comparaciÓn de la densidad de bacterias …
TRANSCRIPT
COMPARACIÓN DE LA DENSIDAD DE BACTERIAS DESNITRIFIC ANTES ENTRE BOSQUE INUNDADO Y MORICHAL EN LA RESERVA NATU RAL
BOJONAWI
NATALIA JEANNETHE BORDA CALVO YULY MILENA LARGO HIGUERA
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar al tít ulo de
Microbióloga Industrial
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL Bogotá D.C.
Febrero de 2009
2
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus
alumnos en sus trabajos de tesis. Sólo velará por que no se publique nada
contrario al dogma y a la moral católica y por que la tesis no contengan
ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el
anhelo de buscar la verdad y la justicia”
3
COMPARACIÓN DE LA DENSIDAD DE BACTERIAS DESNITRIFIC ANTES
ENTRE BOSQUE INUNDADO Y MORICHAL EN LA RESERVA NATU RAL
BOJONAWI
NATALIA JEANNETHE BORDA CALVO
YULY MILENA LARGO HIGUERA
APROBADO
_________________________
Amanda Varela, Ph. D Directora
_______________________ _____________________
María Magdalena Gómez Joaquín Benavides Jurado Jurado
4
COMPARACIÓN DE LA DENSIDAD DE BACTERIAS DESNITRIFIC ANTES
ENTRE BOSQUE INUNDADO Y MORICHAL EN LA RESERVA NATU RAL
BOJONAWI
NATALIA JEANNETHE BORDA CALVO YULY MILENA LARGO HIGUERA
APROBADO
___________________ _____________________
Ingrid Schuler, Ph. D Janeth Arias, MSc Decana Académica Directora de Carrera
5
Agradezco a DIOS y dedico este trabajo a mis familiares, en especial
a mis padres, quienes no me dejaron desfallecer en el camino, quienes
con su constancia, paciencia, voz de aliento y apoyo incondicional
ayudaron a cumplir mi meta.
A Ronal e hijo por ser la ilusión más grande de mi vida y a todos
aquellos que hoy comparten este sueño junto a mi.
Natalia Borda
Dedico el presente trabajo de grado a mis padres, Rogelio y Luva por la
inmensidad de su amor y el legado de perseverancia y valor al asumir
los retos de la vida; A mis hermanos Gloria Elcy, Cesar, Javier , A
Hernando especialmente por su ayuda incondicional y ejemplaridad de
vida, A toda mi familia, por ser el pilar fundamental de mi existir; A
Diego por su compañía, amor y aliento permanente.
A todos ellos la gratitud en mi corazón y de mi alma a Dios y la Virgen
María por su bendición al lograr esta importante meta profesional.
Yuly Milena
6
AGRADECIMIENTOS
A la Fundación Omacha y a la Pontificia Universidad Javeriana por el apoyo económico para el desarrollo del proyecto.
A la Dra. Amanda Varela, Ph.D., Docente e Investigadora de la Pontificia Universidad Javeriana, por su colaboración y apoyo en el trabajo de grado.
A la Dra. Sandra Baena, Ph.D., Docente e investigadora del Departamento de Biología, a Carolina, Luisa y demás miembros del laboratorio Unidad De
Saneamiento De Biotecnología Ambiental (USBA), por el apoyo logístico durante el desarrollo del trabajo.
A María Magdalena Gómez, Bacteriologa de la Universidad Metropolitana de Barranquilla, por su paciencia, colaboración y tiempo durante el desarrollo
del proyecto
A Mónica Cubillos, Bióloga de la Pontificia Universidad Javeriana, quien con sus conocimientos de estadística nos guió para darle curso a nuestro
proyecto.
A Diego Alberto Sáenz, Microbiólogo Industrial, de la Pontificia Universidad Javeriana, por transmitirnos sus conocimientos y guiarnos en gran parte del
proyecto, además por su colaboración y ayuda desinteresada.
A nuestros compañeros de Laboratorio de Ecología de Suelos y Hongos Tropicales de la Facultad de Ciencias, por sus valiosos aportes y
comentarios en el proceso de desarrollo de este trabajo.
A todas las personas que nos acompañaron y ayudaron en la realización de este trabajo.
7
TABLA DE CONTENIDOS
Pág
RESUMEN
ABSTRACT
1. INTRODUCCIÓN 1
2. MARCO TEÓRICO 3
2.1 Región de la Orinoquía 3
2.2 Humedales y bosques riparios 9
2.3 Ciclo del nitrógeno 18
3. FORMULACION DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACION 29
3.1 Formulación del problema 29
3.2 Preguntas de Investigación 30
3.3 Justificación 31
4. OBJETIVOS 33
4.1 Objetivo general 33
4.2 Objetivos específicos 33
5. MATERIALES Y MÉTODOS 34
5.1. Diseño de investigación 34
5.2. Selección de coberturas vegetales 34
5.3 Métodos 35
5.3.1. Recolección de muestras 35
5.3.2. Parámetros fisicoquímicos 37
8
5.3.3. Densidad de bacterias desnitrificantes 39
5.4. Análisis de datos 42
6. RESULTADOS 43
6.1 Densidad de bacterias desnitrificantes 43
6.2 Variables ambientales 44
6.3 Parámetros fisicoquímicos 44
6.4 Relación entre la densidad de bacterias desnitrificantes y
parámetros fisicoquímicos 47
7. DISCUSIÓN DE RESULTADOS 52
8. CONCLUSIONES 63
9. RECOMENDACIONES 64
10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 65
11. ANEXOS 77
9
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Valores de r2 y P de la prueba de Spearman, entre
las variables ambientales, parámetros fisicoquímicos y la
densidad de bacterias desnitrificantes para los suelos de las
coberturas vegetales analizadas.
51
10
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Reserva Natural Bojonawi. 34
Figura 2A y 2B . Coberturas vegetales. Morichales y Bosques
Riparios. 35
Figura 3. Termómetro de máximas, mínimas y de suelo. 36
Figura 4A y 4B. Medio en ebullición y cambio de Fase. 40
Figura 5A y 5B. Aumento de turbidez en medio de cultivo debido al
crecimiento microbiano y verificación con reactivo
difenilamina. 41
Figura 6. Promedio ± desviación estándar de densidad de
bacterias desnitrificantes en suelos de morichales y
bosques riparios.
Figura 7. Promedio ± desviación estándar de pH en suelos de
morichales y bosques riparios. 45
Figura 8. Promedio ± desviación estándar de porcentaje de
humedad en suelos de morichales y bosques riparios. 45
Figura 9. Porcentaje de arcilla, arena y limo en suelos de
morichales y bosques riparios. 46
Figura 10. Promedio ± desviación estándar de la distribución de
agregados en suelos de morichales y bosques riparios. 47
43
11
Figura 11. Correlación entre pH densidad de bacterias
desnitrificantes para las coberturas vegetales
analizadas. 48
Figura 12. Gráficas de correlación entre tamaño de agregados y la
densidad de bacterias desnitrificantes para las coberturas
vegetales analizadas. 50
12
RESUMEN
En este estudio se realizó una comparación de la densidad de bacterias
desnitrificantes entre bosque ripario y morichal en la Reserva Natural
Bojonawi y se estableció su relación con algunas variables ambientales
(temperatura ambiental, temperatura del suelo y cobertura vegetal) y
fisicoquímicas (pH, porcentaje de humedad, textura, y distribución de
agregados) del suelo. Se realizó un muestreo aleatorio simple, en época de
lluvias (junio) del 2007. Para cada cobertura vegetal se escogieron cinco
sitios de muestreo y de cada uno se tomaron tres muestras de suelo. Para la
determinación de la densidad de bacterias desnitrificantes se trabajó bajo
condiciones de anaerobiosis, usando un medio mineral basal con cloruro de
amonio como fuente de nitrógeno. Se encontró que la cantidad de bacterias
desnitrificantes fue mayor en los suelos bajo bosques riparios, pero dentro
del mismo orden de magnitud. Se determinó que los parámetros
fisicoquímicos que tuvieron relación con la densidad de estas bacterias
fueron el pH y la cantidad de agregados (600, 300, 54 y <54 µm). Se
encontró una relación directa entre la densidad de bacterias desnitrificantes y
el pH. De igual manera se determinó que los suelos de textura arcillosa y
limosa favorecían la densidad de este grupo bacteriano. Los resultados
obtenidos demuestran que a pesar del pH ácido del suelo hay una población
de bacterias desnitrificantes aunque baja, que mantiene la desnitrificación en
estos suelos, pero que sugiere una baja disponibilidad de nitrógeno en el
suelo. Se sugiere medir las concentraciones de varias formas de nitrógeno
en estos suelos y cuantificar la actividad enzimática de este grupo, así como
de otros grupos de bacterias involucrados en otras fases del ciclo del
nitrógeno.
Palabras clave: bacterias desnitrificantes, bosques riparios, ciclo del nitrógeno, morichales, suelo, variables fisicoquímicas.
13
ABSTRACT This study was conducted to compare the density of denitrifying bacteria and
Morichal between riparian forest in the Natural Reserve Bojonawi and
established relationship with some environmental variables (temperature, soil
temperature and vegetation cover) and physicochemical (pH, percentage of
moisture, texture, and distribution of aggregates) from the soil. We performed
a simple random sampling, in the rainy season (June) 2007. For each cover
five sites were selected for sampling and each took three soil samples. To
determine the density of denitrifying bacteria were working under anaerobic
conditions using mineral basal half of ammonium chloride as a source of
nitrogen. It was found that the amount of denitrifying bacteria was higher in
soils under riparian forests, but in the same order of magnitude. It was
determined that the physicochemical parameters that were related to the
density of these bacteria were the pH and amount of aggregates (600, 300,
54 and <54 m). We found a direct relationship between the density of
denitrifying bacteria and pH. Similarly found that the soil texture and silty clay
favored bacterial density of this group. The results show that despite the soil
pH is a population of denitrifying bacteria, although low, which maintains the
denitrification in these soils, but that suggests a low availability of nitrogen in
the soil. It is suggested to measure the concentrations of various forms of
nitrogen in the soil and measure the enzyme activity of this group and other
groups of bacteria involved in other phases of the nitrogen cycle.
Key words : denitrifying bacteria, riparian forests, the nitrogen cycle,
morichales, soil physicochemical variables.
14
1. INTRODUCCIÓN
La presencia de nitratos y nitritos en el suelo se da de manera natural.
Grupos de bacterias edáficos oxidan los iones amonio a nitrito y las bacterias
nitrificantes oxidan el nitrito a nitrato. El nitrato es fácilmente absorbido por
las raíces de las plantas y utilizado para formar moléculas propias, que
contienen nitrógeno (proteínas y ácidos nucleicos). Existen un grupo de las
bacterias desnitrificantes que en condiciones anaerobias y de inundación
convierten los nitratos del suelo en nitrógeno molecular que escapa a la
atmósfera, como parte del ciclo del nitrógeno. Estas bacterias son de gran
importancia ya que evitan la acumulación de nitrato en el suelo y por ende la
contaminación del medio ambiente.
En Orinoquía hay ecosistemas como los bosques riparios, los cuales son
refugio de numerosas especies de fauna y reguladores del ciclo estacional de
lluvia, que han sido deteriorados por tener una fuente de recursos naturales
de fácil acceso. Esta vegetación ha sido objeto de transformaciones por la
frecuencia de quemas periódicas, caza indiscriminada y sobrepesca, entre
otros. Asimismo existen los morichales donde se encuentra la palma de
moriche, considerada por la comunidad como el árbol de la vida, sacando
provecho de esta para techar sus chozas, elaborar diferentes comidas y
brebajes a partir de los frutos y, fabricar hamacas y cestas de las fibras
obtenidas de las hojas.
Esta palma se encuentra dentro de una formación vegetal con una gran
composición florística; tanto así, que puede dar la sensación de un bosque
similar al de galería en un ambiente típico de sabana, estas plantas tienen
características muy particulares, entre ellas, su permanente escorrentía,
ausencia total de transporte suspendido, leves magnitudes de pendientes y
aspecto limpio de sus aguas, con suelos grises oscuros y de alto contenido
orgánico, pero aunque su similitud es alta, se presume que la abundancia de
15
bacterias tiene un cambio significativo dependiendo de la región, pues se
trata de ecosistemas diferentes, sin embargo esta variedad y densidad que
pueda existir es desconocida por las escasas investigaciones realizadas allí.
Los bosques riparios y morichales de la Orinoquia se inundan periódicamente
y permanecen inundados durante siete meses al año en época de lluvias,
(entre abril y octubre), generando de esta manera condiciones físicas,
químicas y biológicas particulares en el suelo. Esto afecta la densidad y
actividad de los microorganismos del suelo, y por ende el ciclaje de
nutrientes se da a diferentes tasas bajo inundación y sin esta. Sin embargo la
dinámica natural de los cambios que sufre la estructura de las comunidades
microbianas por la inundación es desconocida tanto para bosques como para
morichales y para poder recuperar los morichales a través de la siembra de
palmas, un primer paso puede ser conocer cómo cambia la densidad de
bacterias asociadas al ciclo del nitrógeno, ya que es un elemento
fundamental en la nutrición vegetal. Es así como se podrán proponer
estrategias que favorezcan el establecimiento de palmas y árboles del
bosque con fines de recuperación de estos dos sistemas.
16
2. MARCO TEÒRICO
2.1. Región de la Orinoquía
De acuerdo con Correa et al., (2006) en la región de la Orinoquía se han
identificado cinco grandes subregiones o paisajes, que incluyen las zonas
transicionales de Amazonía-Orinoquía, Andes-Orinoquía y las formaciones
del Escudo Guyanés. La subregión andino-orinoquense, comprende las
partes alto, media y baja de la cordillera Oriental y se extiende desde la
Cordillera de los Picachos hasta el Parque Nacional Natural Tamà, Incluye
formaciones vegetales de páramo, bosque alto-andino, andino y de
piedemonte o subandino (Peñuela et al., 2002).
En la subregión de los Llanos Orientales, representada por el complejo de
sabanas tropicales, abarca desde los ríos Arauca, Capanaparo y Meta en el
nororiente, hasta los ríos Guayabero y Guaviare en el suroccidente (Correa
et al., 2006). Entre sus componentes más importantes están las planicies de
pantanales y desbordes, las sabanas planas y onduladas de la altillanura, y
las de desborde, la llanura eólica y las zonas aluviales recientes (Castillo et
al., 2006).
Con respecto a la subregión del andén orinoquense se conoce que se
encuentra localizada en la margen izquierda del río Orinoco, en la franja
comprendida entre Puerto Carreño y Puerto Inírida, con dominio de paisaje
de altillanura residual; se considera una zona de transición entre la altillanura,
las selvas y las sabanas del Escudo Guyanés (Correa et al., 2006). Por su
parte la subregión transicional Amazonía-Orinoquía ubicada en la franja de
ecotonos entre selvas y sabanas; se extiende al sur del río Vichada hasta el
río Guaviare. La sierra de La Macarena, situada en el extremo sur occidental
de la Orinoquía, se caracteriza como un núcleo rocoso emparentado con el
Escudo Guyanés; se define como relieve Insular que conecta
17
biogeográficamente los Andes, la Amazonía y la Orinoquía (Correa et al.,
2006; Peñuela et al., 2002).
En cuanto a la geomorfología y suelos de la Orinoquía, la megacuenca de
sedimentación de dicho departamento comprende las áreas sedimentadas
por ríos provenientes de la cordillera Oriental. Esta sedimentación acompañó
al levantamiento de la cordillera formando diferentes paisajes de acuerdo con
las distintas fases, principalmente la tectónica, en las áreas que recibieron los
sedimentos, entre los cuales se encuentra principalmente el relieve colinado,
el alomado estructural erosional, la altillanura estructural, las llanuras
aluviales, el piedemonte coluvio aluvial y la llanura eólica (Correa et al.,
2006; Peñuela et al., 2002).
