Biología del Amarillamiento Letal del Cocotero
Delimitación del Fitoplasma del Amarillamiento Letal del Cocotero en Torreón, Coahuila. Mayo de 2016
Clasificación taxonómica Dominio: Bacteria Phylum: Tenericutes Clase: Mollicutes Orden: Archoleplasmatales Familia: Archoleplasmatales Género: Candidatus Phytoplasma Especie: Candidatus P. palmae.
INTRODUCCIÓN
Myrie WA
Hogenhout et al., 2008
Palm lethal yellowing
Lethal yellowing
Coconut lethal yellowing
Texas Phoenix decline
Texas Phoenix palm decline
Date palm lethal decline
Washingtonia palm decline
Yucatan coconut lethal yellows
Coconut lethal disease
Coconut lethal decline
Carludovica palmata yellows
Coyol palm decline
Coconut leaf yellowing Myrie WA
Nombres comunes:
Palm lethal yellowing phytoplasma
Distribución Mundial del Amarillamiento Letal del Cocotero
EPPO, 2016
Norteamérica: • USA • México
Centroamérica : • Antigua y Barbuda • Belice • Islas Caimán • Cuba • Republica dominicana
África: • Mozambique
Centroamérica : • Guatemala • Haití • Honduras • Jamaica
VARIANTE NOMBRE COMÚN GRUPO/SUBGRUPO 16S rDNA DISTRIBUCION
A Palm Lethal Yellowing Grupo 16SrIV, Sugrupo A BZ, KY, CU, DO, GT, HT,
Coconut Lethal Yellowing (16 SrIV-A) HN, JM, MX, KN, US
B Yucatan Coconut Lethal Decline YLD Grupo 16SrIV, Sugrupo B MX (Yucatan)
Coyol Palm Decline (16 SrIV-B) HN
C Coconut Lethal Disease Grupo 16SrIV, Sugrupo C KE, TZ
(16 SrIV-C)
D
Carlodovica palmata Yellows Grupo 16SrIV, Sugrupo D MX, US,
Sabal mexicana y Pseudophoenix sargentii Decline (16 SrIV-D)
Texas Phoenix Decline
Texas Phoenix Palm Decline
Palm Lethal Decline
E Coconut Lethal Decline Grupo 16SrIV, Sugrupo E DO, JM
(16 SrIV-E)
F Washintonia robusta decline Grupo 16SrIV, Sugrupo F US
(16 SrIV-F)
Sullivan, Harrison. 2013
Arocha et al., 2013
RANGO DE HOSPEDANTES
NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN NOMBRE CIENTÍFICO NOMBRE COMÚN
Acoelorrhaphe wrightii Palma Everglade o Tasiste Howea forsteriana
Acrocomia spp Palma coyol Hyophorbe verschaffeltii Palma Huso
Adonidia spp Palma adonidia Latania loddigesii Palma Latán
Aiphanes lindeniana Palma lindeniana o coyor Latania lontaroides
Allagoptera arenaria Palma de la costa Latania sp Palma Latán
Areca catechu Palma areca o catecú Livistona chinensis Chinese Fan-Palm
Arenga engleri Palma de azúcar Livistona rotundifolia Palma Escabel
Arikuryroba schizophilla Palma arikuri Maseforena spp Palma maseforena
Attalea spp Palma almedrón o cohume Nannorrhops ritchieana Palma Mazari
Borassus flabellifer Palma palmira Neodypsis decaryi Palma Triángulo
Carluvica spp Palma chidra o jipa Phoenix canariensis Palma Dactilera Canaria
Caryota mitis Palma cola de pescado Phoenix dactylifera Palma Dactilera Caryota rumphiana Palma cola de pez gigante Phoenix reclinata Palma dátil de Senegal
Caryota urens Palma cola de pez o kitul Phoenix rupicola
Chamaedorea elegans Palma pacaya o bella Phoenix sylvestris Palma dátil silvestre o Plateada
Chamaedorea scifrizii Palma pacaya Pritchardia affines Palma Abanico Kona
Chamaedorea spp Palma enana o escoba Pritchardia maideniana
Chelyocarpus chuco Palma chucco Pritchardia pacifica Palma abanico de Fiji Chrysalidocarpus cabadae Palma Cabada Pritchardia remota Palma Abanico Remota
Chrysalidocarpus lutescens Palma areca Pritchardia spp. Palma Abanico
Cocos nucifera Palma de coco Pritchardia thurstonii Palma Thuston
Copernicia alba Ravanea hildebrandti Palma Majestuosa
Copernicia spp Palma carnauba o cerca Roystonea regia Palma Real Cubana
Corypha elata Palma Talipot o Gebang Serenoa repens Palma Serenoa
Corypha taliera Syagrus schizophylla Palma Arikuy
Corypha utan Trachycarpus fortunei Palma Molino de Viento o de Jardín
Crysophila warsecewiczii Trinax radiata Palma Paja de Florida
Cyphophoenix nucele Veitchia arecina Palma Arecina
Dictyosperma album Palma Huracán o Pricesa Veitchia macdanielsii
Dypsis cabadae Veitchia merrillii Palma Manila o de Navidad
Dypsis decaryi Veitchia montgomeryana Palma de Montgomery
Elaeis guinensis Palma de aceite Veitchia spp Palma Sunshine o Manila
Gaussia attenuata Palma Puerto Rico Washintonia filifera Palma Abanico del Desierto
Gaussia maya Palma Maya Washintonia robusta Palma Washington Howea belmoreana Palmera centinela Wodyetia bifurcata
Carías-Salazar, 2006; Villalobos, 2006; OIRSA, 2010; Nair et al., 2014
MORFOLOGÍA
Son organismos polimórficos
limitados al floema de su
huésped (plantas)
El genoma de los fitoplasmas es
muy pequeño y varía entre 530
y 1350 Kb con niveles muy
bajos de guanina y citosina y
extensión de 200 a 800 µm
McCoy et al., 1983
Caída prematura de la mayoría de los frutos, independientemente de su estado de desarrollo, el cáliz presenta un color café oscuro con una apariencia húmeda.
