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OFERTA DE SEMILLAS Y ECOLOGÍA DE LA GERMINACIÓN DE UNA ESPECIE
ALTOANDINA, COMO APROXIMACIÓN A LAS ESTRATEGIAS DE RECLUTAMIENTO
CINDY HELENA LÓPEZ PINZÓN
Proyecto de Trabajo de Grado para optar al título de Licenciada en Biología
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALADAS
FACULTAD DE CIENCIAS Y EDUCACIÓN
LICENCIATURA EN BIOLOGÍA
BOGOTÁ D.C.
2015
1
OFERTA DE SEMILLAS Y ECOLOGÍA DE LA GERMINACIÓN DE UNA ESPECIE
ALTOANDINA, COMO APROXIMACIÓN A LAS ESTRATEGIAS DE RECLUTAMIENTO
CINDY HELENA LÓPEZ PINZÓN
Director
M. Sc. EDNA MARGARITA VARGAS ROMERO (c)
Universidad Distrital Francisco José de Caldas
Codirector
OSCAR ROJAS ZAMORA
Jardín Botánico de Bogotá José Celestino Mutis
Evaluador
HÉCTOR EDWIN BELTRÁN
Universidad Distrital Francisco José de Caldas
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALADAS
FACULTAD DE CIENCIAS Y EDUCACIÓN
LICENCIATURA EN BIOLOGÍA
BOGOTÁ D.C
2015
2
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a la universidad Distrital Francisco José de Caldas por hacerme parte de su
comunidad académica y brindarme la posibilidad de aprender sobre esta linda profesión. A los
docentes que guiaron con algunas de sus acciones o palabras el gusto por estudio a la flora de
nuestro territorio.
Agradezco al Jardín Botánico de Bogotá José Celestino Mutis, por haberme abierto sus puertas y
permitirme realizar este trabajo en nombre de ellos. A la Subdirección Científica del Jardín
Botánico, y su líder de Líneas de Investigación en Caracterización de microcuencas - Valoración
de servicios ecosistémicos y Sistemas de información geográfica y ecología de paisaje, Oscar
Rojas Zamora por su orientación, tiempo y dedicación. A la profesional líder del banco de
semillas Laura Victoria Pérez Martínez por todos sus aportes. A las profesionales Manuela
Calderón y Carolina Manciepe por su disposición a colaborar y enseñar, a las auxiliares de
investigación Inelza López, Claudia Muñoz y Mónica López, por su ayuda y acompañamiento.
Agradezco a Margarita Vargas Romero por su apoyo y tiempo dedicado, por su motivación, e
incentivar la decisión de querer trabajar con semillas en mi territorio.
Por ultimo pero no menos importante a quienes sin su presencia no hubiese sido posible la
realización de este trabajo; mi familia y amigos, por su apoyo incondicional, interés,
acompañamiento y motivación en la realización de este trabajo y a lo largo de toda la carrera.
Cindy Helena López Pinzón
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ÍNDICE DE CONTENIDO
INDICE DE FIGURAS .................................................................................................................... 2
RESUMEN ....................................................................................................................................... 6
ABSTRACT ..................................................................................................................................... 8
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................................... 9
1. PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN ................................................................................... 11
1.1 Descripción del problema ................................................................................................ 11
1.2 Planteamiento de las Preguntas de investigación ............................................................ 12
2. JUSTIFICACIÓN ................................................................................................................... 13
3. OBJETIVOS ........................................................................................................................... 15
3.1 OBJETIVO GENERAL .................................................................................................. 15
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .......................................................................................... 15
4. MARCO DE REFERENCIA ................................................................................................. 16
4.1 Antecedentes .................................................................................................................... 16
4.2 Marco conceptual............................................................................................................. 17
Reclutamiento de individuos .................................................................................................. 18
Germinación de la semilla ...................................................................................................... 22
Semillas, latencia y escarificación......................................................................................... 23
Dormancia de la semilla ......................................................................................................... 24
Conservación ex situ. Bancos de germoplasma (semillas). ................................................... 25
Estructura en plantas clonales (Ramets-Genets) .................................................................... 27
5. METODOS ............................................................................................................................. 29
5.1 Área de estudio ................................................................................................................ 29
Ubicación ............................................................................................................................... 29
Localización área de estudio .................................................................................................. 30
Clima ...................................................................................................................................... 31
4
Vegetación .............................................................................................................................. 31
5.2 Cuantificación de Oferta de semillas ............................................................................... 33