En general, los suelos en la Orinoquía colombiana son de baja fertilidad. Son
escasos los que presentan condiciones favorables para la agricultura, los
cuales se ubican en el piedemonte de la cordillera Oriental y en las zonas
aluviales de los ríos de origen andino. Los niveles de fertilidad disminuyen en
dirección oriental, con registros más bajos en las áreas de influencia del
Escudo Guyanés. Se trata de suelos de ecosistemas frágiles, en los cuales
predomina la vocación forestal y la medida de su riqueza está representada
en una gran diversidad (Correa et al., 2006).
Por ser suelos que permanecen la mayor parte del año encharcados o
inundados, es decir que presentan condiciones de hidromorfismo, se
favorece el desarrollo de suelos gleisados de colores grises con moteos
pardo-amarillentos y rojizos en sus horizontes superficiales, provocados por
la escasa oxigenación que soportan durante la época seca (Álvarez, 1965;
Peñuela et al., 2002).
El clima de la Cuenca del Orinoco hace de la región un área tropical
parcialmente ecuatorial. Por lo tanto, la cuenca presenta un clima tropical
18
caracterizado por la uniformidad de la temperatura a lo largo del año, estas
temperaturas tienen una amplitud anual muy escasa (unos 3° o menos),
aunque su amplitud diaria es mucho mayor y ronda en torno a los 10ºC.
Estas variaciones se deben principalmente al régimen de las lluvias, siendo
la temperatura más alta en las regiones con menor precipitación. La
humedad relativa media anual en la Orinoquía presenta valores que oscilan
entre 60 y 90%, a excepción de Puerto Carreño, donde los valores varían
entre el 50 y el 80% (Correa et al., 2006; Álvarez, 1965; Peñuela et al., 2002).
Por otro lado, la Orinoquía colombiana ocupa una extensa área del país
representada por una gran cantidad de ecosistemas y especies de fauna y
flora. Sin embargo su nivel de conocimiento es aún muy incipiente y limitado.
A nivel internacional se considera esta área como una ecorregión estratégica,
al mismo tiempo que se señala a la cuenca del Orinoco como una de las
cinco más importantes y de prioridad para su conservación a nivel global
(Caro y Trujillo, 2004). Bajo este contexto, en el entendimiento de la
complejidad de la biodiversidad ecosistémica de la cuenca de la Orinoquía se
incluye el agua como fundamento en la interacción y modelación de los
ecosistemas (Caro y Trujillo, 2004; COLCIENCIAS, 1994). Sin duda el
principal valor ecológico de esta región está representado por la oferta
hídrica que está compuesta por cinco grandes cuencas: las de los ríos
Arauca, Guaviare, Meta, Tomo y Vichada. Esta extensa red fluvial sumada a
las características geomorfológicas ha modelado a lo largo de los años un
complejo de ambientes acuáticos en los que sobresalen las sabanas
inundadas, los morichales, las lagunas, los caños y los bosques inundados,
entre otros (Caro y Trujillo, 2004). Estos ambientes a su vez constituyen el
soporte para el mantenimiento de una diversidad importante de especies de
fauna y flora, y la consolidación de centros urbanos desde tiempos
precolombinos (Caro y Trujillo, 2004).
19
Los ecosistemas de la Orinoquía colombiana son tan únicos y específicos
que ni siquiera tienen similitud con los de la Orinoquía venezolana, y sus
sabanas tampoco son comparables con las africanas, a pesar de estar
localizadas ambas en el trópico (Álvarez, 1965; Peñuela et al., 2002). Las
sabanas de la Orinoquía colombiana, propias de un trópico húmedo en
formación, presentan procesos geoquímicos no finalizados y, por
consiguiente, no tienen el mismo tipo de evidencias podológicas que las
sabanas más antiguas del mundo, consolidadas como tales (Cortés et al.,
1973). Estas sabanas son de gran fragilidad y están influenciadas
drásticamente por todos los componentes del ecosistema, en especial por los
bióticos y por los regímenes hidrológicos, incluidos los desbordes de los ríos
y las inundaciones a que están sometidas. La Orinoquía inundable, al norte
del río Meta, es la planicie terciaria que corresponde a los departamentos de
Arauca y Casanare. En esta parte los ríos se explayan en invierno y causan
inundaciones cíclicas (Peñuela et al., 2002).
Estos ecosistemas tienen un comportamiento muy dinámico en el tiempo,
circunstancia que entendieron y manejaron muy bien las culturas
prehispánicas y, que aún conservan las culturas actuales asentadas en estas
áreas (Álvarez, 1965). En tiempo seco, gran parte de las sabanas
orinoquenses presentan una vegetación compuesta básicamente por rizomas
y por especies que resisten la quema y los incendios, inducidos o naturales;
en ellas las matas de monte, los morichales, los raudales y los bosques de
galería cumplen una función esencial para el acceso al agua por parte de la
fauna y la población humana (Cortes et al., 1973). En tiempos secos la
importancia de los ojos de agua, de los caños y, en general, de todas las
estructuras boscosas protectoras del agua es crucial para la supervivencia de
ciertos vertebrados que se protegen o encuentran un oasis en estos
pequeños cuerpos de agua durante las largas sequías (Álvarez, 1965;
Peñuela et al., 2002). En el momento en que llega la lluvia a la Orinoquía la
20
sabana tiene una cara diferente: no dominan ni las plantas que resisten las
quemas ni las especies animales que encuentran refugios en los ojos de
agua (Álvarez, 1965; Peñuela et al., 2002). En los tiempos de lluvia hay una
sabana inundada con desbordes, en donde los aspectos limnológicos y las
dinámicas de los recursos hidrobiológicos predominan frente a cualquier otro
componente del ecosistema. En esta gran época de inundación el
fitoplancton, el zooplancton y el perifiton son muy importantes para la
nutrición de otras especies y comunidades que resisten la abundancia y el
exceso de aguas, sean estas de tipo faunístico o florístico (Álvarez, 1965).
En el país, incluyen dos ámbitos (por tipo de ecosistema, por origen y
funcionamiento), siete sistemas (de acuerdo con factores hidrológicos,
geomorfológicos, químicos o biológicos), cinco subsistemas (con base en
patrones de circulación del agua), ocho clases (por fisonomía del humedal) y
más de quince subclases (en razón a estructura y composición de
comunidades o características biofísicas). De acuerdo con esta tipología en
la Orinoquía colombiana se tienen siete complejos de humedales
continentales: ríos Arauca, Meta y Guaviare (llanuras aluviales inundables en
invierno y madreviejas), ríos Casanare, Vichada y Tomo (planos inundables y
una laguna permanente) y, río Inírida (Correa et al., 2006; Álvarez, 1965,
Peñuela et al., 2002).
La Orinoquía inundable consta de tres paisajes: llanura aluvial de desborde,
llanura eólica y zonas pantanosas (COLCIENCIAS, 1994). Las llanuras
aluviales tienen la topografía de las llanuras costeras de los ríos, tienen
forma de conos, llamados conos de deyección, lo que significa que el lecho
del río podría desplazarse con bastante facilidad, inundando zonas alejadas
del lecho principal actual (Bedient y Huber, 1948). Dichas zonas constituyen
zonas interesantes para el desarrollo del riego, debido a la topografía
21
favorable como para desviar agua del río hacia cualquier punto de su zona
aluvial. Se trata entonces de zonas vulnerables (Bedient y Huber, 1948). Los
ríos están generalmente encauzados, protegiendo así las zonas agrícolas
tanto como las zonas urbanas (Bedient y Huber, 1948; COLCIENCAS, 1994;
Comerma y Luque, 2000). En cuanto a la llanura eolica, como su nombre lo
indica es una planicie afectada fuertemente por procesos eólicos que se
manifiestan por la presencia de médanos longitudinales orientados y en
menor escala por zonas cubiertas por mantos de arena redistribuidos y
planos (Comerma y Luque, 2000). Las zonas pantanosas son zonas de tierra
que por lo menos algunas veces están cubiertas de agua, por lo general poco
profunda. Las tierras pantanosas pueden ser naturales o artificiales,
permanentes o temporales, y el agua en ellas puede ser estática o en
movimiento, dulce, salobre o salada (Peñuela et al., 2002; Comerma y
Luque, 2000). Los minerales y substancias nutritivas que acarrean los flujos
regulares enriquecen las tierras y costas pantanosas como los mangles y los
prados de hierbas marinas, uno de los ecosistemas más productivos del
planeta (Comerma y Luque, 2000).
Aunque las zonas pantanosas cubren sólo un 3% de la superficie del planeta,
son vitales para nuestro ambiente. Actúan como esponjas que acumulan y
absorben el exceso de agua, la filtran y limpian cuando va saliendo (Peñuela
et al., 2002; Comerma y Luque, 2000).
El aprovechamiento comunitario y social de la sabana, introducido y creado
por las comunidades humanas que habitan la Orinoquía y por la
trashumancia ligada a esos cambios climáticos son elementos de crucial
importancia para la sostenibilidad de los ecosistemas en su dinámica
temporal, con unas épocas de verano en las que las sequías pueden durar
hasta siete meses y otras de humedad, que inundan gran parte del territorio
(Peñuela et al., 2002; Cortes et al., 1973). El avance de la propiedad privada
22
sobre las tierras de estas sabanas podría introducir algunos ingredientes que
dificultarían la sostenibilidad de un medio como este (Peñuela et al., 2002;
Cortes et al., 1973).
2.2. Humedales y Bosques riparios
Por medio de la Ley 357 de 1997, aprobatoria de la Convención Ramsar, se
introduce en la legislación nacional el concepto y la definición de humedales
como las extensiones de marismas, pantanos y turberas, o superficies
cubiertas de aguas, sean estas de régimen natural o artificial, permanentes o
temporales, estancadas o corrientes, dulces, salobres o saladas, incluidas las
extensiones de agua marina cuya profundidad en marea baja no excede de
seis metros (Ponce de León., 2004; Castellanos, 2001). Los humedales son
ecosistemas de gran valor natural y cultural, constituidos por un cuerpo de
agua permanente o estacional de escasa profundidad, una franja a su
alrededor que puede cubrirse por inundaciones periódicas (ronda hidráulica)
y una franja de terreno no inundable, llamada zona de manejo y preservación
ambiental. Estas áreas (ronda hidráulica y zona de manejo y preservación
ambiental) deben tener un tamaño acorde con las características
ecosistémicas particulares. Estos ecosistemas están asociados a las cubetas
y planos de desborde de los ríos, razón por la cual su biota, los flujos de
nutrientes, materia y energía están adaptados a las fluctuaciones y
comportamientos de sus sistemas hídricos asociados (Castellanos, 2001;
Cronk y Fennessy, 2001).
La dinámica y la situación ambiental de los humedales se definen en relación
con la dinámica de los asentamientos humanos que los circundan, en el
marco de procesos históricos complejos de configuración sociocultural,
económica y política del territorio (Castellanos, 2001). Los humedales son los
ecosistemas más productivos del mundo. Su característica determinante es
23
la disposición constante o temporal de agua a lo largo de todo el año. Esta
situación favorece el desarrollo exitoso de una amplia diversidad de flora,
fauna y microorganismos que interactúan en complejas relaciones para
mantener un equilibrio ecológico de alta fragilidad (Castellanos, 2001). En
Colombia, factores como régimen climático, complejidad orogénica y
ubicación biogeográfica se han combinado de forma excepcional para
permitir que el recurso hídrico sea abundante y modele el paisaje tropical
formando ríos, estuarios, pantanos, ciénagas y lagunas, entre otros
(Castellanos, 2001; Ponce de León, 2001).
A nivel de Colombia, de acuerdo al concepto de humedal, se puede decir que
el área total de estos sistemas es de 20.252.500 ha., representadas por
lagos, pantanos y turberas, ciénagas, llanuras y bosques inundados. En total
entre ciénagas y otros cuerpos similares existen 5.622.750 ha., los cuales se
encuentran principalmente en los Departamentos de Bolívar y Magdalena.
Las lagunas representan cerca de 22.950 ha. y las sabanas inundables
cubren una superficie total aproximada de 9.255.475 ha., ubicadas en los
departamentos del Amazonas, Guainía y Guaviare. Los bosques inundables
representan aproximadamente 5.351.325 ha. y se localizan en la Orinoquía,
Amazonía, Bajo Magdalena y en menor medida en la zona Pacífica.
(Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial, 2004; Peñuela et
al., 2002).
Cuando las condiciones ecológicas de los ambientes acuáticos no han
sufrido alteraciones drásticas e irreversibles se presenta en ellos una
compleja red trófica, producto de su desarrollo evolutivo a través del tiempo y
el espacio. La base de tal red se apoya en la existencia de una composición
florística particular, situación que resulta atractiva para diversos grupos de
fauna silvestre que aprovechan la oferta de refugio y concentración constante
de alimento en la zona. Es muy probable que en cada uno de estos sistemas
24
se encuentre algún nivel de endemismo biológico (organismos cuya
distribución geográfica es restringida) aún sin descubrir, condición que
aumentaría significativamente la importancia de ecosistemas de humedales
(Castellanos, 2001; Cronk y Fennessy, 2001).
Al igual que en la región Amazónica, en la Orinoquía colombiana el principal
tipo de humedal es el ribereño con sus vegas de inundación. En ellos se
aprecia una compleja trama boscosa de galería y morichal, la cual en el
sector norte da paso a las selvas y sabanas inundables delimitadas por los
ríos Arauca y Casanare. Su extensión cubre una superficie de 154.193 km2,
comprende sectores de los departamentos de Arauca, Casanare, Meta y
Vichada y está ubicada entre 5° y 2° latitud Norte y entre los 75° y los 67°
longitud Oeste (Castellanos 2001, Cronk y Fennessy, 2001).
En cuanto a la clasificación de los humedales existen dos grandes grupos, el
primer grupo son los humedales dulceacuícolas y el segundo grupo son los
humedales salados o salobres (Cronk y Fennessy, 2001). A su vez los
dulceacuícolas se dividen en naturales y artificiales. En los humedales
dulceacuícolas naturales se encuentran, los fluviales o ribereños, los
lacustres y los palustres (Cronk y Fennessy, 2001). Los fluviales o ribereños
están conformados por los ríos, arroyos, cascadas y demás corrientes de
agua que existen de manera permanente, así como aquellos que se crean de
forma temporal o intermitente; los lacustres están conformados por lagos y
lagunas de carácter temporal o permanente e incluso toda el área de
influencia que ellos pueden alcanzar durante los períodos de inundaciones;
los palustres son ambientes comprendidos por manantiales, oasis, ojos de
agua, bosques pantanosos, ciénagas, caños y pantanos permanentes o
estacionales. (Castellanos, 2001; Cronk y Fennessy, 2001). Los humedales
dulceacuícolas artificiales son todo tipo de obra construida por el hombre,
cuyo fin sea almacenar o controlar el agua, entre estos están los embalses,
represas y charcas. Dentro de esta categoría también se han considerado las
25
tierras arables que se afectan por las inundaciones (Castellanos, 2001; Cronk
y Fennessy, 2001).
Por otro lado, los bosques riparios están ubicados en el plano de inundación
del río, tanto en las partes bien drenadas como en las mal drenadas y
algunas transiciones entre estos (Urrego, 1994). También son llamados
bosques inundados, los cuales son zonas boscosas sometidas a regímenes
de inundación de ríos y lagunas, con especies adaptadas a soportar
condiciones de agua por varios meses. Estos bosques, también llamados de
galería o de cañada, están ubicados en zonas aledañas a los cursos de
agua, desempeñan un papel importante en la preservación del recurso
hídrico y estabilización de los cauces, como corredores de dispersión de la
biota y como albergues para la fauna en épocas secas (Ministerio de
Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial, 2004). El área calculada con este
tipo de cobertura es de 5.351.325 ha., equivalentes a 3,4% del área del país.
Su ubicación los convierte en puntos vulnerables por su gran accesibilidad.
Entre los bosques representativos figuran los ubicados en el río Caquetá, la
cuenca baja del río Meta, los ríos Amazonas, Guaviare, Putumayo, Inírida, la
cuenca del río Tomo-Tuparro, Apaporis, Vaupés, Bita, baja Guajira y río Puré
(Caro y Trujillo, 2004; Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo
Territorial, 2004).