Amarillamiento foliar, el cual inicia en el ápice de los foliolos en las hojas más bajas y más viejas y progresa hacia la base de las hojas.
DESARROLLO DE SÍNTOMAS: Etapa 1.
Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013
W. Castro, 2010
Arango et al., 2011
Foliolos, frutos sanos y asintomáticos
Etapa 2. Necrosamiento apical de las
inflorescencias nuevas, la cual se puede observar al momento de que la inflorescencia emerge de la espata.
La primer inflorescencia afectada usualmente muestra necrosis parcial, pero conforme la enfermedad progresa, la necrosis apical cubre mayor superficie.
Amarillamiento foliar de las frondas progresa hacia las hojas superiores.
Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013
Myrie WA
Clorosis General
Necrosis
Etapa 3. Las hojas amarillentas se tornan
de color café y se necrosan
Hoja espada (bandera) y las hojas más jóvenes se colapsan, se secan y quedan colgadas en el tronco, forman una especie de falda alrededor del tronco durante varias semanas antes de que se desprendan
Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013
Hojas necróticas en forma de falda
Etapa 4. Se cae la copa completa,
se queda solo el tronco del árbol, en forma de poste de teléfono
Los árboles mueren entre 3 a 6 semanas después de que se presenta el primer síntoma
Edin Orozco Miranda, FAUSAC 2006; Arocha, 2013
Tronco sin copa
Ort
iz C
F, T
erán
N (
Terá
n-V
illan
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a N
, 20
14
)
DESARROLLO DE
SÍNTOMAS:
Avance de la
enfermedad
Etapa 3 y 4
Etapa 1 Etapa 1 Etapa 2
Etapa 2 Etapa 3 Etapa 3
DESARROLLO DE SÍNTOMAS:
Avance de la
enfermedad
Zizu
mb
o-V
illar
real
et
al.,
20
14
Etapa 1
Etapa 2
Etapa 2
Etapa 1-2
Etapa 2
Etapa 3
Perdomo Maldonado, 2011
Etapa 4
Myrie WA
Etapa 4
Insecto Vector:
Arango-Uribe et al., 2011; Pineda, 2011; Terán-Villanueva N, 2014
Haplaxius (Myndus) crudus
Especies hospedantes de
(Haplaxius (Myndus) crudus):
Carías-Salazar, 2006; Villalobos, 2006; Arango et al., 2011; Terán-Villanueva, 2014
Nombre científico Nombre común
Andropogon bicornis Cola de zorra
Axonocarpus compresus Pasto del alfombra
brachiaria mutica Pasto pará o Egipto
Carlodovica palmata Jipijapa
Cenchrus echinatus Cadillo tigre
Chloris petraea Barba de Judío
Chloris inflata
Cynodon dactilon Pasto Bermuda
Cynodon pleystostachyus Pasto Estrella de África
Cyperus rotundus Coquillo
Digitaria decumbens Pasto Pangola
Echinochloa colonum Pasto de Cuaresma
Fimbrystylis spathaceae Junquillo
Heliconia palmata Heliconia
Leptochloa filiformis Paja de burro
Pandanus utilis Pandanus
Panicum fasciculatum Pasto de Granadilla
Panicum laxum Pasto
Panicum máximum Pasto Guinea
Paspalum notatum Pasto Bahía
Paspalum paniculatum Paja Brava
Paspalum virgatum
Saccharum officinale Caña de Azucar
Setaria geniculta Setaria
Stenotaphrum secundatum Pasto de San Agustín
Verbena scabra Verbena
Zea mays Maíz
Cocos nucifera
Borassus flabellifer Howeia forsteriana
Phoenix canariensis Phoenix dactylifera
Latania Livistona chinensis
Levistona saribus
Phoenix sylvestris Trachycarpus fortunei
Arenga engleri Caryota mitis
Chrysalidocarpus cabadae Corypha utan
Dictyosperma album Livistona rotundifolia Phoenix reclinata
Veitchia macdanielsii Veitchia merrillii
Otros insectos Vectores:
Mpunam et al., 2000; Arocha-Rosete, Atta-Diallo y Konan-Konan 2013
Mozambique: Platacantha lutea Ghana Myndus adiopodoumensis Nzinga palmivora Tanzania: Diastrombus mkurangai Meenoplus spp
Jamaica Cedusa sp.
