza de la longitud del tallo de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium
etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a
nivel de campo.
ANOVA de dos factores: Longitud de tallo vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 61.0644 20.3548 46.93 0.000
Bloque 2 1.1197 0.5598 1.29 0.342
Error 6 2.6022 0.4337
Total 11 64.7863
Anexo 42. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de tallo de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 6.954 0.380221 A
R.etli 3 9.85333 0.380221 B
A.chroococcum 3 10.9933 0.380221 B
A.chroococcum+R.etli 3 13.2133 0.380221 C
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 6.25933 1.31574
A.chroococcum+R.etli – A.chroococcum * 2.22 1.31574
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 3.36 1.31574
A.D.E – A.chroococcum * -4.03933 1.31574
A.D.E – R.etli * -2.89933 1.31574
A.chroococcum - R.etli 1.14 1.31574
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Anexo 43. Análisis de Varianza de longitud de raíz de las plántulas Physalis peruviana
“aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Longitud de raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 89.0046 29.6682 45.97 0.000
Bloque 2 0.6054 0.3027 0.47 0.647
Error 6 3.8725 0.6454
Total 11 93.4825
Anexo 44. Diferencia mínima significativa (LSD) para longitud de raíz de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto””, 60 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 9.18 0.463832 A
R.etli 3 11.7033 0.463832 B
A.chroococcum+R.etli 3 14.12 0.463832 D
A.chroococcum 3 16.4933 0.463832 C
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum - A.D.E * 7.31333 1.60507
A.chroococcum - A.chroococcum+R.etli * 2.37333 1.60507
A.chroococcum - R.etli * 4.79 1.60507
A.D.E – A.chroococcum+R.etli * -4.94 1.60507
A.D.E – R.etli * -2.52333 1.60507
A.chroococcum+R.etli – R.etli * 2.41667 1.60507
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Anexo 45. Análisis de Varianza de la longitud de hoja de plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Longitud de hoja* vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 21.3068 7.10227 84.69 0.000
Bloque 2 0.5635 0.28173 3.36 0.105
Error 6 0.5032 0.08387
Total 11 22.3735
Anexo 46. Diferencia mínima significativa (LSD) para la longitud de hoja de las plántulas
de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
* indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 5.77333 0.167199 A
R.etli 3 7.44667 0.167199 B
A.chroococcum 3 8.22667 0.167199 C
A.chroococcum+R.etli 3 9.44667 0.167199 D
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 3.67333 0.578587
A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum * 1.22 0.578587
A + R - R.etli * 2.0 0.578587
A.D.E - A.chroococcum * -2.45333 0.578587
A.D.E - R.etli * -1.67333 0.578587
A.chroococcum - R.etli * 0.78 0.578587
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Anexo 47. Análisis de Varianza de Peso seco aéreo de las plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Peso seco del tallo* vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 1.02314 0.341045 37.03 0.000
Bloque 2 0.00050 0.000249 0.03 0.973
Error 6 0.05526 0.009210
Total 11 1.07889
Anexo 48. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso aéreo de las plántulas de
Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días posteriores a la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
*indica una diferencia significativa.
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.4474 0.0554072 A
R.etli 3 0.753267 0.0554072 B
A.chroococcum 3 0.988533 0.0554072 C
A.chroococcum+R.etli 3 1.23807 0.0554072 D
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.790667 0.191735
A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum * 0.249533 0.191735
A.chroococcum+R.etli - R.etli * 0.4848 0.191735
A.D.E - A.chroococcum * -0.541133 0.191735
A.D.E - R.etli * -0.305867 0.191735
A.chroococcum+R.etli * 0.235267 0.191735
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Anexo 49. Análisis de Varianza de Peso seco radicular de las plántulas de Physalis
peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium etli
Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a
nivel de campo.
ANOVA de dos factores: Peso seco de la raíz vs. TRATAMIENTOS, Bloque
Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 0.0191800 0.0063933 102.79 0.000
Bloque 2 0.0000547 0.0000274 0.44 0.663
Error 6 0.0003732 0.0000622
Total 11 0.0196079
Anexo 50. Diferencia mínima significativa (LSD) para peso seco radicular de las plántulas
de Physalis peruviana “aguaymanto”,60 días posteriores a la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.04486 0.0045533 A
R.etli 3 0.0904333 0.0045533 B
A.chroococcum 3 0.139067 0.0045533 C
A.chroococcum+R.etli 3 0.1425 0.0045533 C
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.09764 0.0157565
A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum 0.00343333 0.0157565
A.chroococcum+R.etli - R.etli * 0.0520667 0.0157565
A.D.E - A.chroococcum * -0.0942067 0.0157565
A.D.E - R.etli * -0.0455733 0.0157565
A.chroococcum - R.etli * 0.0486333 0.0157565
* indica una diferencia significativa.
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Anexo 51. Análisis de Varianza del peso seco total de plántulas de Physalis peruviana
“aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con Rhizobium etli Rf-167-
01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas bacterias a nivel de
campo.
ANOVA de dos factores: Peso seco total* vs. TRATAMIENTOS, Bloque Fuente GL SC CM F P
TRATAMIENTOS 3 1.31180 0.437268 45.46 0.000
Bloque 2 0.00087 0.000434 0.05 0.956
Error 6 0.05771 0.009619
Total 11 1.37038
Anexo 52. Diferencia mínima significativa (LSD) para el peso seco total de las plántulas
de Physalis peruviana “aguaymanto”, 60 días después de la inoculación con
Rhizobium etli Rf-167-01, Azotobacter chroococcum y la inoculación de ambas
bacterias a nivel de campo.
Método: 95.0 porcentaje LSD
TRATAMIENTOS Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos
A.D.E 3 0.49226 0.0566239 A
R.etli 3 0.8437 0.0566239 B
A.chroococcum 3 1.1276 0.0566239 C
A.chroococcum+R.etli 3 1.38057 0.0566239 D
Las medias que no comparten una letra son significativamente diferentes.
Contraste Sig. Diferencia +/- Límites
A.chroococcum+R.etli - A.D.E * 0.888307 0.195945
A.chroococcum+R.etli - A.chroococcum * 0.252967 0.195945
A.chroococcum+R.etli - R.etli * 0.536867 0.195945
A.D.E - A.chroococcum * -0.63534 0.195945
A.D.E - R.etli * -0.35144 0.195945
A.chroococcum - R.etli * 0.2839 0.195945
* indica una diferencia significativa.
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