Los bosques inundables abarcan extensas áreas que son cubiertas por el
desborde de ríos y quebradas de aguas blancas y negras, permitiendo de
esta forma intercambios entre el ambiente acuático y el terrestre. Una gran
cantidad de frutos y semillas producidas por estos bosques ribereños son
fuente de alimento importante para la fauna acuática (Naranjo et al., 1999;
Urrego, 1994). Durante los períodos de alto nivel de las aguas, los procesos
de descomposición de la materia orgánica que queda sumergida permite la
liberación de nutrientes que posteriormente son retenidos en el plano
inundable al descender el nivel de los ríos (Urrego, 1994).
26
Por otra parte, los ríos de aguas blancas están cargados de gran cantidad de
materiales en suspensión y nutrientes que son aportados a la planicie aluvial
en épocas de desborde, enriqueciendo de esta forma los suelos en los que
se desarrollan los bosques afectados por la inundación (Naranjo et al., 1999).
A causa del cambio del límite tierra-agua causado por la fuerte fluctuación en
el nivel de los ríos, los ecosistemas inundables son altamente dinámicos y se
consideran como un intermedio entre sistemas cerrados y abiertos, que
reciben nutrientes del río, transformándolos a través de ciclos internos en
material orgánico y transfiriendo parte de ellos de nuevo al río (Naranjo et al.,
1999; Urrego, 1994).
Las principales características físicas de los bosques inundables que han
sido tenidas en cuenta en la mayoría de estudios para su descripción y
clasificación son la frecuencia y duración de la inundación, el tipo de aguas
que los inunda (blancas, negras y mezcladas), pH, conductividad eléctrica y
la cantidad de nutrientes y materia orgánica que contienen (Urrego, 1994).
Los bosques sujetos a inundación ya sea por efecto de la elevación en los
niveles del río que alcanzan a cubrirlos por algunas semanas o meses, o por
malas condiciones de drenaje o por el efecto combinado de ambos, pueden
presentar importantes variaciones en su estructura tanto horizontal como
vertical (Urrego, 1994). Si a lo anterior se suma la naturaleza variada del tipo
de aguas que pueden inundarlos (blancas, negras y mezcladas) junto con las
diferencias fisiográficas que se presentan, es de esperarse también una gran
gama de grupos estructurales (Urrego, 1994).
En estos bosques dominan especies como Campsiandra implexicaulis
Stergios, Simira rubescens Bremeck. Ex Steyerm., Symmeria paniculata
Benth. y Zygia cataractae L. Rico y en menor proporción, Jacaranda spp. En
zonas de transición entre el agua y el suelo, domina particularmente
Paspalum repens P.J. (Naranjo et al., 1999; Urrego, 1994).
27
En cuanto a los estudios realizados en este ecosistema, en la revisión
realizada no se encontró ningún antecedente donde se trabaje con el ciclo
del nitrógeno evidenciando la actividad de las bacterias desnitrificantes en los
bosques riparios. Sin embargo, conociendo que estos bosques se
caracterizan por retener parte del nitrógeno transportado por la escorrentía,
por ser excepcionalmente fértiles, y por la fluidez del agua a través de una
zona riparia que facilita el reciclamiento de los nutrientes, un estudio en
México plantea la importancia de describir las características de la estructura
y dinámica de las zonas ribereñas, así como su papel en el funcionamiento y
equilibrio de las cuencas hidrológicas. (Granados et al., 2006).
Por otra parte existen los morichales como formación vegetal en la
Orinoquía. Estos son un conjunto de individuos de la palma moriche (Mauritia
flexuosa), la cual es su elemento florístico más llamativo y determinante
teniendo en cuenta su localización geográfica, sus condiciones ambientales,
composición florística y vegetación (Ministerio de Ambiente, Vivienda y
Desarrollo Territorial, 2004). Tiene una amplísima distribución geográfica en
toda la América Tropical, desde el pie de monte andino de Perú y Colombia
hasta el Océano Atlántico en Brasil, Venezuela y Trinidad (Aristeguieta,
1968).
Crecen en márgenes de cuerpos de agua y en sectores inundables o
encharcados (Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial 2004,
Naranjo et al., 1999). En los terrenos plano-cóncavos de la Orinoquía, se
acumulan las aguas lluvias, en torno a las cuales se forman apretados
cinturones de vegetación llamados esteros y morichales (Bedient y Huber,
1948). Los morichales se instalan a lo largo de pequeños arroyos en
depresiones de la región arenosa del llano. Están formados claramente por
dos tipos principales de vegetación: el primero es la sabana húmeda que lo
bordea, constituida por numerosas especies herbáceas y arbustivas y con
28
una composición florística muy distinta del resto de las sabanas (Aristeguieta,
1968). El segundo tipo de vegetación presente en el morichal es la
vegetación alta, situada principalmente a lo largo del curso de agua. Esta
vegetación está dominada en tamaño y abundancia por la palma de moriche
(Aristeguieta, 1968). A medida que el curso de agua se hace más profundo,
aparecen otros tipos de árboles y el predominio de la palmera se hace menos
notable, hasta confundirse y finalizar, frecuentemente en una selva de galería
(Aristeguieta, 1968).
El suelo del morichal es ácido y rico en materia orgánica; es limoso,
pantanoso y anegadizo. Se puede decir que los moriches crecen casi
exclusivamente en lugares permanentemente anegados (Zea, 1997;
Aristeguieta, 1968). Las aguas del morichal son limpias, pues llegan no por
escorrentías, sino por infiltración que se produce en las sabanas arenosas
adyacentes al morichal. El color del agua es el del té, causado por la
suspensión en el agua de sustancias húmicas. Las corrientes de agua son
tranquilas y limpias, filtradas en los arenales de los suelos de las sabanas
(Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial, 2004). A medida
que se desarrolla la corriente de agua del morichal, se convierte en un río
cada vez más anchuroso y el bosque ribereño se enriquece en variedad con
otras especies de árboles como el zarcillo, el guamo, el carricillo y muchas
otras especies (Zea, 1997; Díaz granados, 2005; Rojas et al., 2001).
Son aparentemente homogéneos y se caracterizan por tener una altura de 25
m y abundantes arbustos en el sotobosque. La corona está conformada por
11 a 14 hojas con raquis de 2,5 m de longitud. Racimos con más de mil
frutos, cada uno de 5 a 7 cm de largo y 4, 5 a 5 cm de diámetro, color rojo
obscuro o vinotinto, con mesocarpio carnoso anaranjado o amarillo y semilla
color castaño (Zea, 1997; Rojas et al., 2001).
29
Por lo mencionado anteriormente se denota la importancia que tienen dichos
ecosistemas en la región de la Orinoquía colombiana y aunque a nivel
mundial se encuentren diferentes reportes acerca de la palma (Mauritia
flexuosa L.f), no hay antecedentes donde se reporten estudios sobre
bacterias edáficas y mucho menos de las desnitrificantes existentes en estos
suelos. Al nivel mundial se han encontrado reportes en Brasil, Venezuela y
Colombia considerándola como la planta promisoria que puede mejorar la
calidad de vida de hombres y mujeres que habitan estas regiones (Castillo et
al., 2006).
En Perú se han realizado investigaciones acerca de la diversidad forestal en
dicha palma; asimismo se han ejecutado estudios encaminados a la planta y
su cultivo, a las perspectivas de mejoramiento de ésta, entre las que se
destacan diversidad genética, disponibilidad de recursos genéticos,
prioridades de investigación y utilización y comercialización de la misma
(Castillo et al., 2006; Barriga, 2004; Kahn y Mejía, 1988), asimismo, en
Iquitos Perú, se ha debatido mucho acerca de la comercialización de frutos
de la palma del moriche (Mauritia flexuosa), en donde llama la atención la
ubicación de once mercados en la ciudad de Perú donde la masa del fruto es
llevada al mercado por 21 y 30 vendedoras mujeres mayores de 40 años que
tienen un promedio de cuatro hijos cuyas parejas por lo general no trabajan,
las comercializadoras de masa del fruto se dedican a estas actividades
desde hace veinte años en promedio. Estas vendedoras ofrecen sus
productos durante todo el año, lo que representa un consumo mensual de
3.720 sacos, cantidad para la que deben cortar aproximadamente 1,08
palmeras. De un solo saco de aguaje se obtienen en promedio 22 bolsas de
masa y 16 bandejas pequeñas del fruto (Ruiz, 1993). En Colombia no existen
reportes acerca de estudios realizados respecto a la utilización de los frutos
de la palma.
30
De la misma manera, en Venezuela se realizó un estudio sobre los patrones
de caída de frutos en la palma Mauritia flexuosa en la región suroriental del
Estado Guárico por un período de dos años, encontrándose que la fenofase
de maduración y caída de frutos coincide con los máximos de precipitación y
ocurren en un lapso de tiempo corto (Ponce, 1998). De la misma manera Zea
(1997) reporta para Colombia que la fenología foliar de la palma es constante
durante todo el año, y que esto es atribuido a que M. flexuosa se adapta a
suelos saturados de agua, pudiendo eludir el estrés fisiológico de falta de
agua que enfrentan otras plantas en el verano que las induce a alterar su
patrón de producción de hojas. En cuanto a la fenología reproductiva, esta
parece variar de acuerdo a la región geográfica.
En la Amazonía colombiana se menciona que la floración está determinada
por factores macroclimáticos que afectan de manera equivalente a todas las
partes de la región. Aunque no hay un consenso geográfico en cuanto a las
fechas de floración y fructificación, varios estudios han reportado que ocurren
de manera sincrónica en periodos definidos del año, también en que su
frecuencia es como mínimo anual y quizá en algunos casos bianuales (Zea,
1997).
Aparentemente el moriche no tiene enemigos naturales en su fase adulta,
pero una vez que ocurre la germinación, las plántulas experimentan una alta
mortalidad causada por depredación, acción de los herbívoros, pisoteo, caída
de material vegetal desde el dosel e inundaciones. Sin embargo Ponce
(1998) determinó que la mortalidad en plántulas de moriche está asociada a
determinadas características del ambiente y los resultados muestran que las
muertes más frecuentes son ocasionadas por depredación, intensidad de
herbivoría y la muerte accidental generada por el pisoteo de la fauna y caída
de hojas desde el dosel.
31
2.3. Ciclo del nitrógeno
El nitrógeno (N2) es un elemento indispensable para la vida ya que forma
parte de moléculas tan importantes como las proteínas y los ácidos nucleicos
(Atlas y Bartha, 2002; Madigan et al., 2001). El ciclo del N se inicia con la
reducción del nitrógeno atmosférico (N2) a amonio (NH4
+), proceso al que se
denomina fijación biológica de N2 (Atlas y Bartha, 2002). Posteriormente, el
amonio se convierte en nitrato (NO3
-) mediante la nitrificación y, el nitrato
puede transformarse de nuevo en amonio a través de la amonificación. El
amonio y el nitrato son asimilables por las plantas, que a su vez sirven para
la nutrición de animales. Finalmente, el nitrato se reduce a N2 mediante la
desnitrificación, lo que completa el ciclo del N en la biosfera (Hill y Cardaci,
2004).
Las bacterias desnitrificantes son de gran importancia ya que evitan la
acumulación de NO3- en el suelo y por ende la contaminación del medio
ambiente. En los suelos, el movimiento de los nitratos es dependiente de la
cantidad de agua que se está infiltrando en el suelo y el contenido de
humedad de este depende de la precipitación, porosidad y permeabilidad.
Durante los períodos lluviosos, incrementa el percolado de nitratos ya que los
niveles de humedad del suelo son altos y la tasa de evapotranspiración es
reducida. Así también, los nitratos pueden ser reducidos a nitrógeno gaseoso
por microorganismos mediante la desnitrificación (Pacheco et al., 2002,
Coyne, 2000; Killman, 1994).
El proceso de desnitrificación ocurre a partir de la formación de compuestos
intermediarios como nitrito (NO2-), óxido nítrico (NO) y óxido nitroso (N2O). La
desnitrificación se lleva a cabo en condiciones de baja tensión de oxígeno y
resulta en la producción de energía (ATP), lo que permite a las células crecer
en condiciones de anoxia (Hill y Cardaci, 2004; Stevenson, 1999).
32
La reducción secuencial del nitrato se lleva a cabo mediante la actuación
consecutiva de las enzimas nitrato reductasa (Nar), nitrito reductasa (Nir),
óxido nítrico reductasa (Nor) y óxido nitroso reductasa (Nos),
respectivamente (Groffman y Crawford, 2003; Romero, 2003).
Las enzimas que transforman NO2 a NO son de dos tipos citocromo o una
proteína con cobre, pero las enzimas que reducen NO y N2O son muy lábiles
y poco conocidas. Entre las bacterias que sólo hacen la primera parte del
proceso son conocidas Corynebacterium nephridii, Pseudomonas
aureofaciens y P. chlorophis (Romero, 2003). Entre muchas bacterias que
pueden llevar a cabo la desnitrificación se encuentran los siguientes géneros:
Alcaligenes, la cual se encuentra comúnmente en el suelo; Agrobacterium,
que es una de las especies patógenas de plantas; Azospirillum, que fija N en
forma asociada especialmente con pastos; Bacillus, donde alguna de sus
especies termófilas son desnitrificantes; Halobacterium, que para su
crecimiento requiere alta concentración de sales; Rhizobium, fijadora de N en
simbiosis; Propionibacterium, fermentadora capaz de desnitrificar, entre otras
(Orozco, 1999; Hill y Cardaci, 2004).
Una gran cantidad de organismos pueden usar el nitrato producido por el
proceso anteriormente descrito como fuente de nitrógeno. Muchas bacterias
pueden usarlo también como aceptor de electrones en la respiración
anaerobia de la materia orgánica, en un proceso de reducción del nitrógeno
que finaliza con la liberación a la atmósfera de N2 (o menos comúnmente de
NO o N2O), proceso conocido como desnitrificación (Atlas y Bartha, 2002;
Stevenson, 1999).
La enzima que inicia estas reacciones es la nitrato reductasa. Una enzima de
membrana que incluye Mo en su estructura y que se ve inhibida en presencia
de de O2 (Atlas y Bartha, 2002; Madigan et al., 2001). Esta enzima reduce el
nitrato a nitrito. Luego el nitrito continúa un proceso de reducción que lo
33
transforma en óxido nítrico (nitrito reductasa), oxido nitroso (óxido nítrico
reductasa) y finalmente nitrógeno gaseoso (óxido nitroso reductasa), NO3-;
NO2-; NO; N2O; N2 (Romero, 2003).
Otras bacterias autótrofas usan el mismo nitrato como fuente de energía,
usando la acumulada en los enlaces N-O, pero sin aprovechar el oxígeno
que se libera (Atlas y Bartha, 2002; Madigan et al., 2001). La reacción en
este caso es:
2NO3- + 5H2 N2 + 4H2O + 2OH-
Así, con el retorno al N gaseoso se cierra el ciclo del nitrógeno (Groffman y
Crawford, 2003). Las verdaderas bacterias desnitrificantes realizan todo este
proceso; sin embargo muchas bacterias anaerobias facultativas
(Enterobacterias sobre todo) poseen únicamente la enzima nitrato reductasa
y sólo son capaces de realizar la siguiente reacción (Atlas y Bartha, 2002,
Madigan et al., 2001, Romero, 2003).
NO3- + 2H+ NO2
- + H2O
A partir de aquí usan el nitrito como aceptor de electrones y al reducirse y
eliminar H2 del medio citoplasmático favorece una reacción fermentativa
propia de estas bacterias que transforman acetilfosfato en acetato (o
butirilfosfato en butirato), captando el Pi que se libera una molécula de ADP
para transformarse en ATP (Atlas y Bartha, 2002; Madigan et al., 2001;
Groffman y Crawford, 2003; Capone et al., 2006).
