control y diagnóstico de trichinella en cacerías - … · res cantidades de músculo...

PABLO MANTILLA ORTIZ1, MERCEDES MORÁN CUESTA2

Y ROBERTO ELICES MÍNGUEZ1

1 Servicios Veterinarios en Actividades Cinegéticas.2 Clinica Veterinaria Mimos. Pozuelo de Alarcón

(Madrid).Contacto: [email protected]

Introducción.

Próxima a comenzar la temporada de caza2009/10 y como consecuencia de la presencia oca-sional de brotes de triquinelosis enhumana, es importante asegurar unbuen diagnóstico, así como unoscorrectos métodos de control de Tri-chinella en los alimentos de origenanimal, particularmente en los jaba-líes procedentes de las actividadescinegéticas (Figura 0), y en los cer-dos sacrificados en régimen dematanza domiciliaria, para garan-tizar la seguridad y calidad alimen-taria. En consecuencia, existe unanecesidad de estandarización demétodos, programas, y buenas prác-ticas usadas en el control de estazoonosis. Un diagnóstico efectivo yunos programas de control de Tri-chinella fiables son esenciales paragarantizar la seguridad alimentaria,y para facilitar el comercio y suregulación internacional.

La bibliografía sobre esta parasitosis es amplia. Conel presente artículo de revisión pretendemos recor-dar algunos aspectos importantes de la misma y suaplicación en nuestro trabajo como veterinarios cola-boradores en matanzas domiciliarias y en actividadescinegéticas (Figura1 y 1bis).

Biología y epidemiología.

Los nematodos del genero Trichinella son parásitoscaracterizados por un ciclo de vida directo, no tienenuna etapa exógena, dos generaciones en el mismo hos-pedador, y un amplio espectro de hospedadores queincluyen mamíferos, aves y reptiles (1). La fase infes-tiva es la larva fase 1 (L1) que invade las células de

musculatura estriada, donde puedensobrevivir durante años. Cuando lalarva penetra en la célula muscular,generalmente, la célula del hospeda-dor cambia su estructura, y desarro-lla una cápsula gruesa de colágeno(encapsulación) (Figura 2). Deacuerdo con este proceso, se distin-guen dos grupos principales recono-cidos dentro del género Trichinella:uno que produce encapsulación enel tejido muscular del hospedador yel segundo que incluye especies queno se encapsulan (Figura 3) siguien-do la invasión de células muscula-res. Las especies y los genotipos delprimer grupo infectan sólo a mamí-feros (T. spiralis, T. nativa, T. britovi,T. murrelli, T. nelsoni, y TrichinellaT6, T8, T9, y T12), de las tres espe-cies que comprenden el segundo

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Control y diagnóstico deControl y diagnóstico deTrichinella en cacerías

“Un diagnósticoefectivo y unos

programas de controlde Trichinella fiablesson esenciales para

garantizar laseguridad

alimentaria, y parafacilitar el comercio y

su regulacióninternacional”

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grupo uno infecta mamiferos y aves(T. pseudospiralis) y el segundoinfecta mamíferos y reptiles (T.papuae y T. zimbabwensis) (2)

En cuanto a su distribución,podemos decir que en España coe-xisten T. spiralis y T. britovi, siendolos reservorios principales el cerdo,el jabalí y las ratas, además de losgatos, el zorro y el lobo entre otros.

Excepto por la existencia de unacápsula y posiblemente una diferen-cia de tamaño en una de las espe-cies no encapsuladas, todas las espe-cies y genotipos del géneroTrichinella son morfológicamenteindistinguibles en todas las etapasdel desarrollo; en consecuencia sólopor métodos bioquímicos o molecu-lares podemos identificar el genoti-po del parásito. Se han desarrolladomuchos métodos para este propósi-to; sin embargo, a día de hoy, los másusados son a través de PCR.

La distribución global de las dife-rentes especies de Trichinella está enrelación con el amplio rango de hos-pedadores y las diferentes culturasrespecto a los hábitos alimenticios.La ingestión de carne cruda o pocococinada, son los dos principalesfactores que favorecen las infesta-ciones humanas. La triquinelosishumana ha sido documentada en 55países (27.8%) en todo el mundo(4). Sin embargo en algunos de estospaíses la triquinelosis no está casipresente ya que no se consumecarne cruda (carne de cerdo domés-tico o jabalí).

Detección postmortem: toma de muestras.