Selección, colecta y almacenamiento de la especie ............................................................... 33
Recolección, procesamiento y limpieza de la semilla ............................................................ 33
Disponibilidad de semillas ..................................................................................................... 34
Análisis de datos ..................................................................................................................... 38
5.3 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio (EG1, EG2, EG3 Y EG4) .... 38
Diseño experimental- Montaje y seguimiento a la germinación (variables) .......................... 38
Potencial de almacenamiento ................................................................................................. 40
Contenido de humedad ........................................................................................................... 40
Tolerancia a la desecación ...................................................................................................... 40
Escarificación de la semilla .................................................................................................... 41
Prueba de viabilidad de Tetrazolio ......................................................................................... 42
Análisis de datos: ................................................................................................................... 42
5.4 Germinación bajo condiciones naturales (EGc1) ............................................................ 43
Diseño experimental - Montaje y seguimiento a la germinación (variables) ......................... 43
Análisis de datos: ................................................................................................................... 44
6. RESULTADOS ...................................................................................................................... 45
6.1 Oferta de semillas ............................................................................................................ 45
Morfología de fruto ................................................................................................................ 45
Morfología de la semilla ........................................................................................................ 46
Disponibilidad de semillas ..................................................................................................... 47
6.2 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio .............................................. 51
Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio sin pre tratamiento (EG1). ......... 51
Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio y bajo un %5 menos de humedad
(EG2). ..................................................................................................................................... 52
Germinación bajo condiciones controladas con escarificación (EG3). ............................ 53
Germinación bajo condiciones controladas con escarificación y bajo un 5% menos de
humedad (EG4). ..................................................................................................................... 55
5
Prueba de viabilidad de Tetrazolio ......................................................................................... 56
6.3 Germinaciones bajo condiciones naturales (EGc1) ......................................................... 57
7. ANÁLISIS DE RESULTADOS ............................................................................................ 58
7.1 Oferta de semillas ............................................................................................................ 58
Patrón espacial de la especie .................................................................................................. 58
Cobertura vegetal de la especie .............................................................................................. 59
Frutos por ramet - Semillas por fruto. .................................................................................... 59
7.2 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio .............................................. 61
7.3 Germinación bajo condiciones naturales (EGc1) ............................................................ 63
8. CONCLUSIONES ................................................................................................................. 64
9. LITERATURA CITADA ....................................................................................................... 65
10. ANEXOS ............................................................................................................................. 73
1
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Taxonomía de M. nummularia ........................................................................................ 32
Tabla 2. Media estándar y desviación estándar del diámetro polar, diámetro ecuatorial y peso *
fruto en gramos de 20 frutos. ................................................................................................. 46
Tabla 3. Media estándar y desviación estándar de alto, ancho, área, perímetro y grosor de 20
semillas de Myrteola nummularia. ......................................................................................... 46
Tabla 4. Pesaje y número de semillas en gramos para Myrteola nummularia. ............................ 46
Tabla 5. Frutos ofertados por Myrteola nummularia para cada uno de los transectos. ................. 50
Tabla 6. Contenido de Humedad de dos lotes de semillas para EG2. ........................................... 52
Tabla 7.Contenido de Humedad de un lote de semillas para EG4. ............................................... 55
Tabla 8. Tinción de embriones luego de prueba de tretazolio. ...................................................... 56
2
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Modelo conceptual de los estados (rectángulos), procesos (óvulos) y factores que
influencian los procesos (parte izquierda de la figura). Tomado de Ray & Alcantara, (2000).