El proceso de desnitrificación es mediado por una serie de bacterias de suelo
(del género Bacillus sp y Pseudomonas sp., generalmente). Las bacterias
toman las moléculas de nitratos como aceptores de electrones para su propia
respiración reemplazando al oxígeno. Algunas de estas bacterias son
34
anaeróbias obligadas, es decir, proliferan sólo en ausencia de oxígeno,
mientras que, la mayoría son facultativas, es decir, respiran oxígeno y
cuando este se acaba toman compuestos oxidados que sirven como
aceptores de electrones, por ejemplo los nitratos y los reducen (Atlas y
Bartha, 2002; Hill y Cardaci, 2004; Capone et al., 2006). Una vez que estos
desaparecen o se consumen totalmente, las bacterias buscarán otros
compuestos como los óxidos de hierro y de manganeso que los suceden en
la serie de potencial oxido-reducción, para continuar el proceso. Por esta
razón, situaciones de anegamiento generan condiciones de déficit de
oxígeno, promoviendo entre otros procesos, la actividad bacteriana de
desnitrificación (Burbano, 1982). La reacción química involucrada es (Myrold,
2005; Goffman y Crawford, 2004; Capone et al., 2006):
NO3- NO2
- NO N2O (gas) N2
Desde el punto de vista ambiental es deseable que se libere N2 ya que se
continuaría el ciclo del N en el ecosistema. Sin embargo, muchas veces se
liberan óxidos de N, que promueven el deterioro ambiental (Hill y Cardaci,
2004; Goffman y Crawford, 2004).
De las principales fuentes de pérdida de N en los ecosistemas agrícolas y
contrario a la creencia que sólo se presenta en condiciones de inundación, la
desnitrificación se puede presentar también en buenas condiciones de
aireación, tanto en los microporos como en la rizósfera o con altas
aplicaciones superficiales de materia orgánica de fácil descomposición
(Orozco, 1999).
La desnitrificación puede ser de origen químico, derivada del proceso de
oxidación del N amoniacal o nitrificación, cuando por alguna razón el pH del
suelo se vuelve alcalino por un plaguicida, enmienda u otra causa que
35
favorezca la acumulación de N-N02- en el suelo, particularmente en presencia
de materia orgánica se produce el tipo de desnitrificación química pasando el
N-NO2- y/o N-NO3
- a N2, N2O y NO (Orozco, 1999; Rodríguez, 2006).
Este tipo de desnitrificación es muy importante porque explica una forma de
pérdida de N fertilizante en el proceso de nitrificación (Orozco, 1999):
NH4+ NO2
- NO3-
NO N2O gaseoso N2 gaseoso
Cuando hay condiciones de aireación adecuada ocurre la siguiente reacción:
10<H> + 2H+ + 2NO3- N2 + 6H2O + energia
Esta última es la vía de respiración de NO3- que es llevada a cabo por
bacterias especialmente en condiciones de pobre o nula aireación (Orozco,
1999). Las bacterias que llevan a cabo el proceso son anaerobias facultativas
y no necesariamente tienen la capacidad de producir las cuatro enzimas
(Orozco, 1999; Walter, 1975).
El N desnitrificado representa una pérdida económica ya que se escapan
elementos esenciales que podrían ser transformados en rendimiento,
también determina un daño ambiental, que no suele ser cuantificado (Atlas
y Bartha, 2002; Hill y Cardaci, 2004). Cuando el proceso de desnitrificación
es incompleto (lo más frecuente), es decir se liberan óxidos de nitrógeno
(N2O), se provoca un daño ambiental ya que estos óxidos poseen entre 200
y 300 veces más capacidad de retener la radiación térmica que el CO2 y se
lo considera un agente desestabilizante de la capa de ozono (Atlas y
Bartha, 2002; Hill y Cardaci, 2004). La desnitrificación se puede considerar
una desventaja en muchos ambientes pobres en nitrógeno. Sin embargo,
36
en situaciones de alta carga de nitrógeno, la activación de la desnitrificación
podría ser un proceso de limpieza beneficioso (Marín et al., 2006).
Las bacterias pueden reducir NO3 y NO2- para dos fines: a NH3
+ como
reducción asimilatoria o como terminal de electrones en reemplazo del 02 en
la respiración (Orozco, 1999). La primera es llevada a cabo por organismos
fotosintéticos, inclusive la vegetación y también por algunos microorganismos
como Aspergillus, Rhizobium, Neurospora, Enterobacter (Orozco, 1999; Hill y
Cardaci, 2004).
La reducción desasimilatoria es otro tipo de respiración en anaerobiosis
representada de la forma siguiente:
C6H12O6 <H> + CO2 + ácidos y alcohol
10<H> 2H+ 2NO3- N2O
- + N2 + 6H2O + energia
Una gran cantidad de bacterias pueden hacer el proceso sólo hasta NO2
llamadas nitrato reductoras, pero no son capaces de producir la nitrito
reducción por ejemplo Azospirillum sp., bacteria fijadora de N2. Todas son
nitrato reductoras pero las hay Nir+ y Nir-, es decir nitrito reductoras positivas
o negativas y sólo a estas últimas se les dice que son desnitrificantes. Las Nir
negativas no son capaces de transformar NO2- a N2O pero sí N2O a N2
(Orozco, 1999; Hill y Cardaci, 2004).
La reducción del N2O- a N2 es inhibida completamente por sulfuros SH- y
acetileno C2H2 y justamente los métodos más usados para su determinación
hacen uso de esta propiedad. La mayoría de bacterias desnitrificantes son
anaerobias facultativas, pueden cambiar el O2 por NO-3 y NO-
2 como aceptor
de electrones y otras son facultativas obligadas como Propionibacterium y
37
otras como Azospirillum, arriba mencionadas y Rhizobium pueden hacer los
dos procesos contrarios, fijar el N del aire y/o desnitrificar el del suelo y
volverlo a la atmósfera. Cuando hay exceso de este como NO-3 se inhibe la
nitrogenasa. Otros como Rodopseudomonas pueden hacer tres procesos de
reducción del C (fotosíntesis), del N (fijación) y también desnitrificación
(Orozco, 1999; Hill y Cardaci, 2004).
Las anteriores bacterias son heterotróficas, usan la materia orgánica
mediante su oxidación para producir los electrones pero también las hay
quimiolitotróficas que usan el S, Fe+2 y H2 como fuente de energía. Tal es el
caso de Thiobacillus desnitrificans que es un oxidador de azufre (thio) pero
en condiciones de reducción es desnitrificante. La reacción es (Orozco, 1999;
Hill y Cardaci, 2004):
5S + 6KNO3 + 2H2O 3N2 + K2SO4 + 4KHSO4
Los factores que inciden directamente en las cantidades de N perdidas por
este proceso son la disponibilidad de nitratos, ya que a mayor contenido de
nitratos en el suelo, la magnitud de la pérdida de N aumenta (Hill y Cardaci,
2004; Goffman y Crawford, 2004; Orozco, 1999). El contenido de oxígeno del
suelo, pues los poros del suelo pueden tener aire cuando este está seco, o
agua, cuando está saturado (Hill y Cardaci, 2004; Goffman y Crawford,
2004). Es el principal factor influyente ya que regula las condiciones de
óxido-reducción en el suelo. Con elevados contenidos hídricos mayores al
70-80% del agua útil durante períodos prolongados son predisponentes a la
ocurrencia de desnitrificación (Hill y Cardaci, 2004; Goffman y Crawford,
2004). El contenido de materia orgánica también, ya que está relacionado
con la abundancia de población bacteriana del suelo y, la provisión de
energía a las bacterias (compuestos de carbono) para su supervivencia. La
mayor fertilidad por contenido de materia orgánica es una condición
38
predisponente (Campbell et al., 2005). Asimismo, una vez que por lixiviación
los nitratos se desplazan a capas más profundas del suelo con menor
contenido de materia orgánica el proceso se hace más lento por ausencia de
bacterias y de energía (Atlas y Bartha, 2002; Madigan et al., 2001). Si la
desnitrificación es un proceso heterotrófico, la participación antrópica por lo
tanto es influenciada por la aplicación de fuentes de materia orgánica de fácil
acceso microbiano. La temperatura es óptima cuando es 25˚C y es limitante
por debajo de 5˚C y por encima de 37˚C. Esta afecta especialmente la
solubilidad y la difusión del O2 en agua. En cuanto a la textura del suelo, en
los suelos arcillosos se dan mayores pérdidas por desnitrificación, ya que en
estos tanto la actividad biológica como la fertilidad química del suelo suelen
ser muy elevadas (Campbell et al., 2005; Walter, 1975). En general, suelos
más arcillosos poseen mayores niveles de materia orgánica y por ende
mayor actividad microbiana (más sustratos carbonados). El nivel de pH en el
suelo también es de gran importancia, pues una reacción neutra o
ligeramente alcalina promueve la desnitrificación por el efecto sobre la
actividad biológica bacteriana del suelo (Rodríguez y Toro, 2006; Romero,
2003).
Siempre se ha sostenido que el rango de pH óptimo es de 6-8, pero sólo es
limitada a pH inferior a 5. El grado de acidez afecta la relación N2O, N2 de
los gases. En condiciones alcalinas se puede acumular el NO2- limitando la
desnitrificación, pero por debajo de pH 5 se favorece la producción de N2O
en vez de N2; es decir que de todos modos existe una desnitrificación
aunque la reducción no sea completa (Orozco, 1999). En el contenido de
humedad gobierna la difusión de O2, mientras los contenidos limiten esta
difusión habrá una desnitrificación potencial, pero el O2 es represivo de las
oxidoreductasas en especial a la Nir (reducción de nitratos). El oxígeno se
convierte en limitante por encima de 0,5 ppm que es relativamente poco,
39
pues el agua a temperatura normal expuesta al aire puede contener entre 6
y 8 ppm (Orozco, 1999).
Existen algunas técnicas para el aislamiento y diferenciación de bacterias
desnitrificantes. Aunque no hay una metodología totalmente aceptada para la
medición de la desnitrificación, se han logrado buenas aproximaciones
mediante la medición del N2O liberado a una atmósfera libre de N2 e
inhibiendo la transformación de N2O a N2. El problema es que éste puede
provenir de desnitrificación pero también del proceso de nitrificación (Orozco,
1999). El método más usado es el del bloqueo de la enzima que reduce N2O
mediante acetileno (C2H2); el N2O producido se mide por cromatografía de
gases. También se pueden usar medios de cultivo específicos tales como
amonio, nitrito y nitrato, incubarlos a 37 ºC (Marín et al., 2006). Luego del
período de incubación las transformaciones de las formas de nitrógeno se
deben verificar empleando el reactivo de Nessler (amonio), reactivo de
Griess y polvo de zinc y en algunos casos difenilamina (Guiñan y Nageswara,
1995).
Para la determinación de la incidencia microbiana, se pueden hacer
aislamientos y cuantificación de microbiota de la rizósfera. Se usa la técnica
del Número Más Probable (N.M.P) para llevar a cabo la cuantificación de las
bacterias amonificantes, nitrificantes y desnitrificantes. Para esto se usan
medios selectivos de crecimiento para cada caso, una serie de diez
diluciones en las cuales se inoculan cinco tubos por cada dilución. Después
de haberlos inoculado con la muestra los cultivos deben ser incubados a
28°C durante 7, 15 y 21 días para bacterias amonifi cantes, desnitrificantes y
nitrificantes, respectivamente (Guiñan y Nageswara, 1995; Paul y Clark,
1996).
40
La presencia de estas bacterias se identifica mediante el uso de pruebas
diagnósticas específicas (Miller y Keeney, 1982). Utilizando distintos métodos
entre los cuales se conocen medios sólidos, en placa o el método del número
más probable (N.M.P.). Sin embargo la técnica más común es la de N.M.P.
Esta se aplica para determinar la densidad poblacional de un número
determinado de microorganismos de forma indirecta (Rodríguez y Toro,
2006). Es necesario tomar muestras de rizósfera y del suelo sin raíces.
Posteriormente estas muestras deben ser llevadas al laboratorio en donde se
realizan análisis fisicoquímicos del suelo, los cuales son importantes debido a
que el suelo es un sistema dinámico en donde ocurren procesos físicos,
químicos y biológicos que afectan su productividad. Estas pruebas se hacen
para determinar el tipo de suelo y de esta manera clasificar a los
constituyentes de éste según su tamaño de partícula (grava, arena, limo y
arcilla) y así establecer la abundancia de bacterias presentes en el suelo
(Guiñan y Nageswara, 1995).
El nitrógeno es el elemento más abundante en los seres vivos, en los cuales
forma parte de compuestos de gran importancia ecológica, Los contenidos de
nitrógeno en suelos son muy variables, dependiendo de la especie vegetal y
de las condiciones ecológicas. Sin embargo son escasos los estudios
realizados en Colombia con relación a las bacterias desnitrificantes y el
nitrógeno en suelos de morichales y bosques riparios. Por lo tanto la
aplicabilidad de estas bacterias en los suelos de estos ecosistemas es
desconocida. Aun así cabe mencionar la investigación realizada por
Aristeguieta (1968), acerca de la transferencia de nitrógeno en todos los
compartimentos de Paspalum repens P. J. Bergius, en un ecosistema
boscoso en Puerto Carreño (Vichada, Colombia); la cual en el periodo de
expansión foliar, reporta que la absorción de nitrógeno en esta planta,
predomina principalmente durante la segunda mitad del invierno y la
primavera, mientras que en verano la absorción de nitrógeno es nula, por
41
ende los resultados sugieren que hay diferencia en la importancia de la
absorción/retranslocación en las especies.
42
3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACION
3.1 FORMULACION DEL PROBLEMA
Los bosques riparios son refugio de numerosas especies de fauna y
reguladores del ciclo estacional de lluvia, que han sido deteriorados por
representar una fuente de recursos naturales de fácil acceso. Además este
tipo de vegetación ha sido objeto de transformación por la frecuencia de
quemas periódicas, caza indiscriminada, sobrepesca, entre otros. Asimismo
en los morichales, los indígenas han sacado provecho de esta especie casi
en su totalidad, empleando las hojas para construir sus casas o como
materia prima en la elaboración de utensilios, y los frutos como alimento y
bebida. Sin embargo el mal aprovechamiento de estos recursos ha
conllevado al deterioro de estos ecosistemas aún teniendo conocimiento de
los grandes beneficios que proporcionan, puesto que estos son de gran
importancia hídrica, fuente de recursos y energía, de retención de
sedimentos, protección, transporte, recreación y turismo, entre otros.
Un primer paso para poder diseñar una estrategia de recuperación de
morichales y bosques riparios, es establecer la dinámica de los
microorganismos que participan en el ciclo del nitrógeno, puesto que estos
juegan un papel importante, iniciando con la reducción del nitrógeno
atmosférico (N2) a amonio (NH4
+). Posteriormente, este amonio se convierte
en nitrato (NO3
-) el cual puede transformarse de nuevo en amonio a través de
la amonificación; estos dos compuestos son asimilables por las plantas, que
a su vez sirven para la nutrición de animales; por último el nitrato se reduce a
N2 mediante la desnitrificación, completando así el ciclo del nitrógeno.
43
3.2 PREGUNTAS DE INVESTIGACIÓN
¿Existen diferencias entre los suelos de morichales y bosque riparios, en
cuanto a la densidad de bacterias desnitrificantes?
¿Existen diferencias en parámetros fisicoquímicos como el pH, humedad,
textura, densidad de cobertura vegetal, temperatura del suelo,
temperatura ambiente y distribución de agregados del suelo entre las dos
coberturas vegetales?
¿Existe relación entre la densidad de bacterias desnitrificantes con los
parámetros fisicoquímicos medidos en el suelo, que determinen mayor
densidad de bacterias en alguna de las coberturas vegetales evaluadas?
44
3.3 JUSTIFICACION
Uno de los grupos importantes relacionados con procesos edáficos como el
ciclaje de nutrientes son las bacterias desnitrificantes, que participan en el
reciclamiento y transformación del nitrógeno. La mayoría de los estudios
sobre los grupos de bacterias desnitrificantes se han realizado en varios tipos
de ecosistemas, pero no en ecosistemas de la Orinoquía, por lo que se
desconocen aspectos biológicos y de dinámica poblacional de estos grupos.
