desde el diagnóstico · •para el clínico, todo se resume en tres grandes preguntas: ... y...

En el diagnóstico

Dra Inés Cerón Dra. Marcela Ferrés

Dra. Pilar Gambra Dra. Mónica Lafourcade

Dr. Ernesto Payá

Diagnóstico Microbiológico • Para el clínico, todo se resume en tres grandes

preguntas:

1 ¿Tiene mi paciente una enfermedad infecciosa?

2 ¿Cuál es el agente etiológico?

3 ¿Cual es el perfil de susceptibilidad ?

Microbiología en el Paciente Inmunocomprometido : aspectos generales

• La Microbiología clínica se ha vuelto muy compleja y exige permanente innovación lo que implica un alto costo

• Los pacientes inmunocomprometidos agregan dificultad al diagnóstico de enfermedades infecciosas y requieren una amplia gama de exámenes para su diagnóstico

• Los resultados microbiológicos necesitan un análisis riguroso para su correcta interpretación antes de ser informados

• El personal de Microbiología requiere años de entrenamiento y permanente capacitación: lo que antes no tenía rol infeccioso, ahora lo tiene

• Los procesos pre analíticos, analíticos y post analíticos deben ser controlados para asegurar la calidad de los resultados

Pre-analítico

Solicitud del examen completa

Toma de muestra: Manual según evidencia

Difundido Rotulación correcta de

muestras

Transporte de muestra: Medios de transporte

adecuados Respetar tiempos y T°

Recepción de muestra: Criterios de rechazo claros

evitan muestras de mala calidad

Registros

Analítico

Personal entrenado Equipos controlados Insumos certificados

Selección óptima de técnicas

Con mayor S/E y rapidez

Procedimientos escritos: estudiar

aislados relevantes

Técnicas controladas: Control de calidad interno y externo

Post analítico

Informes de resultados con

juicio crítico

Tiempos de respuesta

oportunos y realistas

Valores críticos definidos y reportados

oportunamente

Derivaciones Expeditas y controladas

Diagnóstico Microbiológico

MUESTRA

DIRECTO

Antígenos, enzimas, prod.metab, Ac nucleico

INDIRECTO

Anticuerpos

Tinciones Cultivo:ID y S Inmunológico

Test rápido Inmunofluorescia

Molecular

PCR

Tiempo Real,

Microarray , Macroarray

ELISA,

Western

Blott

Como trabajamos

• Para entregar una herramienta útil, amigable y acorde a nuestra realidad , elaboramos tablas en base a evidencia (cuando la había)

• Agrupamos tipos de infecciones por sistemas

• Por agente: bacterias, virus, hongos, parásitos

• Desplegamos los exámenes diagnósticos más eficaces con las técnicas recomendadas y las muestras óptimas para su proceso, con aspectos de toma y transporte

• Agregamos nivel de requerimiento: obligatorio o derivable

(oportuno y expedito)

Diagnóstico Microbiológico

Caso N°1

• Varón de 75 años

• Dg : Linfoma no Hodgkin intestinal

• Estando en QMT

• Consulta en SU por hemiparesia derecha, disartria y dificultad en la marcha

• Se realiza RNM

• múltiples lesiones circulares de centro líquido y realce periférico al contraste, con edema perilesional

• Paciente se realiza biopsia cerebral

Hallazgos de

neuroimágenes

Etiologías

frecuentes

Etiologías

infrecuentes

Lesión de masa c/s

refuerzo

Aspergillus sp

T gondii.

Nocardia sp,

absceso bacteriano

C immitis

H capsulatum

Mucor sp

M TBC

Lesión en sustancia blanca Aspergillus sp

Ciclosporina

Tacrolimus

LEMP

Irradiación craneal

Esclerosis múltiple

AVE

Atrofia difusa con

compromiso de s blanca

L monocytogenes

C neoformans

M TBC

C immitis

Encefalitis VEB

VZV

HHV-6

CMV

Ventriculomegalia CMV

Normal

CMV

Candida sp

Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Muestras Toma de muestra y transporte

Bacterias Tinción de Gram

Kinyoun

Cultivo corriente

Cultivo de anaerobios

Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril .

Inmediato a T° ambiente

Hongos Tinción calcofluor

Directo de hongos

Cultivo hongos

Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril

Inmediato a T° ambiente

Parásitos:Toxoplasmosis

PCR


Inmediato refrigerado

Micobacterias Baciloscopía

Cultivo de Koch

Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, solo SF estéril. Protegido de la Luz Inmediato. T° ambiente

Cultivo acelerado de

Mycobacterias


protegido de la luz. Inmediato a T° ambiente

PCR

Biopsia cerebral

Recipiente estéril sin preservantes. Con SF estéril.