En nuestro país, en aquellos programas cuyo finsea asegurar la salud pública, la detección de larvasde Trichinella está limitada a la inspección postmor-tem de cerdos domésticos, jabalíes y caballos. Unasensibilidad de detección de aproximadamente 1-3larvas por gramo (LPG) se consigue normalmente enlos programas rutinarios de inspección de carnes.

Las muestras de musculatura deben ser recolecta-das de los lugares de predilección de localización; portanto hay que incluir los pilares diafragmáticos (en lazona de transición de la parte muscular y la parte ten-dinosa) (Figura 4), la lengua, los maseteros y los mús-culos abdominales en canales enteras de cerdosdomésticos, lengua y maseteros en caballo, y en losmúsculos del antebrazo, lengua y pilares diafragmá-ticos (Figura 5) en jabalí. Sí los lugares de predilec-ción de la Trichinella no se encuentran o son desco-nocidos en las especies a analizar, se recomienda

muestras de la lengua y con muestras del diafragmacomo alternativa (5). Una ventaja de las muestras deldiafragma es su fácil digestión.

Se debe recoger una cantidad suficiente de mues-tra que garantice la detección de las larvas de Trichi-nella con un nivel adecuado de sensibilidad y unabuena relación coste-beneficio para el propósitorequerido.

Para la inspección en las matanzas domiciliarias -usando el método de digestión- debe examinarse unmínimo de 1 gramo de muestra de músculo de lugarde elección. Una muestra de tejido de 1 gramo per-mite la detección de < 3 LPG, una muestra de 3 gra-mos < 1.5 LPG y una muestra de 5 gramos < 1 LPG(6). En situaciones de alto riesgo como regiones endé-micas de Trichinella en las canales de jabalí se debeutilizar una muestra de 5 gramos para aumentar ade-cuadamente la sensibilidad del método de detección.Si los músculos de los lugares de elección no son acce-sibles a la toma de muestras se deben recoger mayo-

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Figura 1. y 1bis Veterinarios colaboradores en actividades cinegéticas


res cantidades de músculo esquelé-tico de la canal para conseguir unaadecuada sensibilidad (un mínimode 5 gramos hasta 100 gramos demúsculo esquelético con pocagrasa).

Métodos de digestión (método dedetección de referencia)

Los métodos de digestión artifi-cial colectiva permiten el análisisde una muestra de al menos 1 gramode músculo en 100 gramos totaleslo que permite analizar hasta 100canales por ensayo. Comparandoeste método con la triquinoscopia,la digestión es más sensible, eficien-te, fiable y efectiva particularmenteen países no endémicos. En conse-cuencia, se ha convertido en elmétodo utilizado en la mayoría delos países industrializados para lainspección rutinaria de matanzas.Sin embargo en países endémicos,el muestreo de digestión colectivono es práctico por la necesidad detener que analizar cada muestraindividualmente con el objetivo deidentificar las canales infectadas. Enregiones endémicas, es necesariousar otros métodos de deteccióncomo la triquinoscopia, así comoofrecer una correcta información alos consumidores sobre prácticasalternativas que aseguren la inocui-dad de la carne, como por ejemploun cocinado adecuado u otros méto-dos de procesamiento capaces dematar larvas de músculo para com-pensar la poca sensibilidad de detec-ción y el elevado riesgo alimenta-rio.

Recordemos con una descrip-ción breve cual es el método dedigestión recomendado por la legis-lación en esta materia (ReglamentoCE nº 2075/2005 de la Comisión de5/12/05, publicado 22/12/05D.O.U.E.):• Vaso de precipitados de 3 litros con

2 litros de agua del grifo (46-48ºC)más agitador.

• Añadir 16 ml de ácido clorhídrico(+/- 0.5ml) y agitar.

• Añadir 10 gramos de pepsina (+/-0.2 gramos).

• Añadir la carne picada de 100 gra-mos de muestras a la vez.

• Cubrir el vaso de precipitados conuna hoja de aluminio.

• Agitar el liquido de digestióndurante de 30 minutos.

• Verter el líquido de digestión a tra-vés del tamiz sobre el embudo deseparación.

• Dejar el líquido de digestión en elembudo durante 30 minutos.

• Traspasar una muestra de 40 ml dellíquido de digestión a una probe-ta graduada o al tubo de centri-fugación.