Probablemente esto se debe a que por muchos años se ha pensado que los
procesos de desnitrificación en suelos juegan un papel insignificante en este
tipo de ecosistemas. Por esto es primordial el estudio de las bacterias
desnitrificantes, puesto que estas basan su actividad en el ciclaje del
nitrógeno en diferentes ambientes, llevándolo de la forma más oxidada
nitratos (NO3-) a la más reducida nitrógeno (N2), pues la acumulación de NO3
-
en el suelo suele ser tóxica. La importancia de estudiar estas bacterias en
bosques riparios y morichales se debe al uso indiscriminado de estos
ecosistemas por parte de la comunidad y el desconocimiento de la dinámica
de este grupo funcional microbiano para el entendimiento de aspectos
ecológicos que luego puedan servir de base para aspectos más aplicados
como la restauración de estas coberturas vegetales. Por tanto es necesario
conocer la dinámica de estas bacterias desnitrificantes en los ecosistemas
mencionados. Asimismo en estas zonas se realizan quemas en la sabana,
que son incontrolables en muchas ocasiones y pueden afectar la dinámica
natural de estas bacterias. Por esto se requiere tener aproximaciones en
relación con la participación de los microorganismos en el ciclo del nitrógeno
en estos suelos, que es de suma importancia puesto que cuando este
compuesto se presenta en buena cantidad se asegura parcialmente un
óptimo estado de los suelos, un buen crecimiento de las plantas, entre otras
funciones. Es por esto que las bacterias que participan en este ciclo, entre
ellas las desnitrificantes, son de gran importancia en los procesos biológicos
45
y demandan una serie de estudios que nos permitirán entender su
funcionamiento y aplicación en los diferentes sistemas.
Los humedales (bosques riparios y morichales) juegan un papel fundamental
en el mantenimiento de la diversidad y la funcionalidad de los ecosistemas de
la región. Por esto es importante realizar una primera aproximación de tipo
comparativo teniendo en cuenta aspectos medibles en términos de densidad
de bacterias desnitrificantes y su relación con parámetros fisicoquímicos del
suelo, para comprender su funcionamiento y proponer posteriormente
planes para su manejo.
46
4. OBJETIVOS
4.1 Objetivo general
Comparar la densidad de bacterias desnitrificantes entre bosque ripario y
morichal de la Reserva Natural Bojonawi en época de lluvias.
4.2 Objetivos específicos
• Cuantificar la densidad relativa de bacterias desnitrificantes en suelo
de bosques inundados y morichales de algunas de las zonas de la
Reserva Natural Bojonawi.
• Establecer si hay diferencias para algunas variables físicas y químicas
del suelo entre suelos de bosques inundados y morichal.
• Determinar la relación que existe entre la densidad de bacterias
desnitrificantes y algunas variables abióticas del suelo.
47
5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1 Diseño de investigación
Este trabajo es de tipo investigativo. La unidad de respuesta es la muestra de
suelo de las coberturas vegetales, las cuales fueron tomadas en la Reserva
Natural Bojonawi (Vichada). Se llevó a cabo un muestreo aleatorio simple.
5.2 Selección de coberturas vegetales
El muestreo se realizó en la Reserva Natural Bojonawi (Figura 1), propiedad
de la Fundación OMACHA. La Reserva hace parte de la Red de ecosistemas
de la Sociedad Civil y, está ubicada a orillas del río Orinoco, en las
inmediaciones de Puerto Carreño (Vichada). Tiene una extensión de cerca
de 7800 ha. Limita al este con el río Orinoco, al norte con Caño Negro, al
oeste con Caño Verde y al sur, sabana abierta (Trujillo, 2001). Su clima es de
piso térmico cálido, el promedio de temperatura anual de la región es de 28
ºC, con lluvias abundantes entre los meses de Abril a Octubre y una
precipitación media anual de 2176 mm (IDEAM, 2007).
Figura 1. Reserva Natural Bojonawi. Fuente: A. Varela, 2007.
48
5.3 MÉTODOS
5.3.1 Recolección de muestras
El muestreo se realizó en la Reserva Natural Bojonawi al comienzo de la
época de lluvias en el mes de junio del 2007. En este periodo la cantidad de
precipitación fue de 224 mm, por encima de lo normal (IDEAM, 2007).
Dentro de esta Reserva se tomaron dos coberturas vegetales, las cuales
fueron: morichales y bosques riparios (Figura 2a y 2b). Para cada cobertura
se escogieron cinco sitios de muestreo y de cada uno se tomaron tres
muestras para de esta manera obtener quince muestras por cada cobertura
vegetal.
(A) (B)
Figura 2A y 2B . Coberturas vegetales. morichales y bosques riparios. Fuente: A. Varela,
2008.
Los cinco sitios de muestreo fueron: Caño Negro, Caño Verde, Agua Linda,
El Tesoro y Caño Danta para los morichales y, Bojonawi, San José, Isla
Chimborazo, Isla Santa Helena y Ventanas para bosques riparios. Para la
toma de muestras se utilizó un barreno y se recolectó una cantidad
aproximada de 100 g de muestra, hasta una profundidad de 20 cm. Las
49
muestras se almacenaron en bolsas plásticas con cierre hermético que se
conservaron a 4 ºC hasta su correspondiente análisis en el laboratorio.
Se realizó una medición de variables ambientales en campo. La temperatura
ambiental máxima y mínima para la cual se utilizó un termómetro de
máximas y mínimas, que fue colocado aproximadamente a una altura de 1 m
sobre el suelo por 10 minutos en cada uno de los puntos de muestreo y luego
se procedió a la lectura. Otra variable fue la temperatura del suelo donde se
utilizó un termómetro de suelos (Figura 3) el cual fue ubicado a una
profundidad de 20 cm en el sitio de muestreo aproximadamente por cinco
minutos y luego se procedió a la lectura.
Figura 3. Termómetro de máximas, mínimas y de suelo. Fuente: A. Varela, 2008.
Para la determinación de cobertura vegetal se utilizó un densiómetro,
midiendo la cantidad de recuadros no cubiertos por la vegetación en los
cuatro puntos cardinales en el punto de muestreo. Se calculó el valor
promedio del número de recuadros vacíos y para calcular el porcentaje de
cobertura vegetal se usó la siguiente ecuación:
( ) 10004,1 −−= XC
50
Donde C es el porcentaje de cobertura vegetal y X es el promedio de los
recuadros libres.
5.3.2 Parámetros fisicoquímicos
Para la medición de parámetros fisicoquímicos del suelo se trabajó en el
Laboratorio de Ecología de Suelos y Hongos Tropicales ubicado en Bogotá,
en la Pontificia Universidad Javeriana, en donde se determinó el pH,
porcentaje de humedad, distribución de agregados y textura del suelo.
Para la medición de pH se pesaron 10 g de muestra, se llevaron a un vso de
precipitado de 50 ml, se adicionó 10 ml de agua destilada y se agitó durante
5 minutos constantemente. Se dejó reposar durante 15-20 minutos
aproximadamente y se obtuvo un sobrenadante en el cual se determinó el
pH con un potenciómetro, calibrado previamente con soluciones
amortiguadoras de pH de 4,0 y 7,0 (Andrades, 1996; Black, 1973).
Para porcentaje de humedad se pesaron 5 g de muestra de suelo (peso
fresco) depositándola en una bolsa de papel debidamente pesada para luego
colocar en horno de secado a 80 °C de temperatura d urante 48 horas, luego
de las cuales se volvió a pesar (Andrades, 1996). El porcentaje de humedad
se determinó mediante la ecuación:
100.
ΡΡ−Ρ=
ϕδϕ
H
Donde Pφ es el peso fresco de la muestra de suelo en g, Pδ es el peso
seco.
El método a utilizar para obtener la textura del suelo es el de Bouyucos
(Norambuenza et al., 2002), el cual permitió determinar las fracciones de
51
limo, arena y arcilla. Se pesaron 25 g de suelo, se les agregó 5 ml de
solución dispersante (tripolifosfato de sodio) y se adicionaron 60 ml de agua
destilada, se agitaron y se dejaron reposar durante 24 horas para que
actuara la solución dispersante. Después se mezclaron con agua hasta
completar 250 ml y se dispersó la muestra con agitación fuerte durante dos
minutos (agitador). La anterior mezcla se trasvasó a una probeta e
inmediatamente se realizó la primera lectura de densidad (C1) (utilizando un
hidrómetro), la cual correspondió a la densidad de la suspensión de arcilla y
limo. Se dejó en reposo una hora y se realizó la segunda lectura la cual
correspondió a la densidad de la suspensión de arcilla (C2) (Sáenz, 1999;
Norambuenza et al., 2002). Los porcentajes de arcilla, limo y arena se
obtuvieron a partir de las siguientes ecuaciones:
Ar+L = C1 x 2
Ar = C2 x 2
L = Ar+L - Ar
A = 100 - (Ar+ L)
Donde:
A= %de arena
Ar= % de arcilla
L= % de limo
Una vez se establecieron los porcentajes de arena, limo y arcilla se ubicaron
en el triángulo de textura para determinar la clase textural a la que
corresponde el suelo analizado (Sáenz, 1999, Norambuenza et al., 2002).
52
Para la distribución de agregados se tomaron 100 g de peso seco de suelo a
analizar, se colocaron en la parte superior de la torre de tamices. Se utilizó el
agitador de tamices por cinco minutos a 800 rpm. La fracción de suelo
encontrada en cada uno de los tamices se depositó en bolsas pequeñas de
papel y luego fueron pesadas en la balanza analítica. Para la correlación de
varios parámetros se asignó un factor de peso a cada rango de tamaño y
agregados.
5.3.3. Densidad de bacterias desnitrificantes
Se hizo la preparación del medio de cultivo (mineral basal) (Anexo 1), el cual
tiene como fuente de nitrógeno NH4Cl; se preparo 1L de medio de cultivo
conservando las condiciones anaerobias, para lo cual fue necesario llevarlo a
ebullición y realizar un intercambio de atmósfera con nitrógeno y luego un
cambio de fase N2:CO2 (80:20) (Figura 4a y 4b); esto se llevó esterilizar por
15 min, 15 lb a 121º C, se inocularon las fuentes de carbono, el agente
reductor y el bicarbonato al medio de cultivo los cuales se adicionaron en
condiciones anaeróbicas.
(A) (B)
Figura 4A y 4B. Medio en ebullición y cambio de Fase. Fuente: Autores, 2008.
53
Las poblaciones de bacterias desnitrificantes presentes en morichales y en
los bosques riparios se cuantificaron usando la técnica de NMP. Para cada
serie se utilizaron tres tubos por dilución siguiendo las técnicas anaerobias
de Hungate (1969).
Con cada muestra de suelo se realizaron diluciones seriadas en base diez,
en la cual la primera dilución se realizó en frascos de penicilina con solución
salina al 0,85%, tomando 1 ml con jeringa estéril para obtener un factor de
dilución (1:10). A partir de la primera dilución se realizaron diluciones
seriadas hasta 10-3. Posteriormente se sembró 1 ml de todas las diluciones
con las respectivas muestras y se incubaron a 28.8 ºC durante 15 días. El
resultado de NMP se reportó como Log 10NMP/g suelo.
Para la cuantificación de la densidad de las bacterias desnitrificantes, los
criterios que se tuvieron en cuenta para identificar los tubos positivos fueron:
verificación de control positivo (+) y negativo (-), turbidez en el medio (Figura
5a) y verificación utilizando el reactivo de difenilamina (Figura 5b), donde la
aparición del color blanco fue prueba positiva para bacterias desnitrificantes,
indicando la utilización del nitrato presente en el medio de cultivo como
aceptor final de electrones para su respiración en condiciones limitadas de
oxígeno y la aparición de color azul demostró la ausencia de dichas bacterias
(Guiñan y Nageswara, 1995).
54
(A) (B)
Figura 5A y 5B. Aumento de turbidez en medios de cultivo debido al crecimiento microbiano
y verificación con reactivo difenilamina. Fuente: Autores, 2008.
5.4 Análisis de datos
Para el análisis estadístico de la información se utilizó el programa Statistica
8.0. Se estableció la normalidad de los datos por medio de la prueba de
Shapiro Wilks y la homogeneidad de varianzas mediante la prueba de
Levene. Como los datos no presentaron una distribución normal se utilizó la
prueba U de Mann-Whitney para establecer si existían diferencias
significativas entre los suelos de bosques riparios y morichales, con respecto
a las variables fisicoquímicas y ambientales evaluadas. Se realizó un análisis
de correlación para encontrar la relación existente entre la densidad de
bacterias y los parámetros fisicoquímicos evaluados utilizando la prueba de
Spearman. Para las pruebas se usó un nivel de significancia de 0,05.
55
6. RESULTADOS
Por medio de la prueba estadística de Kruskall Wallis se determinó que no
existían diferencias significativas entre los sitios de muestreo de cada una de
las coberturas evaluadas, con respecto a la densidad de bacterias
desnitrificantes. Por lo tanto los sitios eran verdaderas repeticiones de la
cobertura y los datos de cada uno de ellos pudieron usarse en conjunto para
determinar la diferencia entre coberturas.
6.1 Densidad de bacterias desnitrificantes.
Se encontraron diferencias significativas para la densidad de bacterias
desnitrificantes (U= 9,07E-6; P<0,05) obteniendo mayor densidad de este
grupo bacteriano en suelos de bosques riparios (Figura 6).
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
MORICHAL BOSQUE RIPARIO
COBERTURAS VEGETALES
Log
NM
P/g
Sue
lo
Figura 6. Promedio ± desviación estándar de densidad de bacterias desnitrificantes en suelos de morichales y bosques riparios.
Durante el periodo de muestreo en la Reserva Natural Bojonawi la
temperatura ambiental fluctuó entre 22-30˚C con un promedio de 28,6˚C. La
precipitación durante este mes fue similar a la de mayo y alrededor de los 25
mm.
56
6.2 Variables ambientales
En cuanto a la temperatura del suelo no se encontraron diferencias
significativas entre los sitios de muestreo (U=0,18;P>0,05). Las temperaturas
variaron entre 24,27± 0,80 para morichales y entre 22,8 ± 0,95 para bosques
riparios. Así mismo, tampoco se encontraron diferencias entre las coberturas
vegetales para la temperatura ambiental (P=0,51; P >0,05).
La temperatura máxima fue de 33 °C para morichales (El Tesoro), y la
mínima 26°C para bosques riparios (en Bojonawi), co n una diferencia de
temperatura de 7°C; sin embargo esta diferencia no fue significativa (P=0,51;
P >0,05).
En cuanto al porcentaje de cobertura vegetal no se evidenció diferencia entre
los dos tipos de suelos estudiados (U= 0,67; P>0,05) que alcanzó un 84,5%
en bosques riparios, mientras que en morichales la densidad de cobertura
vegetal es de 82,9%.
6.3 Parámetros fisicoquímicos
Con relación al pH los valores promedio de este variaron entre 4,23 para
morichal y 5,72 para bosques riparios, lo que clasifica estos suelos con
acidez fuerte y con acidez moderada, respectivamente (Figura 7),
determinando que el pH es mayor en bosques riparios (U=0,00; P<0,05).
57
0
1
2
3
4
5
6
MORICHAL BOSQUE RIPARIO
COBERTURAS VEGETALES
pH
Figura 7. Promedio ± desviación estándar de pH en suelos de morichales y bosques riparios.
En cuanto al porcentaje de humedad (Figura 8) se encontraron diferencias
significativas (U= 0,01; P<0,05) entre suelos de bosques riparios (26±7,1) y
morichales (39±18,2), obteniendo un porcentaje mayor en morichales (13%).
0
10
20
30
40
50
60
MORICHAL BOSQUE RIPARIO
Coberturas Vegetales
Hum
edad
(%
)
Figura 8. Promedio ± desviación estándar de porcentaje de humedad en suelos de morichales y bosques riparios.