................................................................................................................................................ 20
Figura 2. Procesos relacionados con la dispersión, establecimiento y persistencia en el ciclo de
vida de las plantas (Tomado de Vargas & Pérez, 2014). ....................................................... 21
Figura 3. Diagrama general de destino de las semillas. Los rectángulos representan estados de las
semillas y las flechas entre rectángulos indican movimiento o transiciones entre estados
(Tomado de Vander Wall et al. 2005). ................................................................................... 21
Figura 4. Fotografía satelital de la zona de muestreo. Paramo – vereda Las Mercedes. Imagen
tomada de Google Earth. ........................................................................................................ 29
Figura 5. Fotografía satelital de la zona de muestreo. Ubicación de los transectos. Imagen
tomada de Google Earth. ........................................................................................................ 30
Figura 6. Zona de estudio – Plano general. ................................................................................... 30
Figura 7. Zona de estudio - Parcela ............................................................................................... 30
Figura 8. Hábito de M. nuumularia ............................................................................................... 32
Figura 9. Hábito de M. nuumularia ............................................................................................... 32
Figura 10. Diseños del cinturón transecto de banda de cuadrantes contiguos .............................. 34
Figura 11. Trancecto- cuadrante.................................................................................................... 35
Figura 12. Cuadrante con rejilla. ................................................................................................... 35
Figura 13. Siembra de semillas ..................................................................................................... 39
Figura 14. Cajas de preti - replicas (R1, R2, R3 Y R4) ................................................................ 39
Figura 15. Semillas escarificadas retiro de tapón. ......................................................................... 41
3
Figura 16. Semillas con retiro de testa al costado lateral para prueba de TCT. ............................ 42
Figura 17. Diseño de montaje realizado en campo. ..................................................................... 44
Figura 18. Diseño de montaje realizado en campo. ..................................................................... 44
Figura 19. Fruto de Myrteola nummularia; (1) a. Corte longitudinal b. corte trasversal c. vista
superior d. Vista lateral. (2) Fruto en detalle. ......................................................................... 45
Figura 20. Frutos de Myrteola nummularia; 20 frutos con tamaños y forma variada, con colores
blanco y morado presentes en proporciones diferentes en el fruto. ...................................... 45
Figura 21.Semillas de Myrteola nummularia a las cuales se realizó la medición. (1 mm, 5x)..... 46
Figura 22.Corte longitudinal de la semilla de M. nummularia ..................................................... 47
Figura 23. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transeptos; (A) Transepto
uno, (B) transepto dos y (C) transepto tres. Bajo el método TTLQV. .................................. 48
Figura 24. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transeptos; (A) Transecto
uno, (B) transecto dos y (C) transecto tres. Bajo el método PQV. ........................................ 49
Figura 25. Corte longitudinal de las semillas infectadas. Coloración oscura de la semilla,
embrión seco y de color oscuro. ............................................................................................. 52
Figura 26. Estado de semillas infectadas por hongos.................................................................... 52
Figura 27. Estado de semillas infectadas por hongos.................................................................... 53
Figura 28. Estado de la plántula; fotografía de 4 semillas germinadas al día 27 días de
evaluación. (2mm, 5x) ............................................................................................................ 53
Figura 29. Porcentaje de germinación para las cuatro replicas; R1 (A), R2 (B), R3(C), Y R4 (D).
................................................................................................................................................ 54
Figura 30. Trasplante de plántulas de semillas germinadas con escarificación. ........................... 55
Figura 31. Porcentaje de germinación para las cuatro replicas; R1 (A), R2 (B), R3(C), Y R4 (D).
................................................................................................................................................ 56
Figura 32. Tinción completa de embrión. ..................................................................................... 57
4
Figura 33. Poca o nula tinción del embrión. ................................................................................. 57
Figura 34. Estado de la semilla día 35, quinto muestreo............................................................... 57
5
INDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transectos para el método
TTLQV ................................................................................................................................... 73
Anexo 2. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transectos para el método
PQV ........................................................................................................................................ 74
Anexo 3. Número de cuadros por Ramets y fruto por cuadrantes para cada uno de los transectos
................................................................................................................................................ 75
6
RESUMEN
Este trabajo tuvo como objetivo general, caracterizar la oferta de semillas y la ecología de la
germinación de una especie alto andina (Myrteola nummularia) como una aproximación a las
estrategias de reclutamiento de la especie; de esta manera se evaluaron, la oferta de semillas y
los porcentajes de germinación tanto en condiciones controladas de laboratorio como en
condiciones naturales (EGE, EG2 y EGc1). Tras la marcha, con los resultados obtenidos y
atendiendo a las necesidades de investigación del Jardín Botánico de Bogotá de encontrar
posibles formas de acelerar el proceso de germinación y poder estimar su potencial de
almacenamiento, se montaron dos ensayos más (EG3 y EG4). De esta manera se realizaron 4
ensayos totales en condiciones controladas de laboratorio, cada uno con 4 réplicas de 50 semillas,
evaluadas cada tres días; semillas sin pre tratamiento (EG1), semillas con -5% en su contenido de
humedad (EG2), semillas con escarificación (EG3) y por ultimo semillas con -5% en su
contenido de humedad y con escarificación (EG4). En condiciones naturales se realizó solo un
ensayo; semillas sin pre tratamiento (EGc1), este con tres réplicas de 30 semillas, evaluadas un
vez por semana. Para poder evaluar la oferta de semillas se identificó el patrón espacial de la
especie, su cobertura, numero de frutos por ramet y numero de semillas por fruto, todo esto se
realizó con la ayuda de tres transeptos cada uno con 24 cuadrantes en rejilla lineal. Como
resultados se obtuvo un patrón de agregación para la especie, patrón presente en la mayoría de las
plantas clónales. La mayor cobertura vegetal se presentó en el transepto 1, por la composición del
suelo y humedad del sitio. Para germinación en condiciones controladas de laboratorio se
obtuvieron: para EG1 un 1%, para EG2 un 0%, para EG3 un 79% y para EG4 un 52,2%.