• Dejar reposar durante 10 minutos.• Aspirar 30 ml del líquido sobrena-

dante dejando 10 ml.• Verter los 10 ml en una placa de

Petri para visualizar las larvas.• Enjuagar la probeta graduada o el

tubo de centrifugación con 10 mlde agua, que se añadirá a la mues-tra en la placa de Petri.

• Proceder a la observación en el tri-quinoscopio o con la lupa bino-cular, con un aumento de 15 a 20veces (Figura 6a y 6b). Si hayzonas sospechosas o formas simi-lares a parásitos, deberán aplicar-se aumentos superiores, de entre60 y 100 veces.

Triquinoscopía.

La triquinoscopia es un métodolaborioso y que requiere muchotiempo para la inspección de cana-les individuales. Sin embargo ennuestro país, en ciertas provincias seexige la utilización de esta técnicauna vez finalizada la cacería y comorequisito previo a la extensión del cer-

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“En cuanto a sudistribución,

podemos decir queen España coexistenT. spiralis y T. britovi,

siendo losreservorios

principales el cerdo,el jabalí y las ratas,además de los gatos,

el zorro y el loboentre otros”

Figura 2. Larva de Trichinella spiralis (x120). Imagen propiedad de BFR

Figura 3. Larva de Trichinellapseudoespiralis (x120). Imagen

propiedad de BFR


tificado de autoconsumo del jabalí,para de este modo poder transportarla canal al domicilio del interesado(Figura 7). Tiene una sensibilidad másbaja que los métodos de digestión (8)y las larvas que no están contenidasdentro de cápsula de colágeno (p.e.T. pseudospiralis) son difíciles dedetectar. Por estas limitaciones, laTriquinoscopia no está recomenda-da por el ICT, OIE y UE para los exá-menes rutinarios de animales desti-nados al consumo. De todasmaneras, la triquinoscopia puede seruna buena herramienta en estudiosque requieren resultados prelimina-res rápidos donde los resultados posi-tivos son abundantes. (Figura 8)

¿Cómo podríamos optimizar losmétodos de detección?

El punto importante en la inspección de Trichine-lla es detectar de forma fiable las larvas en la carnea niveles capaces de causar triquinelosis humana. Hayuna urgente necesidad de optimizar y armonizar losmétodos de detección debido al gran marco de leyesque existen para la Trichinella en seguridad alimen-taria. Mientras la triquinoscopia y los métodos dedigestión han sido los más aplicados, otros métodosespecíficos han sido recientemente utilizados interna-cionalmente (9).

El método de agitación magnética es el más fiabley ha sido designado como método de referencia por

los estados miembros de la UE (7).Sin embargo, debido a la distribuciónpoco uniforme de la larva y las limi-taciones técnicas, la sensibilidad deeste método está limitada a ≤ 3LPGcuando se examina 1 gramo de carnedel animal (6).

Las pruebas serológicas permitendetectar anticuerpos específicos deTrichinella, y se realizan normalmen-te en suero y fluidos tisulares reco-gidos ante o post mortem. Mientrasque los métodos serológicos para ladetección de infestaciones de Trichi-nella son usados normalmente conel propósito de inspeccionar lacarne, existen aplicaciones impor-tantes para controlar estudios deinfestación y epidemiología enpoblaciones animales (10). El méto-

do ELISA es rápido y es el ensayo más comúnmenteusado en cerdos y jabalíes; puede ser fácilmente estan-dartizado y automatizado para pruebas a gran escala.

Realizar las pruebas con técnicas de ELISA tieneventajas como aumentar la sensibilidad sobre losmétodos de digestión para detectar infestaciones deTrichinella en animales poco infectados; esta sensibi-lidad es útil particularmente para detectar infestacio-nes iniciales en las granjas. Se han detectado por ELISAinfestaciones tan bajas como 1 larva por 100 gramosde tejido (11). La sensibilidad y especificidad de ELISAdepende de la calidad del antígeno utilizado en laprueba, pero también en el procedimiento y la espe-cie del hospedador.


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Figura 4. Toma de muestras de la zona de transición de laparte muscular y la parte tendinosa del diafragma. Figura 5. Toma de muestras de los pilares del diafragma.