El análisis de textura determinada por el método de Boyoucos permitió
estimar el porcentaje que existe de arena, limo y arcilla para cada uno de los
suelos de bosques riparios y morichales (Figura 9), presentando un mayor
58
porcentaje de arena en morichales (U=0,02; P<0,05) y porcentajes mayores
de arcilla (P=0,007; P<0,05) y limo (U=0,11; P<0,05) los suelos de bosque
ripario. Estos fueron clasificados como franco arenoso para los suelos de
morichal y franco arcillosos limosos para bosques riparios.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Morichal Bosque Ripario
COBERTURA VEGETAL
CLA
SE
TE
XT
UR
AL
(%)
Arena (%) Limo (%) Arcilla (%)
Figura 9. Porcentaje de arcilla, arena y limo en suelos de morichales y bosques riparios.
Se determinaron diferencias significativas entre las coberturas vegetales
evaluadas con respecto al tamaño de agregados de 1,18 µm (U=0,04;
P<0,05), 600 µm (U=0,00; P<0,05), 300 µm (U=0,00; P<0,05), 54 µm (U =
0,03; P<0,05) y < 54 µm (P=0,10; P<0,05), encontrando que el tamaño de
agregados de 1,18, 600 y 300 µm fue mayor en morichales, mientras que el
tamaño de agregados 54 µm y < 54 µm fue mayor en bosques riparios
(Figura 10).
59
0
10
20
30
40
50
60
70
MORICHAL BOSQUE RIPARIO
COBERTURAS VEGETALES
DIS
TRIB
UC
ION
DE
AG
RE
GA
DO
S (%
)
1,18um 600um 300um 54um <54
Figura 10. Promedio ± desviación estándar de la distribución de agregados 1,18, 600, 300, 54 y <54 µm, en suelos de morichales y bosques riparios.
6.4 Relación entre la densidad de bacterias desnitr ificantes y los
parámetros fisicoquímicos
Por medio de la prueba de Spearman se logró determinar la relación entre la
densidad de bacterias desnitrificantes y las variables ambientales y
parámetros fisicoquímicos en los suelos de bosques riparios (Tabla 1),
comprobando que los parámetros que presentaron relación fuerte positiva
con la densidad de bacterias desnitrificantes fueron: el pH (r2= 0,67; P<0,05),
tamaño de agregados 54 µm ( r2=0,70;P<0,05) y <54 µm (r2= 0,66; P<0,05)
(Figura 11), mientras que para el tamaño de agregados de 1,18 µm (r2= -
0,47; P<0,05),600 µm (r2= -0,58; P<0,05) y 300 µm (r2= -0,48; P<0,05) se
evidenció una relación fuerte negativa (Figura 12).
Por otro lado, parámetros como temperatura ambiental, temperatura del
suelo, cobertura vegetal, porcentaje de humedad, porcentaje de arcilla,
porcentaje de limo, y porcentaje de arena no presentaron relación con la
densidad de bacterias desnitrificantes (P >0,05 en todos los casos).
60
0 1 2 3 4 5 6
pH
0
1
2
3
4
5
6D
en
sid
ad
(lo
g u
fc/g
ce
lula
s)
Figura 11. Correlación entre pH y densidad de bacterias desnitrificantes para las coberturas
vegetales analizadas.
61
A B
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Tamaño de agregados 1,18um (%)
0
1
2
3
4
5
6
De
nsi
da
d (
Lo
g U
FC
/s s
ue
lo)
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
Tamaño de agregados 600um (%)
0
1
2
3
4
5
6
De
nsi
da
d (
Lo
g u
fc/g
ce
lula
s)
62
C D
0 10 20 30 40 50 60 70
Tamaño de agregados 300um (%)
0
1
2
3
4
5
6
Den
sid
ad
(lo
g N
MP
/g s
ue
lo)
E 0 10 20 30 40 50 60 70 80
Tamaño de agregados 54um (%)
0
1
2
3
4
5
6
Densi
dad (lo
g u
fc/g
celu
las)
0 5 10 15 20 25 30 35 40
Tamaño de agregados <54um (%)
0
1
2
3
4
5
6
Densi
dad (lo
g N
MP
/g s
uelo
)
Figura 12. Gráficas de correlación entre tamaño de agregados 1,18 µm (A), 600 µm (B) ,300 µm (C) ,54 µm (D) y <54 µm (E) y la densidad de bacterias desnitrificantes para las coberturas vegetales analizadas.
63
Tabla 1. Valores de r2 y P de la prueba de Spearman, entre las variables
ambientales, parámetros fisicoquímicos y la densidad de bacterias
desnitrificantes para los suelos de las coberturas vegetales analizadas
(morichales y bosques riparios)
Variable Valor r2 Valor P
Humedad (%) -0,29 0,12
pH 0,67 0,01
Temperatura del suelo (°C ) -0,30 0,09
Temperatura ambiente (°C) -0,01 0,92
Arcilla (%) 0,26 0,15
Limo (%) 0,11 0,53
Arena (%) -0,21 0,24
Tamaño de Agregados 1,18 µm (%) - 0,47 0,01
Tamaño de Agregados 600 µm (%) -0,58 0,00
Tamaño de Agregados 300 µm (%) -0,48 0,00
Tamaño de Agregados 54 µm (%) 0,70 0,04
Tamaño de Agregados <54 µm (%) 0,66 0,00
Cobertura Vegetal (%) -0,05 0,78
64
7. DISCUSIÓN DE RESULTADOS
Inicialmente los resultados microbiológicos obtenidos mostraron diferencias
en la densidad de bacterias desnitrificantes entre las coberturas vegetales.
Los suelos de morichal presentaron una densidad de bacterias
desnitrificantes dos veces menor con relación a los suelos de bosques
riparios. Estos valores están dentro del mismo rango de magnitud para las
dos coberturas, lo que muestra que aunque existan diferencias
estadísticamente significativas entre las densidades, estas no son
biológicamente importantes, ya que esa variación no altera el proceso de
desnitrificación que estas bacterias realizan en el suelo y por tanto no afectan
las cantidades de nitratos allí presentes.
A nivel mundial se han realizado estudios de bacterias desnitrificantes que
han demostrado su importancia en el suelo (Benavides et al., 2006 ; Marín et
al., 2006; Gómez, 2007; Karolien et al., 2001); sin embargo son pocas las
investigaciones realizadas en suelos de morichal y bosques riparios y más
aún, con respecto a estas bacterias; por tal motivo, dentro del presente
estudio fue necesario comparar las variables físicas, químicas (pH, textura,
distribución de agregados, humedad) y biológicas (densidad de bacterias
desnitrificantes) con otras coberturas vegetales.
Dentro de este contexto, el estudio de Gómez (2007) con suelos de la
ecorregión cafetera en época de lluvias determinó que la densidad promedio
de bacterias desnitrificantes fue de 0,53 ± 0,03 Log10 NMP/g suelo en
algunos usos de suelo de la zona como pastizales, cafetales sin sombrío,
bosque subandino, guaduales, plantaciones forestales y cebollales, teniendo
en cuenta que la precipitación promedio anual de la zona era de 2000 mm.
En el presente estudio realizado en la Reserva Natural Bojonawi se
determinó una densidad promedio de bacterias desnitrificantes de 2,99 ±
0,08 Log10 NMP/g suelo, para las dos coberturas vegetales, siendo la
65
precipitación similar a la precipitación promedio anual de la ecorregión
cafetera, con un valor de 2176 mm. Aunque estos valores de precipitación
son similares en la ecorregión cafetera y en la Reserva Natural del Bojonawi,
la densidad de bacterias desnitrificantes fue cinco veces mayor en los suelos
del presente estudio, quizá porque en los ecosistemas estudiados en la
Reserva Natural Bojonawi se presentan inundaciones periódicas durante el
año (Rodríguez et al., 2006), que favorecen el crecimiento de estas bacterias
por las condiciones anaeróbicas.
Un estudio realizado por Benavides et al. (2006) a partir de suelo de cebollal
en Tota (Boyacá) expuesto al uso incontrolado de fertilizantes nitrogenados
(nitratos y amonio) permitió aislar, identificar y cuantificar la densidad de
bacterias desnitrificantes por medio de la técnica de recuento en placa,
obteniendo un recuento promedio de 6,3*104 UFC/g. Este recuento fue dos
veces mayor con relación a los recuentos obtenidos para las bacterias
desnitrificantes en suelos de la Reserva Natural Bojonawi. Por un lado cabe
mencionar que la estimación se hizo con técnicas diferentes, lo que puede
influir en las densidades microbianas encontradas para cada uno de los
casos. Adicionalmente y de manera más probable las características
fisicoquímicas de los suelos de cebollal, contribuyeron a obtener una mayor
densidad de bacterias desnitrificantes, puesto que estos suelos son ricos en
materia orgánica, nitratos y cuentan con un pH óptimo de 6,0 – 6,5
(Botanical, 2008).
En este estudio fue posible cuantificar la densidad de bacterias
desnitrificantes. Sin embargo se puede decir que la densidad de bacterias de
la Reserva Natural Bojonawi (3,0 ± 6,7 log10 NMP/g suelo) es baja con
respecto a un estudio realizado por Marín et al., (2006) quien cuantificó
bacterias desnitrificantes en la interfase agua – sedimento del lago
Maracaibo, Venezuela, obteniendo valores de 1,40 × 105 NMP/100ml en
66
agua y >1,60 × 106 NMP/100 g peso húmedo para sedimento, por medio de
la técnica de tubos múltiples. Sabiendo que los suelos del estudio realizado
por Marín et al., (2006) tienen valores de pH de 7,0 y una temperatura
promedio de 28,0ºC, es posible decir que fueron estos parámetros los que
favorecieron a las bacterias desnitrificantes, pues se sabe que este rango de
temperatura y las condiciones de neutralidad en cuanto a pH se refiere,
contribuyen a que haya una mayor densidad de bacterias desnitrificantes.
Con respecto a lo anterior se puede decir que aunque en la Reserva Natural
Bojonawi, no se encontraron valores de pH óptimos para el crecimiento de
bacterias desnitrificantes, se evidencia que aún así, hay bacterias
desnitrificantes en rangos de pH inferiores a 7. Factores como el porcentaje
de materia orgánica y la disponibilidad de nitratos pueden influir
positivamente en la densidad de bacterias desnitrificantes (Lorente, 1995);
estos factores pueden favorecer a estas bacterias, puesto que la materia
orgánica sirve como fuente de energía por sus compuestos de carbono, y la
disponibilidad de nitratos en el suelo favorecen a dichas bacterias. Sin
embargo estos no se consideraron dentro de la presente investigación.
Con la información obtenida para las variables ambientales, se evidenció que
para bosques riparios y morichales no se encontraron diferencias con
respecto a la temperatura del suelo, la cobertura vegetal y la temperatura
ambiental.
Tanto la temperatura ambiental como la del suelo tienen estrecha relación
con el clima, la cantidad y el tipo de cobertura. En las dos coberturas
vegetales evaluadas se encontraron valores similares y, aunque hay
diferencias en cuanto a la vegetación se estableció que no existen
diferencias para estos parámetros ambientales.
67
Los bosques riparios presentan especies arbóreas representadas por
Leguminosae, Lecythidaceae y otras familias (Veneklaas et al., 2005),
mientras que en morichales se da lugar a la vegetación conspicua, dominada
por Mauritia flexuosa y otras familias (Vincelli, 1980), indicando que aunque
su conformación en términos de vegetación es diferente, en porcentajes de
cobertura los valores son similares, posiblemente porque los árboles
presentes allí, generan condiciones de sombra que ayudan a que el suelo
tenga una temperatura constante. Tal como lo demostraron (Cardona y
Sadeghian, 2005), quienes afirman que en las coberturas se crea un
microclima especial en los suelos bajo sombra, con una menor velocidad del
viento y mayor humedad relativa, entre otros aspectos que afectan la
temperatura del suelo; quizás por esto, es posible pensar que las coberturas
generaron condiciones climáticas similares en el suelo.
La temperatura ambiental es un factor que también tiene relación con la
cobertura vegetal, puesto que la vegetación es la responsable de regular la
cantidad de agua en la atmósfera (Poveda et al., 2000). Posiblemente por
esto se obtuvieron valores similares entre morichales y bosques riparios, con
respecto a la temperatura ambiental.
Los resultados de los análisis fisicoquímicos realizados en estos suelos
indicaron que entre los suelos de estas coberturas vegetales existen
diferencias. Estudios realizados por Garavito (1979) y López (2005) indican
que los suelos inundados de morichales y bosques riparios, presentan un pH
menor a 7, haciéndolos ácidos, tal como se evidenció en este estudio, donde
los valores promedio en suelos de bosques riparios fueron ácidos (alrededor
de 5).
En bosques riparios los valores de pH, porcentaje de arcilla, porcentaje de
limo y agregados de 54 y <54 µm fueron mayores, mientras que el porcentaje
de humedad, distribución de tamaño de agregados (de 1,18, 600 y 300 µm) y
porcentaje de arena fueron mayores para morichales.
68
Los suelos de bosques riparios son menos ácidos con respecto a los de
morichal, pues se reportaron valores promedio de 5,7 para bosques y 4,2
para morichal. Esta acidez por lo general está asociada con suelos lixiviados,
procesos de nitrificación, fermentación y producción de ácidos, que se
presentan en estos suelos por descomposición de material orgánico y
actividad biológica (Geneva, 1994). Asimismo el pH de un suelo puede ser
afectado por la naturaleza química de la lluvia, prácticas de manejo del suelo
y las actividades de los organismos que habitan en este. Los suelos de
morichal son aún más ácidos que los de bosques, tal como lo sugiere Baver
(1998) quien demostró que a mayor humedad se reduce la disponibilidad de
oxígeno y por tanto hay una disminución de pH, lo cual se ve reflejado en
suelos de morichales que presentaron un 1,5% más de humedad y una
acidez 1,35 unidades de pH mayor.
La proporción de partículas en el suelo (arena, arcilla y limo) determinan las
características físicas en cuanto al aire y agua que puede mantener el suelo
(Cepeda, 1991; López, 1985). Los resultados obtenidos determinaron que en
suelos de morichales hay mayor porcentaje de arena, dando una textura
franco arenosa, mientras que en suelos de bosques riparios se presentó una
textura franco limosa – arcillosa.
Los suelos arenosos tienen una buena aireación, con baja retención de agua
y son permeables, lo que promueve a la formación de tamaño de agregados
grandes, mientras que en suelos limosos y arcillosos se producen efectos
impermeables en el suelo y mala aireación, conllevando a la formación de
agregados más pequeños. De acuerdo a Álvarez (1965) la mayor parte del
año los suelos de la Orinoquía permanecen encharcados o inundados,
presentando condiciones de hidromorfismo, favoreciendo el desarrollo de
suelos gleisados, prevaleciendo en suelos de morichales texturas franco
69
arenosas, mientras que en suelos de bosques riparios se caracterizan por
presentar texturas franco arcillosas. Este estudio corrobora lo obtenido en la
Reserva Natural Bojonawi donde se encontró que los suelos de morichales
fueron franco arenosos y los suelos de bosques riparios se clasificaron como
franco arcillosos, indicando que en los estudios realizados por Álvarez
(1965), se obtuvo la misma clase textural que la determinada en la presente
investigación.
En cuanto a la distribución de agregados se encontró que en suelos de
morichal prevalecieron tamaños de agregados mayores, mientras que los
suelos de bosques riparios presentaron agregados menores o iguales a 54
µm. Esta distribución puede estar relacionada con la textura del suelo, dado
que los suelos arenosos presentes en morichal tendrían una capacidad
limitada para retener agua, lo que posiblemente genera menos compactación
en el suelo (Lorente 1995). Probablemente porque en esta cobertura
predomina un tamaño de partículas grande. De la misma manera, factores
como la humedad y la materia orgánica son de gran importancia en la
formación y distribución de los agregados del suelo, ya que brindan el
soporte y las condiciones necesarias para el crecimiento de microorganismos
que producen sustancias ligantes como polisacáridos de membrana y
algunos lípidos, que brindan al agregado características físicas y químicas
que determinan la estructura de un suelo Hoyos (1999). En suelos de
morichal la humedad es mayor con respecto a la de bosques riparios lo que
posiblemente favorece la formación de agregados más grandes en este
suelo.