Haplaxius (Myndus) crudus
ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS: Ciclo de Vida
Ciclo de vida del Fitoplasma de la proliferación de la manzana: Oshima et al. 2011; Arango et al., 2011
2.7 días
5.5 días
2.6 días
167 d Transmisión
6-19 %
Mora y Escamilla, 2001; Weintraub, 2007; Mora-Aguilera et al., 2013
Ciclo de vida: Las ninfas y los adultos pueden transmitir fitoplasmas de manera: Persistente, una vez que lo adquieren no
lo pierden en las mudas
Propagativa, se multiplica dentro del insecto
Trasnovárica, pasa de una generación a otra a través de los huevecillos
ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS
Hogenhout et al., 2008
X MEDIOS DE DISPERSIÓN
Movimiento de insecto vector en palmas o en otros hospedantes
Vuelo de insecto vector
Material Vegetal Propagativo Infectado, incluyendo palmas y otras especies hospedantes (pastos)
ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS
Trasplante de
Palma Canaria
En América, la diseminación se estimo en 100 km/año
MEDIOS DE DISPERSIÓN
ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS
En América, la diseminación se estimo en 100 km/año La enfermedad se puede presentar de manera aleatoria en la primera o segunda palmera a partir del
foco de infección O se puede presentar un “salto” desde el foco inicial hasta varias kilómetros de distancia (50-100 km)
Insectos vectores arrastrados corrientes de vientos fuertes o huracanes Insectos transportados en gramíneas
Oropeza et al., 2009; Chinchilla, CM.
Pineda, 2011
EPPO, 1990; Mora y Hernández, 2005; Chinchilla, CM
DAÑOS
En 1979, había causado la muerte de 4 millones de palmas
En 2005, se estima la muerte de 7.9 millones de plantas en toda la región caribeña
FLORIDA
Probablemente Apareció en 1930 y se diagnóstico hasta 1950
Causo la muerte de del 75% de las palmas de esa región
En 1971 ya estaba presente en toda Florida
En 1983 había causado la muerte de 100 000 palmas de coco y miles de palmas de otras especies
JAMAICA
En el periodo de 1961-1981 causo la muerte de 5.4 millones de palmas de coco
MEXICO
En México, fue detectado en 1977 y oficialmente en 1982, en Islas Mujeres, Puerto, Juárez y
Cancún, de donde se extendió al resto del país.
Causo la muerte de 700 000 plantas de cocotero
M. A. Cambra, CPV-Zaragoza
Diseminación en México
Microcopia de fluorescencia
Microscopia de transmisión
Microscopia de barrido
Inmunofluorescencia
Técnica de Tinción con DAPI (4 ',6-diamino-2-fenilindol)
PCR tiempo final
PCR tiempo real
Sondas de hibridación
TÉCNICAS DE DETECCIÓN
Imágenes de Fitoplasmas. Macone, 2014
HUERTOS: RECORRIDO EN GUARDA GRIEGA
AREAS URBANAS Y SILVESTRES:
INSPECCIÓN DIRIGIDA
MUESTREO
Escala de severidad del amarillamiento letal del cocotero ( McCoy, 1983)
Categoría Grado Síntomas
Asintomático 0 Sana o asintomática
Primarios
1 Caída de frutos
2 Una inflorescencia necrótica
3 Dos o más inflorescencias necróticas
Amarillamiento
4 Amarillamiento de las hojas inferiores
5 Amarillamiento de las hojas inferiores e intermedias
6 Amarillamiento de las hojas inferiores, intermedias y superiores
Terminales
7 Hoja espada (bandera) muerta y algunas hojas pueden estar verdes
8 Hoja bandera muerta, todas las hojas amarillas ( muertas)
9 Tronco sin follaje (poste de teléfono)
TIPO DE TEJIDO A COLECTAR
Oropeza et al., 2011
Detección con mayor eficiencia
Tejidos del tronco
Hojas inmaduras
Inflorescencias
Ápice del tallo
Ápice de las raíces
Hojas intermedias
Tejido no recomendado