“La ingestión decarne cruda o poco

cocinada, son los dosprincipales factoresque favorecen las

infestacioneshumanas. La

triquinelosis humanaha sido documentada

en 55 países”


Las respuestas serológicas en cer-dos persisten hasta al menos 6 mesesdespués de la infestación (9 y 10).Sin embargo se han detectado nive-les de anticuerpos en caballos quedescienden a los pocos meses des-pués de la infestación aunque la larvapuede persistir en la musculatura porlo menos un año (12). Entonces, lasevaluaciones serológicas de Trichi-nella en caballos tienen valor limi-tado (10, 13 y 14). Poco se sabe delas respuestas de los anticuerpos a laTrichinella en animales de caza. Serequiere la estandarización y valida-ción de los ensayos serológicos y elestablecimiento de bancos de sueropara facilitar mejoras y mayor fiabi-lidad en los mismos para la detec-ción de infestaciones de Trichinellaen animales para consumo humano.

Métodos de procesamiento de lacarne.

Parte de nuestro trabajo comoveterinarios en actividades cinegéti-cas consiste en ofrecer informacióny formación de la población. En estesentido, es interesante revisar losdiferentes métodos que inactivan laslarvas de Trichinella (congelación ycocinado)

Los animales que no han sido analizados para ladetección de Trichinella pueden ser procesados parasu comercialización, o tratados por los consumidoresutilizando métodos conocidos para la inactivación delparásito.

En cuanto al cocinado la recomendación es que laparte más interna de la pieza alcance los 71ºC

Respecto a la congelación de carne posiblementeinfestada, la recomendación se rige por temperatura ytiempo. Así si el espesor de la pieza es menor a 15 cm

debe permanecer 20 días a -15ºC, 10días a -23ºC o 6 días a -29ºC; si bienel espesor va de 15 a 50 cm debeestar 30 días a -15ºC, 20 días a -25ºCo 12 días a -29ºC. Debemos insistir,no obstante, en la posible presenciade Trichinella resistente a la conge-lación y que los congeladores con-vencionales presentes en los hoga-res, difícilmente alcanzan estastemperaturas en el centro de la piezade carne.

Por último, adjuntamos una rela-ción de algunos organismos, organi-zaciones, laboratorios y legislaciónde referencia sobre Trichinella sp..•Comisión internacional de la Tri-quinelosis (ICT)

La ICT es una organización a nivelmundial de individuos que se inte-resan en aspectos de la Trichinella yla triquinelosis. Sus funciones prin-cipales son:1. La promoción y la facilitación deestudios relacionados con todas lasfases de la infestación de Trichinellaen animales y humanos.2. Son sede de la Conferencia Inter-nacional en Triquinelosis cada 4años.3. Organizan o participan en congre-sos internacionales, simposios otalleres de trabajo que focalizan en

un todo o una parte de la Trichinella y/o triqui-nelosis.

•Laboratorios de referencia internacional - El centro de referencia internacional de Trichinella

(ITRC, www.iss.it/site/Trichinella/index.asp) se haestablecido en el Instituto Superior de Sanidad deRoma, Italia. El ITRC es el laboratorio de referen-cia oficial para el ICT y el OIE.

- En Europa, la Comisión Europea ha asignado unlaboratorio de referencia para parásitos (CRLP,

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Figura 6a y 6b. Observación directa de las larvas 1 de T.spiralis libres tras la digestión. (x40)

“El punto importanteen la inspección de

Trichinella esdetectar de forma

fiable las larvas en lacarne a niveles

capaces de causartriquinelosis humana.

Hay una urgentenecesidad deoptimizar y

armonizar losmétodos de deteccióndebido al gran marcode leyes que existenpara la Trichinella en

seguridadalimentaria”


www.iss.it/crlp/) por un periodo de 5 años (2006-2011). El CRLP está también situado en el Institu-to Superior de Sanidad de Roma. Este laboratoriode referencia realiza estudios, diagnósticos, y acti-vidades de control en el campo de las zoonosis ali-mentarias parasitarias incluyendo la triquinelosis.

•Laboratorios de referencia nacional - Centro Nacional de Alimentación. Agencia Espa-

ñola de Seguridad Alimentaria y Nutrición.•Real decreto 1940/2007, de 27 de septiembre, sobre

vigilancia de las zoonosis y los agentes zoonóticos,en su Anexo V, Capítulo I referente a la lista de labo-ratorios nacionales de referencia.

•Reglamento CE nº 2075/2005 de la Comisión de5/12/05, publicado 22/12/05 D.O.U.E.

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Figura 8. Imagen de T.spiralis por triquinoscopia (x120)

Figura 7. Extensión del certificado de autoconsumo deljabalí por el veterinario colaborador.


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