Posiblemente los agregados de suelos de morichal tienen un mayor tamaño,
debido a las altas cantidades de materia orgánica y a la humedad que
predominan en estos suelos, pues según Burbano (1989), altos porcentajes
de materia orgánica y humedad favorecen la formación de agregados.
70
Dentro de las variables analizadas en los suelos de la Reserva Natural
Bojonawi, se obtuvo que el pH y el tamaño de agregados tuvieron relación
con la densidad de bacterias desnitrificantes, las otras variables no se
encontraron relacionadas. Entonces, aunque las variables ambientales no
tienen relación con la densidad de bacterias desnitrificantes, es posible
pensar que la temperatura favoreció las condiciones necesarias para
determinar el recuento obtenido de bacterias desnitrificantes presentes en el
suelo de estas coberturas vegetales (morichales y bosques riparios), pues la
temperatura óptima que favorece a estas bacterias es de 25ºC o superior
(González y Vera, 2006) y la encontrada en este estudio fue en promedio de
25,81ºC.
En cuanto a los porcentajes de arena, limo y arcilla no tuvieron relación con
la densidad de bacterias desnitrificantes. Sin embargo la textura puede estar
relacionada con la densidad de dichas bacterias, pues los suelos franco
arcillosos presentan mayor cantidad de microporos, los cuales almacenan y
retienen agua y oxígeno en el suelo (Malagón et al., 1995). Las bacterias
desnitrificantes se adaptan mejor a este tipo de suelos, puesto que estos
tienden a compactarse más fácilmente, reduciendo la porosidad y limitando el
movimiento de agua y aire en el suelo (Morell y Hernández, 2000), creando
condiciones de anaerobiosis que favorecen a las bacterias, pues a menor
porosidad hay mayor saturación del suelo y por ende menos oxígeno.
Por el contrario los suelos arenosos de morichales no tienen la misma
capacidad de almacenar y retener agua, lo que posiblemente no favoreció el
desarrollo de bacterias desnitrificantes (Quiminet, 2001), ya que estos suelos
se caracterizan por la presencia de grandes partículas que generan mayores
espacios de aire, creando mayor tensión superficial de oxígeno, que no
favorece a estas bacterias.
71
Un factor que puede estar relacionado con la densidad de bacterias
desnitrificantes y la textura arcillosa predominante en suelos de bosques
riparios, es el drenaje lento del agua que caracteriza estos suelos, debido a
que los microporos restringen el flujo de esta, generando así zonas de
anaerobiosis que favorecen el crecimiento de microorganismos que sean
afines a estas condiciones (Madigan et al., 2001, Sylvia et al., 2005).
Por otra parte, en cuanto a la relación entre las variables de estudio se
encontró una correlación fuerte y directa entre los valores de pH y la
densidad de bacterias desnitrificantes (r2 =0,67, P<0,05). Esta correlación
fuerte sugeriría que el pH tiene influencia sobre la densidad de las
poblaciones bacterianas evaluadas, pues los aumentos de pH pueden
favorecer la actividad inicial de los microorganismos y por lo tanto los
procesos en los que participan (Chapman y Pratt, 1991).
Como es sabido, la concentración de protones en el suelo está ligada a la
concentración de cationes como AL+2, Mn+2, Ca+2 y Mo+2. Cuando baja el pH
se moviliza el AL+2 y MN+2, que resultan tóxicos para mucha poblaciones
microbianas (Rodríguez y Fraga 1999). Es quizá por esto que a pH muy
bajos la densidad de bacterias desnitrificantes se ve afectada; sin embargo,
Alexander (1980) afirma que es difícil definir rangos de pH en cuanto a la
densidad de bacterias desnitrificantes, debido a que muchas de estas
bacterias son sensibles a pH ácidos, por lo que en suelos ácidos existe una
población escasa de estas, mientras que en otros suelos la cantidad de
bacterias desnitrificantes es alta con un pH de 4,7.
Con respecto a lo anterior se puede decir que aunque en los suelos de la
Reserva Natural Bojonawi no se encontraron valores de pH óptimos para el
crecimiento de bacterias desnitrificantes, se puede decir, que aún así, hay
72
este tipo de bacterias en rangos de pH inferiores a 7. Factores como el
porcentaje de materia orgánica y la disponibilidad de nitratos pueden influir
positivamente en la densidad de bacterias desnitrificantes (Lorente, 1995),
favoreciendo a dichas bacterias.
Con relación a la humedad los valores promedio hallados de este parámetro,
fueron mayores en suelos de morichal (39,0%) con respecto a los de
bosques (26,0%). Probablemente en suelos de morichal la humedad fue
mayor por las inundaciones prolongadas y de difícil control a los que se ven
sometidos los suelos de morichal (Hernández y Sánchez, 2006). Por otra
parte, la densidad de bacterias desnitrificantes no presentó una correlación
positiva con la humedad posiblemente porque los suelos presentaron valores
de humedad inferiores al 60% y estas bacterias son favorecidas cuando la
humedad es mayor a éste valor (Gonzáles y Vera, 2006). Es probable
entonces que estos valores de humedad afecten también la densidad de
bacterias desnitrificantes encontrada.
En cuanto a la distribución de agregados se encontró una correlación
negativa entre el tamaño de agregados (600 y 300 µm) y la densidad de
bacterias desnitrificantes, mientras que para el tamaño de agregados de 54 y
<54 µm la correlación fue fuerte y positiva. Esto indica que a mayor tamaño
de agregados hay menor densidad de bacterias desnitrificantes, mientras que
a menor tamaño de agregados la densidad se vio favorecida. Posiblemente
estos agregados de menor tamaño generan condiciones de anaerobiosis,
debido a que aquí los suelos son más compactos y no permiten la entrada de
aire, lo que favorece a estas bacterias.
Aunque la densidad de bacterias desnitrificantes se ve favorecida por la
formación de microagregados, cabe mencionar que los suelos de bosques
riparios, en donde predomina este tamaño de agregados, pueden perder
73
agregación por falta de compuestos ligantes propios de los microorganismos,
haciendo que su estructura pierda estabilidad (Sáenz, 1999). Contrario a lo
que sucede con partículas de mayor tamaño (600 µg y 300 µg), en donde la
estructura es estable, posiblemente por la cantidad de materia orgánica
presente en suelos de morichal, pues según Bossuyt et al., (2004), la
macroagregación es el resultado del enriquecimiento con materia orgánica, la
cual constituye un núcleo alrededor del cual se adhieren las partículas
minerales.
Estos macroagregados generan alta porosidad favoreciendo que el
intercambio gaseoso sea más activo y haya mayor cantidad de oxígeno
(Luters y Salazar, 2000). Esta característica no favorece el desarrollo de
bacterias anaerobias o microorganismos microaerofílicos como las bacterias
desnitrificantes de los suelos de la Reserva Natural Bojonawi.
Con relación a los microagregados, el tamaño de partículas presentó una
correlación fuerte y positiva, tal como lo presenta Hilleld (1982), indicando
que las bacterias desnitrificantes posiblemente pueden colonizar de forma
más eficiente estos agregados al haber menor superficie y tensión de
oxígeno, favoreciendo la densidad de bacterias desnitrificantes. En suelos de
Colorado - Estados Unidos, donde predominan fundamentalmente
gramíneas, autores como Karolien et al., (2001),reportaron que en
condiciones de humedad los suelos franco limosos presentaron densidad de
bacterias desnitrificantes (2,36 UFC/ g suelo), con cantidad de
microagregados (0,77 ± 0,01).
Con respecto a lo anterior es posible decir que la densidad (4,05 ± 0,81
UFC/g suelo) y los microagregados (42,66 ± 0,04) encontrados en suelos de
bosques riparios son mayores en comparación con los suelos de Colorado
(Estados Unidos), posiblemente porque en estos suelos, predomina la textura
74
arenosa, lo que facilita el movimiento de agua y aire, con alta capacidad de
intercambio de nutrientes y una elevada saturación de bases (Bach, 2003).
Por otra parte se conoce que los suelos de morichales y bosques riparios
están sometidos durante períodos prolongados a inundaciones (Zea, 1997),
por esto, es posible decir que en estas condiciones, los poros del suelo
sufren un proceso de saturación que genera condiciones anoxigénicas en el
suelo, lo cual favorece la existencia de cierta cantidad de bacterias
desnitrificantes, aunque las demás condiciones no sean favorables (pH, no
contaminación con nitratos, entre otras).
Por medio de este estudio se evidenció la presencia de bacterias
desnitrificantes en suelos de morichales y bosques riparios asociadas al ciclo
del nitrógeno, importantes para la dinámica natural de dichos ecosistemas.
Sin embargo es necesario evaluar la actividad de dichas bacterias para poder
determinar si la desnitrificación es llevada a cabo y a qué tasa, pues
posiblemente el proceso de desnitrificación puede ser lento, liberando
nitratos tóxicos, lo que puede suceder ocasionalmente debido a la
disminución de bacterias desnitrificantes, lo que lleva a la acumulación de
nitratos y contaminantes nitrogenados, los cuales son arrastrados a aguas
subterráneas próximas a estos suelos por procesos de lixiviación.
75
8. CONCLUSIONES
Se cuantificó la densidad relativa de las bacterias desnitrificantes
encontrando que en suelos de bosques riparios la densidad de bacterias
desnitrificantes fue dos veces mayor con respecto a los suelos de morichal.
Se encontraron diferencias entre las variables fisicoquímicas, hallando que el
pH y el tamaño de agregados 54 y <54 µm del suelo fueron mayores en
bosques riparios, mientras que los tamaño de agregados de 600 y 300 µm
fueron mayores en morichales.
Se determinó que a mayor cantidad de microagregados en el suelo (54 µm y
<54 µm) se presentó una mayor densidad de bacterias desnitrificantes.
Parámetros como el pH y tamaño de agregados 54 y <54 µm tuvieron un
efecto significativo sobre la densidad de bacterias desnitrificantes.
76
9. RECOMENDACIONES
Además de estimar la densidad de bacterias desnitrificantes en las
coberturas de bosques riparios y morichales, es necesario realizar estudios
sobre actividad metabólica (desnitrificante) determinando si el uso del suelo
tiene algún efecto sobre esta actividad, debido a que la densidad de
bacterias no necesariamente determina la actividad desnitrificante que
pueden tener dichas bacterias en el suelo.
Establecer el comportamiento de la densidad de bacterias desnitrificantes
realizando muestreos en varias épocas del año en suelos de bosques
riparios y morichales, y de esta manera instaurar la dinámica de dichas
bacterias con respecto a su actividad y densidad.
Es importante incluir en estudios posteriores variables como porcentaje de
materia orgánica y disponibilidad de nitratos en el suelo, ya que estos
permitirían realizar un análisis más completo en cuanto a la densidad de
bacterias desnitrificantes en el suelo.
Organizar un cepario para la conservación, caracterización y aislamiento de
las bacterias desnitrificantes de estos suelos, con el fin de analizar aquellas
cepas que presenten mayor actividad, que podrían ser utilizadas en procesos
de biorremediación de suelos y efluentes contaminados con productos
nitrogenados.
77
10. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABELLA, S., ZIMMER. B. 2007. Estimating organic carbon from losson-
Ignition in northern Arizona forest soils. European Journal of Soil Science 71
(2): 545-550.
AGUILERA, M., VÉLEZ, P., VARELA, A. 2003. Efecto de la cobertura vegetal
sobre grupos funcionales bacterianos en suelos del Quindío. Revista de
Suelos Ecuatoriales 33(2):162-177.
ALEXANDER, M. 1980. Transformaciones microbianas del fósforo. En:
Introducción a la microbiología del suelo. Mérida, México. 491 p.
ÁLVAREZ, J. 1965. Contribución al estudio de la geografía de los suelos de
Colombia comisaría del Vichada (Orinoquía). Jorge Tadeo Lozano. Bogotá,
Colombia. 71 p.
ALLIAUME, F. 2007. Efecto de las plantaciones de Eucalyptus sp. Sobre el
recurso suelo en Uruguay. Montevideo, Uruguay. X. Revista de Agrociencia
(2): 95-107.
ANDRADES, M. 1996. Prácticas de edafología y climatología. Universidad de
la Rioja. Rioja, España. 80 p.
ARISTEGUIETA, L. 1968. Consideraciones sobre la flora de los morichales
llaneros al norte del Orinoco. Acta Botánica Venezuelica (3): 9.
ATLAS, R., BARTHA, R. 2002. Atlas ecología microbiana y microbiología
ambiental. Cuarta edición. Madrid, España. 677 p.
78
BACH, K., SCHAWE, M., BECK, S., GEROLD, G., GRADSTEIN, S.
2003.Vegetación, suelos y clima en los diferentes pisos altitudinales de un
bosque montano de Yungas. Potosí. Bolivia. 12 p.
BEDIENT, P., HUBER, W. 1948. Hydrology and floyd plain analysis. Editorial
W.H. Freeman. Texas, United States. 692 p.
BENAVIDES, J., QUINTERO, G., OSTOS, O. 2006. Aislamiento e
identificación de diez cepas bacterianas desnitrificantes a partir de un suelo
agrícola contaminado con abonos nitrogenados proveniente de una finca
productora de cebolla en la Laguna de Tota, Boyacá, Colombia. Revista
Nova. Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca.4 (6): 50-54.
BERMÚDEZ, F., GRACIA, M. 1984. El ciclo del nitrógeno. Revista Actualidad
Científica. (2): 7.
BLACK, CHARLES ALLEN. 1973. Methods of soil analysis. American Society
of Agronomy. Madison, USA. 46 p.
BOSSUYT, H., SIX, J., HENDRIX, P. 2004. Rapid incorporation of carbon
from fresh residues into newly formed stable microaggregates within
earthworm casts. Soil. 55 (2): 393-401.
BOTANICAL. 2008. Propiedades de las Cebollas. http://www.botanical-
online.com.
BROWER J., ZAR H., VON ENDE N. 1994. Field and laboratory methods for
general ecology. Fourth edition. McGraw-Hill. Boston, U.S.A. 273 p.
79
BURBANO, H. 1989. El Suelo: una visión sobre sus componentes
bioorgánicos. Universidad de Nariño. Pasto, Colombia. 447 p.
CAMPBELL, N. 2005. Biología. Editorial Médica Panamericana. Madrid,
España. 1231 p.
CAPONE, D.G., POPA, R., FLOOD, B., AND NEALSON, K. H. 2006.
Geochemistry. Follow the nitrogen. Science Magazine 312 (5774): 708-709.
CARDONA, D., SADEGHIAN, S. 2005. Evaluación de propiedades físicas y
químicas de suelos establecidos con café bajo sombra y a plena exposición
solar. Cenícafé. Revista del Centro Nacional de Investigaciones de Café 56
(4):15.
CARO, C., TRUJILLO, F. 2004. Evaluación y oferta regional de humedales
de la Orinoquía: Contribución a la formulación de planes de manejo en áreas
de jurisdicción de CDA, CORPORINOQUIA Y CORMACARENA. Informe
Parcial. Orinoquía, Colombia.18 p.
CASTELLANOS, C. 2001. Los ecosistemas de humedales en Colombia.
Revista Científica Lunazul (13): 3.
CASTILLO, D., OTÁROLA, E., FREITAS, L. 2006. Aguaje: la maravillosa
palmera de la Amazonía: the amazing palm tree of the Amazon. Instituto de
Investigaciones de la Amazonía Peruana, WUST Ediciones. Iquitos, Perú. 51
p.
CEPEDA, J. 1991. Química de suelos. Segunda edición, editorial Trillas.
Guadalajara, México D.F. 115 p.
80
CHAPMAN, H., PRATT P.1991. Método de análisis para suelos, plantas y
aguas. Editorial Trillas. Veracruz, México.150 p.
CRISTIAN, C. 1997. Usos de la palma del moriche. Escuela de educación el
Ucabista. Maracaibo, Venezuela. 20 p.
COLCIENCIAS. 1994. Corporación Colombiana para la Amazonía araucana.
Ciencias y Regiones. La construcción de un país. Editorial Antropos Ltda.