Transporte inmediato refrigerado

Diagnóstico sindromático: Lesión focal del Sistema nervioso central

• Coordinar toma de muestra con laboratorio

Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Nivel de requerimiento

Bacterias Tinción de Gram

Kinyoun

Cultivo corriente

Cultivo de anaerobios

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

Hongos Directo de hongos

Tinción calcofluor

Cultivo hongos

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

Parásitos PCR toxoplasma

Derivable

Micobacterias Baciloscopía

Cultivo de Koch

Obligatorio

Obligatorio

Cultivo acelerado de Mycobacterias

PCR

Derivable

Derivable

Diagnóstico Microbiológico final

Tinción de Gram biopsia: PMN y bacilos gram positivos ramificados

Cultivo 48-72 h: Nocardia spp PCR 72 h: Nocardia cyriacigeorgica

Nocardia cyriacigeorgica

abscess of the conus

medullaris in an

immunocompetent host.

Lee J, Whitby M, Hall BI.

Source

Department of Neurosurgery,

Greenslopes Private Hospital,

Brisbane, Queensland, Australia.

Abstract

Conus medullaris abscesses are

a distinct and rare subset of

spinal intramedullary infections.

We report a patient with a

pyogenic abscess of the conus

from which we cultured

Nocardia cyriacigeorgica

following operative evacuation.

This is the first report

identifying this species as a

pathogen in conus abscess

formation.

http://fundacionio.org/img/bacteriology/img/nocardia_01.jpg

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Lee%20J%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Whitby%20M%22%5BAuthor%5D

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Hall%20BI%22%5BAuthor%5D

Diagnóstico Microbiológico Caso clínico 2

• Paciente 45 años

• Transplantado de riñón hace 8 meses.

• Inmunosuprimido celular severo (prednisona, tacrolimus, micofenolato)

• Tecera rehospitalización en los ultimos dos meses,

• Ingresa por 3 días de diarrea (3-4 episodios/día), sin elementos patológicos.

• Dolor abdominal, distensión y fiebre 38,6°.

• Tendencia a la hipotensión y acidosis.

Diagnóstico sindromático: Sindrome Diarreico Agudo

“Exámenes Microbiológicos a considerar”

• Leucocitos fecales

• Tinción para Campylobacter

• Coprocultivo (incluyendo Campylobacter y Yersinia)

• Toxina Clostridium difficile.

• Rotavirus/ADV Test Pack (ADV mal rendimiento)

• Panel viral diarrea (Rotavirus, ADV, Norovirus, Astrovirus)

• Tinción para Cryptosporidium

• Parasitológico directo y seriado.

Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Muestras Toma de muestra Transporte

Bacterias

Salmonella, Shigella

Campylobacter, , E Coli

diarreogénicos

Aeromona,

Plesiomonas

Vibrio , Yersinia

Leucocitos fecales

Coprocultivo

Cultivos especiales

Deposiciones Tomar desde

recipiente limpio ,

pañal o tórula rectal

Elegir muestra con

pus o sangre

medio de transporte

Cary Blair.

Menos de 2

horas. En medio

de transporte

acepta 24 horas

T° ambiente

Campylobacter Tinción para

Campylobacter

(Tinción de Hucker)

Cultivo especial

Deposiciones En medio Cary Blair Menos de 2

horas. En medio

de transporte

acepta 24 horas

T° ambiente

E Coli diarreogénicos

Detección de Shiga-

Toxina

Deposiciones Recipiente estéril

hermético

Inmediato al

laboratorio

Clostridium difficile Detección de toxina A/B

y GDH (glutamato

deshidrogenasa)

Inmunocromatografía

PCR

Deposiciones

recién emitidas

(No sólidas)

Recipiente estéril

hermético

Inmediato al

laboratorio. Si

más de 1 h,

refrigerar pues

se degrada la

toxina

Rotavirus, Adenovirus

entérico, norovirus,

astrovirus

PCR

Test pack (rota/adeno)

Deposiciónes

recién emitidas

Frasco limpio

Inmediato al

laboratorio,

máximo 2 horas

Refrigerar para

PCR

Cryptosporidium

spp

Tinción de Ziehl

Neelsen modificada

de muestra

concentrada

IFD

Deposición PSD con método

de concentración


Clostridium

difficile

Técnicas Diagnóstica

Detección

de toxina A/B y GDH

(glutamato

deshidrogenasa)