Hojas maduras
Tejido con síntomas avanzados de la enfermedad
MUESTREO EN TALLO
Córdova-Lara, 2000; García-Zapata, 2002; Castro-Avilés, 2010
Aserrín del tronco en CETAB
Aserrín del tronco en Bolsa de plástico
MUESTREO DE INFLORESCENCIAS Y ÁPICE DE TALLO
Córdova-Lara, 2000; Castillo-Lizardo, 2001; García-Zapata, 2002
Inflorescencia sin apertura Inflorescencia con tejido tierno Meritemo apical y hojas tiernas
Castro-Avilés, 2010
Tipos de Muestras
CETAB Bolsa de plástico Tarjetas FTA
Limpieza y desinfestación de equipo de muestreo
Castillo Lizardo, 2001
Hipoclorito de
sodio al 3%
Agua estéril Eliminación
residuos de
cloro
Eliminación de plantas enfermas (derribo e incineración) al inicio de una epidemia, y la
eliminación de árboles asintomaticos a un radio de 20 m
Replantar con palmas criollas (Alto pacifico) o híbridos tolerantes a la enfermedad
Existen variedades –híbridos resistentes ya sea cocos altos o enanos
Los cocos del Pacifico Mexicano tienen una resistencia natural a la enfermedad, debido
a la cercanía genética que tienen con los variedades del Sureste asiático
Manejo del insecto vector
• Muestreo
• Monitoreo
• Control (químico)
Manejo (eliminación) de pantas hospedantes del fitoplasma (palmas y pastos) y del
insecto vector (palmas y pastos)
ESTRATEGIAS DE MANEJO Y CONTROL
NOM-015-FITO-1995; NOM-067-FITO-1999; Mora et al., 2005
ESTRATEGIAS DE MANEJO Y CONTROL
Alto del Pacífico Mexicano Ecotipo 2: Fuente internet
Eliminación del palmeras enfermas
Desarrollo de híbridos resistentes
Establecimiento de híbridos resistentes
CONTROL CULTURAL: Eliminación de plantas enfermas
Coconut Lethal Yellowing Network, 2013
Control Genético:
Variedades resistentes
Malayo Enano Amarillo (verde y rojo)
Criollo Alto del Pacifico
Criollo Alto Nexpa, Capi = Xcaret
Criollo Alto San Luis-San Pedro, Costa Chica = Cancún
Criollo Alto Colima, Gigante = Ordax
Criollo Alto Michoacán, Felicitos = Chactemal
Criollo Alto Oaxaca, Escondido = Donaji
X
Cortázar-Ríos, 2011, 2013
Variedades resistentes
Híbrido Donají: Malayo Enano Amarillo cv. Acapulco como progenitor femenino y el criollo Alto
Pacífico cv. Escondido como progenitor masculino. México
Híbrido Chactemal: Malayo Enano Amarillo x Criollo Alto Michoacán, 85 % de tolerancia. México
Híbrido Maypan (Enano Malayo x Alto de Panamá), Jamaica
Híbrido Mapan, Costa Rica
Enanos de Ceylán, enanos de Fiji
Enano verde de Brasil
Serrano Altamirano et al., 2011
Alto del Golfo de México y Caribe
Variedades susceptibles
Alto del Pacifico Enano Malayo
Verde Rojo Amarillo
García-Zapata, 2002
Alto del Pacifico X Enano Malayo
García-Zapata, 2002
GENOTIPO TOLERANCIA ALC
Alto del Atlántico 2 %
Alto del Pacífico o Panamá 40 %
Enano Malayo Amarillo 90 %
Enano Malayo Verde 70 %
Enano Malayo Rojo 60 %
MayPan 80 %
MayJam ?
Berlín, 2001
Manejo del insecto vector
Establecimiento de Coberturas Vivas, que no son hospedantes del insecto vector Leguminosas (Pueraria
pahaseloides y Arachis pintoi) Reduce la posibilidad de
transmisión de la enfermedad (Howard, 2015)
F. W. Howard and James V. De Filippis, University of Florida
Arachis pintoi
Pueraria pahaseloides
ASPERSION DE PRODUCTOS QUÍMICOS AUTORIZADOS POR LA COFEPRIS PARA EL CONTROL DE INSECTO VECTOR
No hay registros
Se ha usado el Imidacloprid, Fipronil, Carbosulfan (Arango et al., 2011)
CAMPAÑA CONTRA EL AMARILLAMEINTO LETAL DEL COCOTERO
Control Legal: Medidas implementadas, actualmente canceladas y/o derogadas
GEF Grupo Especialista
Fitosanitario