Bogotá, D.C., Colombia. 502 p.
COYNE, M. 2000. Soil microbiology: an exploratory approach. Editorial
Paraninfo. Madrid, España. 300 p.
COMERMA, G., LUQUE, M. 2000. Los principales suelos y paisajes del
estado Apuré. Revista Agronomía Tropical 21(5): 379-396.
CORREA, H., RUIZ, S., ARÉVALO, L. 2006. Plan de acción en biodiversidad
de la cuenca del Orinoco-Colombia. Fundación Omacha, Fundación
Horizonte Verde, Universidad Javeriana, Unillanos. Bogotá, D.C., Colombia.
330 p.
CORTES, L., ABDON, J., REY, JAIME. 1973. Clasificación y aptitud de
explotación de algunos suelos de la Orinoquía y Amazonía colombiana.
Fundación Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano. COLCIENCIAS,
Bogotá, D. C., Colombia. 185 p.
COYNE, M. 2000. Microbiología del suelo: Un enfoque exploratorio. Primera
edición. Editorial Parainfo S.A. Madrid, España. 440 p.
CRONK, J., FENNESSY, M. 2001. Wetland plants: Biology and Ecology.
Lewis Publishers. Florida, U.S.A. 462 p.
81
DÁVILA, G., GUERRERO, R., ROJAS, L.A. 2001. Variación del pH, la acidez,
el aluminio y el hidrógeno intercambiables en algunos suelos dedicados a la
producción de palma africana en los Llanos Orientales de Colombia. Revista
de Suelos Ecuatoriales 31(1): 40-48.
DENEF, K., SEIS, J., PAUSTIAN, K., MERCKX, R. 2001. Importance of
macroaggregate dynamics in controlling soil carbon stabilization: short-term
effects of physical disturbance induced by dry-wet cycles. Laboratory of Soil
Fertility and Soil Biology 33 (15): 2145-2153.
DE VOS, B., VANDECASTEELE, B., DECKERS, J., MUYS, B. 2005.
Capability of loss-on-ignition as predictor of total organic carbon in non-
calcacerous forest soils. Comunications in Soil Science and Plant 36: 899-
292 p.
DÍAZ GRANADOS, M. 2005. Caracterización de la vegetación de la Reserva
Natural Bojonawi (Municipio de Puerto Carreño, Vichada). Informe de Avance
proyecto Conservación de Aguas y Tierras ProCAT. Unidad de Ecología y
Sistemática-UNESIS. Bogotá, D.C., Colombia. 14 p.
DÍAZ, M. C., ESPITIA, S. E. y PÉREZ, F. 2002. Digestión anaerobia, una
aproximación a la tecnología. Universidad Nacional de Colombia. Bogotá,
D.C., Colombia. Pp. 162.
ETTER, A. 1998. Informe Nacional sobre el estado de la biodiversidad 1997 –
Colombia. Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander Von
Humboldt, PNUMA, Ministerio del Medio Ambiente. Bogotá, D.C., Colombia.
3 volúmenes. 300 p.
FAITHFULLL, N.T. 2004. Métodos análisis químico agrícola. Manual práctico.
Editorial Acribia. Madrid, España. 180 p.
82
FORSYTHE, W. 2002. Parámetros ambientales que afectan la temperatura
del suelo en Turrialba, Costa Rica y sus consecuencias para la producción de
cultivos. Agronomía de Costa Rica 26 (1): 43-62.
GARAVITO, F. 1919. Propiedades químicas de los suelos. Segunda edición.
Bogotá, Colombia.135 p.
GÓMEZ, M. 2007. Estimación de la densidad de bacterias nitrificantes y
desnitrificantes en diferentes coberturas de la ecorregión cafetera de
Colombia. Tesis maestría. Pontificia Universidad Javeriana, Bogota,
Colombia. 89 p.
GONZÁLES, F., VERA, C. 2006. Ciclo del nitrógeno: desnitrificación y
reducción disimilatoria del nitrato. Seminario. Microbiología ambiental.
Bogotá, Colombia. 3 p.
GRANADOS, D., HERNÁNDEZ, A., LOPEZ, G. 2006. Ecología de las zonas
ribereñas. Revista Chapingo 12 (01):55:69.
GROFFMAN, P., CRAWFORD, M. 2003. Denitrification potential in urban
riparian zones. Journal of Environmental Quality (32): 1144-1149.
GUIÑÁN, Y. NAGESWARA, I. 1995. Efecto de A. hypogaea (Papilloniaceae)
y la alcalinidad del suelo sobre bacterias asociadas con nitrógeno y ureasa
Unidad de Cursos Básicos. Departamento de Ciencias. Universidad de
Oriente, Pto. La Cruz, Venezuela.128 p.
HERNÁNDEZ, G. SÁNCHEZ, G. 2006. Ecología de zonas ribereñas. Revista
Chapingo. Serie Ciencias Forestales y del Ambiente. Caracas, Venezuela.12
(1): 55-69.
83
HILLEL, D. 1982. Introduction to soil physics. Academic Press. Texas, United
States. 20 p.
HILL, A., CARDACI, M. 2004. Denitrification and organic carbon availability in
ripian wetland soils and subsurface sediments. Soil Science Society of
América (68): 320-325 p.
HOYOS, G., AMÉZQUITA, C., THOMAS, R., VERA, R., MOLINA, D.,
ALMANZA, E. 1999. Relaciones entre la infiltración de agua en el suelo y
algunas propiedades físicas en las sabanas de la altillanura colombiana.
Suelos Ecuatoriales 29 (1):55-60.
HUNGATE, R. E. 1969. A roll tube method for cultivation of strict anaerobes.
En: J. R. Norris and D. W. (ed). Methods in Microbiology, vol. 36. Academic
press, inc. London, Ltd., London. 117-132 p.
IDEAM. 2007. Instituto de Hidrología, Meteorología y Estudios Ambientales.
Predicción climática y alertas: predicciones climáticas, estados de los ríos,
suelos y ecosistemas para junio de 2007.11p.
KAROLIEN, D., JOHAN, S., HELEEN, B., SERITA, F., EDWARD, E., ROEL,
M. 2001. Influence of dry–wet cycles on the interrelationship between
aggregate, particulate organic matter, and microbial community dynamics.
Soil Biology and Biochemistry. (33) 12: 1599-1611.
KILLMAN, K. 1994. Soil ecology. Cambridge University Press. Cambridge,
United States. 45 p.
KNOWLES, R.1999. Denitrification in soil. Adv. In Agricultural. Microbiology.
Nueva York, United States. 300 p.
84
LORENTE, M.1995. Aportación al conocimiento de diferencias varietales en
la absorción y asimilación de nitrato y amonio en plantas de espinaca. Tesis
de Doctorado. Universidad Autónoma de Madrid, Departamento de Química
Agrícola. Madrid. España.
LUTERS, A., SALAZAR. J. 2000. Guía para la evaluación de la calidad y
salud del suelo, Buenos Aires. Argentina. 88 p.
MADIGAN, M., MARTINKO, J. and PARKER, J. 2001. Biología de los
microorganismos. Octava edición. Prentice Hall. Madrid, España. 900 p.
MALAGÓN, D., PULIDO, C., LLINAS, R., CHAMORRO, C. 1995. Suelos de
Colombia, origen, evolución, clasificación, distribución y uso. Canal Ramírez
Antares Ltda. Bogotá, D.C., Colombia. 632 p.
MARIN, L., MEDINA, L., HERNÁNDEZ, J. 2006. Bacteria associated with
nitrogen transformation in the water-sediment interface of the hypolimnetic
cone of lake Maracaibo. Boletín del Centro de Investigaciones Biológicas.
Applied and Environmental Microbiology (40) 1: 20-40.
MARSCHNER, P., YANG, C., LIEBEREI, R., CROWLEY, D. 2001. Soil
Biology. Soil and plant specific effects on bacterial community composition in
the rhizosphere. Chicago, United States. 1500 p.
MARY, B., RECUOS, S., DARWIS, D., ROBIN, D.1996. Interactions between
decomposition of plant residues and nitrogen cycling in soil. Plant and Soil
181: 71-82 p.
MERCER, S., LAWRENCE, A., COELI, M. 2000. Denitrification at a long-term
forested land treatment system in the piedmont of Georgia. Journal of
Environmental Quality (30): 1411- 1420.
85
MIECZYSLAW, B. 1993. Effect of medium composition on the denitrification
of nitrate by Paracoccus denitrificans. Applied and Environmental
Microbiology. 59 (11): 3951-3953.
MILLER, R., KEENEY, D. 1982. Methods of soil analysis. Madison. Arizona,
United States. 1100 p.
MINISTERIO DE AMBIENTE, VIVIENDA Y DESARROLLO TERRITORIAL,
REPÚBLICA DE COLOMBIA. 2004. Dirección de Ecosistemas. Guía para la
formulación de manejo para humedales de importancia internacional y otros
humedales. Bogotá, DC, Colombia.182 p.
MORELL, I., HERNÁNDEZ. 2000. El agua en castellón un reto para el siglo
XXI. Editorial Athenea. Castellón, España. 538p.
MYROLD, D. 2005. Principles and application of soil microbiology. Prentice
Hall. New Jersey, USA. 420 p.
NARANJO, L., ANDRADE, G., PONCE DE LEÓN, E.1999. Instituto de
investigación de recursos biológicos Alexander von Humboldt y Ministerio de
Medio Ambiente. Humedales Interiores de Colombia: Bases técnicas para su
conversión y uso sostenible. Bogotá, D.C., Colombia. 79 p.
NAVARRO, G. 2000. Química agrícola. El suelo y los elementos químicos
esenciales para la vida vegetal. Editorial Mundi Prensa. Barcelona, España.
85 p.
NORAMBUENZA, P., LUZIO, W. Y VERA, W. 2002. Comparación entre los
métodos de la pipeta y Bouyoucos y su relación con la retención de agua en
86
ocho suelos de la zona altiplanica de la provincia de Parinacota. Revista
Universia 62 (1): 150-157.
OROZCO, P. 1999. La biología del nitrógeno, conceptos básicos sobre sus
transformaciones biológicas. Universidad Nacional de Colombia, Facultad de
Ciencias. Medellín, Colombia.152 p.
PACHECO, J., PAT, R., CABRERA, A. 2002. Análisis del ciclo del nitrógeno
en el medio ambiente con relación al agua subterránea y su efecto en los
seres vivos. Sources and fate. Hortscience.73 (2): 73- 81.
PARRA, C. 2006. Estudio general de la vegetación nativa de puerto Carreño
(Vichada, Colombia). Caldasia 28(2):165-177.
PAUL, E., CLARK, F. 1996. Soil microbiology and biochemistry . Academic
Press. San Diego, United States. 300 p.
PEÑUELA, L., TRUJILLO, F., USMA, S. 2002. Alianzas para incrementar las
áreas protegidas privadas en la cuenca del Orinoco. Artículo informativo.
Asociación Calidris. Bogotá, Colombia. 5 p.
PONCE DE LEÓN, E. 2004. Humedales, designación de sitios ramsar en
territorios de grupos étnicos en Colombia. Santiago de Cali, Colombia. 46 p.
PONCE, M. 1998. Patrones de caída de frutos en Mauritia flexuosa l.f. y
fauna involucrada en los procesos de remoción de semillas. Acta Botánica
Venezuelica 25 (2):119.
PONCE, M. 1998. Causas de mortalidad en plántulas de Mauritia flexuosa
(Moriche). Revista Ecotrópicos 9 (1): 89 p.
87
POVEDA, G., VÉLEZ, J., MESA, O., HOYOS, C., SALAZAR, L., MEJÍA, F.
2000. Modelo de Interacción suelo-atmósfera para la estimación de caudales
medios mensuales en Colombia. Universidad Nacional de Colombia,
Medellín. Colombia. 7 p.
QUIMINET. 2001. Principales propiedades físicas de los suelos.
http://www.quiminet.com.mx.
REICOSKY, D. C. y FORCELLA, F. 1998. Cover crop and soil quality
interactions in agroecosystems. Journal of Soil and Water Conservation 53
(3):224-229 p.
RYSGAARD, H., y HERBERT. F.1999. Nitrogen cycling in coastal marine
ecosystems. Department of Biological Sciences. Borders, Scotland. 85 p.
RODRÍGUEZ, H., FRAGA, R. 1999. Phosphate solubilizing bacteria and their
role in plant growth promotion. Soil Biology and Biochemistry 17:319-339.
RODRÍGUEZ, N., TORO C. 2006. Estandarización del tiempo de incubación
y concentración de CaCO3, SO4 (NH4) 3 y KNO3 para la prueba de NMP con
bacterias nitrificantes y desnitrificantes usando como matriz compost. Tesis
pregrado. Microbiología Agrícola y Veterinaria. Facultad de Ciencias.
Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá D.C., Colombia. 79 p.
ROMERO, L. 2003. Evaluación del efecto del glifosato sobre los
microorganismos edáficos involucrados en el ciclo del nitrógeno. Tesis
pregrado. Microbiología Industrial. Facultad de Ciencia. Pontificia Universidad
Javeriana. Bogotá D.C., Colombia. 102 p.
88
ROJAS, R., SALAZAR C., LLERENA C., SIAS C. 2001. Industrialización
primaria del aguaje (Mauritia flexuosa L. f.) en Iquitos, Perú. Revista Folia
Amazónica 12: 15 p.
RUIZ, J. 1993. Alimentos del bosque amazónico: Una alternativa para la
protección de los bosques tropicales. UNESCO/ORCYT. Montevideo,
Uruguay. 226 p.
SAENZ, C .1999. Análisis Físico de suelos. Determinación de la textura por el
método de bouyucos. Modificación No 2. Junio 14. www.drcalderonlabs.com.
SARMIENTO, G. 1994. Sabanas naturales, génesis y ecología. Banco de
Occidente. Cali, Colombia. 207 p.
STEVENSON, F., MICHAEL, A. 1999. Cycles of soil: carbon, nitrogen,
phosphorus, sulfur, micronutrients. John Wiley & Sons, Inc. New York, U.S.A.
427 p.
SYLVIA, D., FUHRMANN, J., HARTEL, P., ZUBERER, D. 2005. Principles
and aplications of soil microbiology. Second edition. Prentice Hall. New
Jersey, USA. 345 p.
TRUJILLO, F. 2001. Investigación y conservación de mamíferos acuáticos de
la Orinoquia colombiana. Seminario “La investigación básica en recursos
naturales de la Orinoquia”. Memorias. Universidad de los Llanos.
Villavicencio, Colombia. 120 p.
URREGO, L. 1994. Los bosques inundables del medio Caquetá (Amazonia
Colombiana) caracterización y sucesión. Trabajo de Grado. Universidad
Ámsterdam, Holanda. 235 p.
89
VENEKLAAS, E., FAJARDO A, OBREGÓN, S., LOZANO, J. 2005. Gallery
forest types and their environmental correlates in a Colombian savanna
landscape. Ecography (28): 236 – 252.
VINCELLI, P. 1980. Estudio de la vegetación del territorio faunístico El
Tuparro. Instituto Nacional de los Recursos Naturales Renovables y del
Ambiente. Bogotá D.C., Colombia. 52 p.
WALTER, N.1975. Soil Microbiology. CRC Press. London, England. 262 p.
ZEA, E. 1997. Demografía de Mauritia flexuosa en una sabana mal drenada
de la Orinoquía Colombiana y su aplicación en la evaluación de alternativas
de manejo. Tesis Pregrado. Carrera de Biología. Facultad de Ciencias.
Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá, D.C., Colombia.185 p.
90
11. ANEXOS
Medio Mineral Basal (Mieczyslaw, 1993)
• Etanol 1g
• Acetato de Sodio 1g
• NH4Cl 1g
• NaCl 1g
• MgSO4 0,2g
• CaCl2 0,03g
• KNO3 2g
• K2HPO4 5g
• KH2PO4 1,5g
• MgCl2 0,4g
• Extracto de levadura 0,05g
• Elementos traza 1ml
Para un (1L) de medio
Esterilizar por 15 min 15 lb a 121º C.