PCR

Técnica recomendada

PCR positiva

Nivel de requerimiento

Obligatorio

Método Sensibilidad (%) Especificidad (%) Tiempo de respuesta

Observaciones

Estudio de citotoxicidad

65-85 > 97 2-3 días Resultados subjetivos

Cultivo > 90 80-90 2-3 días No implica que la cepa sea toxigénica

Cultivo+estudio de citotoxicidad

> 90 > 95 3-4 días Excesivamente laborioso y lento

Enzimoinmunoensayos

Detección de glutamato deshidrogenasa

60-90 85-95 Minutos Solo indica la presencia de C.difficile. Alto VPN completar con más estudios

Detección de toxinas (A y/o B)

50-85 90-95 Minutos baja sensibilidad. Especialmente si solo se detecta la toxina A

Detección de AN > 90 > 97 Horas Costosas pero coste-beneficio justifican su aplicación

Valores obtenidos de diferentes trabajos de revisión: Rupnik et al. , Carroll y Bartlett , Shetty et al. y Schmidt y Gilligan

Aproximaciones metodológicas al diagnóstico de Clostridium difficille


• Paciente 15 años • Trasplante de Precursores Hematopoyéticos hace 4

meses. • Usuario Cotrimoxazol forte trisemanal. • Ingresa en el mes de Julio con 5 días de tos con

expectoración mucosa y fiebre no cuantificada • Disnea progresiva con desaturación. • Crépitos bibasales. • Rx Tórax: infiltrados intersticiales en ambas bases con

predominio a derecha. • Se decide realizar Lavado Broncoalveolar

.

Rx torax

Diagnóstico sindromático: Neumonia Intersticial: muestra LBA


• Tinciones Gram y Cultivo Corriente

• Baciloscopía y Cultivo Koch (cultivo acelerado)

• PCR Mycobacterias

• PCR Mycoplasma pneumoniae

• PCR Chlamydiophila

• Panel viral respiratorio por PCR (VRS/ADV/FLU-A/B/ PI, MPV, Cor, Rhino, EV)

• PCR en LBA de CMV

• qPCR CMV en plasma

• PCR Pneumocystis jirovecii

Neumonia (patrón intersticial-difuso)

Bacterias Tinción de gram

orienta a calidad de la muestra:

CE <10 x campo y PMN >25 x

campo con predominio de una

morfología bacteriana, es buena

muestra

LBA Tubo estéril a T°

ambiente

Transporte inmediato

no más de 2 horas

desde toma

Obligatorio

Cultivo corriente LBA Idem Obligatorio PCR

(Chlamydia)

LBA Tubo estéril

Transporte T°

ambiente

inmediato /refrigerar

Derivable

PCR

(Mycoplasma pneumoniae)

LBA Tubo estéril

Transporte T°

ambiente

Inmediato/refrigerar

Derivable

MICOBACTERIAS Baciloscopia

Cultivo de Koch

Cultivo acelerado de

Mycobacterias

PCR

LBA Cultivo :Tubo estéril,

transporte inmediato a T°

ambiente protegido de la

luz

PCR: tubo estéril

transporte en frío

Obligatoria

Obligatorio

Derivable

Derivable

VIRUS

VRS, ADV, Influenza A/B,

Parainfluenza, Rinovirus,

Me

taneumovirus, Coronavirus

CMV


IF

PCR multiplex

PCR

PCR cuantitativa

LBA

LBA

Sangre

Tubo estéril, transporte

inmediato, en frío

-70°C indefenido

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

(PTransplant

ado)


• PCR CMV positivo el LBA (cualitativo)

• PCR CMV sangre 4000 UI/ml (Cobas Ampliprep)

• lesión con contenido intracavitario homogéneo, circunscrita por aire

¿Diagnóstico presuntivo ?

• Micosis invasora: Aspergillus?

HONGOS Directo de hongos

Tinción Calcofluor

Cultivo hongos

Galactomanana

Tinción Pneumocystis

IF Pneumocystis

PCR Pneumocystis

LBA

LBA

Tubo estéril

a T° ambiente

Transporte

iInmediato

Tubo estéril

Transporte

inmediato

PCR refrigerado

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

Obligatorio

(en paciente

Transplantado)

Obligatorio

Galactomanano en LBA= 1,5


• Mujer de 54 años portadora de Leucemia Mieloide Aguda

• Hospitalizada por compromiso del estado general,

vómitos y alzas febriles hasta 39º C los últimos 4 días.

• Portadora catéter con reservorio.

• Dolor de la zona de inserción del catéter.

• Mucositis oral severa.

Diagnóstico sindromático: ITS asociado a cateter venoso central


Diagnóstico de ITS sin retiro de CVC:

• Hemocultivos diferenciales en tiempo

• Hemocultivos cuantitativos diferenciales

DIAGNOSTICO Técnicas

diagnósticas

MUESTRA Toma de muestra Transporte

ITS ASOCIADO A

CVC

CON CATETER IN

SITU

Requiere

hemocultivos

automatizados

(*)Viales aeróbicos

de preferencia

Cualitativo :

TIEMPO

DIFERENCIAL

1set=viales con

sangre tomada

desde una

misma punción

Sangre

Ideal 1 set central

y 2 set periféricos

con no más de 10

minutos de

diferencia entre

tomas

(total 6 viales)

Si >1 lumen,

muestrear todos

los lúmenes

Técnica aséptica

Desinfectar tapón con

alcohol

No es necesario eliminar

primeros ml de sangre

aspirados desde CVC

Igual volumen (20 ml)

por cada set en adulto

(niños según peso)

(*)reemplazar x1 vial

anaeróbico si hay

sospecha etiológica

Inmediato

No más de 2

horas desde la

toma hasta que

se incuba

Transporte a T°

ambiente.

Rotular bien

frascos

(central/periféri

co y tipo de

cateter)

CUANTITATIVO

diferencial

Sangre

2 jeringas tomadas

Vía central y

periférica

IGUAL volumen; 1 ml

de sangre muestra

central y periférica

Inmediato .

Transporte a

T° ambiente.

Rotular bien

jeringas o tubos

DIAGNOSTICO DE INFECCIONES BACTERIANAS DE TORRENTE SANGUINEO

DIAGNOSTICO Técnicas

diagnósticas

Nivel de

Requerimiento

ITS ASOCIADO A

CVC

CON CATETER IN

SITU

Requiere

hemocultivos

automatizados

Cualitativo :

TIEMPO

DIFERENCIAL

1set=viales con

sangre desde

una misma

punción

Obligatorio

CUANTITATIVO

diferencial

Obligatorio

• Contar con hemocultivos automatizados : obligatorio y al menos una técnica para diagnóstico de ITS con cateter in situ


• Hemocultivo central positivo 4 horas antes que el hemocultivo periférico con E Coli , con igual antibiograma: Tiempos compatibles con sepsis asociada a CVC

Reflexiones

• El diagnóstico microbiológico del paciente inmunocomprometido exige contar con un laboratorio que realice una amplia gama de exámenes controlados y posea personal calificado

• Aquellos exámenes derivables deben poder hacerse en forma oportuna y expedita: convenios preexistentes

• La solicitud de exámenes es de responsabilidad del clínico quien debe conocer las técnicas más recomendadas según su sospecha clínica, las muestras más idóneas para ellas y la correcta forma de tomarlas y transportarlas

• La comunicación con el Laboratorio de Microbiología es fundamental para optimizar los resultados

• Debemos cumplir con estos requerimientos diagnósticos si vamos a trabajar con estos pacientes en forma responsable

Bibliografía que sustenta decisiones

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3. Cockerill, FR 2004. Optimal testing parameters for blood cultures. Clinical infect Dis 38: 1724-1730.

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5. Arpi, M. 1989. Importance of blood volume cultured in the detection of bacteremia. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 8:838-842

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9. Baron EJ 2013 A Guide to Utilization of Microbiology Laboratoryfor Diagnosis of Infectious Diseases: Recommendations by Infectious Diseases Society of America (IDSA) and the American Society for Microbiology (ASM) IDSA GUIDELINES

10.Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline/CLSI 2007/M47A

11.Siegman-Igra Y. et al Diagnosis of vascular catheter related bloodstream infection.: A

metanalysis.JCM 1997,35 849.928-936

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13. Mermel LA. Guidelines for management of intravascular catheter related infection. Clin Infect Dis 2001

14. Ellen Jo Baron: A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2013 Recomendations by the Infectious Diseases Society of America (IDSA) and the American Society of Microbiolgy (ASM)

Bibliografía que sustenta decisiones

desde el diagnóstico · •para el clínico, todo se resume en tres grandes preguntas: ... y...

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