Presentando los ensayos EG3 Y EG4 lo porcentajes y tasas de germinación más altos. EGc1
presentó una germinación de 0%. Lo que permite llegar a la conclusiones de que Myrteola
nummularia presento una semmilas latente, estado del que salió luego de ser escarificada,
presenta una semillas ortodoxa, tolerante a la desecación. Semilla apta para conservar con posible
potencial de almacenamiento. Al ser Myrteola nummularia una planta clonal, una gran oferta de
7
semillas no parece ofrecerle una ventaja para el establecimiento y posible reclutamiento de
nuevos individuos.
Palabras claves; Semilla, germinación, latencia, escarificación, humedad, Myteola nummularia
8
ABSTRACT
This work had as general objective to characterize the supply of seeds and germination ecology
of the high Andean species (Myrteola nummularia) as an approach to recruitment strategies of the
species; thus evaluated the supply of seeds and germination rates in controlled laboratory and
natural conditions (EGE , EG2 and EGc1) . After the departure, with the results and meeting the
research needs of the Botanical Garden of Bogota to find possible ways to speed up the
germination process and to estimate their potential storage, two trials (EG3 and EG4) were
mounted. Thus 4 Total in controlled laboratory trials conditions , each with 4 replications of 50
seeds evaluated were conducted every three days ; seeds without pretreatment ( EG1 ) , seed with
5% in moisture content (EG2) , seed scarification (EG3) and finally in 5% seed moisture content
and scarification (EG4) . Under natural conditions it was made only a trial; seeds without
pretreatment (EGc1), this three replicates of 30 seeds, evaluated once a week. To evaluate the
seed supply the spatial pattern of the species, its coverage, number of fruits per ramet and number
of seeds per fruit, all this was done with the help of three transepts each with 24 squares linear
grid identified. As a pattern aggregation results for the species, this pattern in most clonal plants
are obtained. Most mulch is presented in the transept 1 by soil composition and moisture of the
site. For germination under controlled laboratory conditions they were obtained: 1% for EG1 to
EG2 0% to 79% EG3 and EG4 52.2 %. Presenting the EG3 And what percentage EG4 trials and
higher germination rates. EGc1 seed germination 0 %. What leads to the conclusion that
Myrteola nummularia semmilas present a latent state which then came to be scarified, it presents
one Orthodox desiccation tolerant seeds. Capable of keeping up with possible seed storage
potential. As Myrteola nummularia a clonal plant, a large supply of seeds does not seem to offer
an advantage to the establishment and possible recruitment of new individuals.
Keywords; Seed, germination, latency, scarification, humidity, Myrteola nummularia.
9
INTRODUCCIÓN
La transformación de los ecosistemas de alta montaña, la pérdida constante de vegetación nativa
y de poblaciones, afecta su dinámica y mantenimiento, modifican los procesos naturales y
dificultan los procesos de regeneración (Cabrera et al., 2014). Esta alteración y pérdida en los
ecosistemas de alta montaña tropical requiere estudios que conlleven a acciones de conservación
y restauración, que permitan recuperar y mantener el establecimiento y la permanencia de la
población, y biodiversidad del ecosistema.
La ecología de poblaciones permite conocer algunos de los factores importantes que se pueden
encontrar dentro de las dinámicas o procesos biológicos de las especies. El estudio de estas
dinámicas permite identificar rasgos característicos y determinantes que pueden influenciar la
supervivencia de la población (Morláns, 2004). Es así como el conocimiento básico sobre los
rasgos de historia de vida ligados a factores importantes como las semillas (oferta, lluvia,
dispersión, banco, germinación y fisiología de la semilla), la floración, la fructificación, el
establecimiento y la supervivencia, son fundamentales en los planes de manejo de áreas con
ecosistema de alta montaña (Moreno, 2008).
Características sobresalientes del ciclo de vida de un individuo, como las estrategias de
supervivencia y reproducción, permiten modelar patrones de crecimiento y desarrollo de la
distribución de la energía, y particularmente de factores involucrados con la reproducción de los
individuos, supervivencia, crecimiento etc. La germinación junto a la supervivencia resultan en
ocasiones ser algunos de los procesos más complejos para que el establecimiento de la planta sea
posible (Moreno, 2008). De esta manera la fenología, ecología, morfología, dispersión y demás
procesos que intervengan en la producción de propágalos viables de la especie merecen ser
estudiados, ya que estos pueden intervenir en las estrategias de reclutamiento. Estudiar y
caracterizar algunos procesos permite conocer su estado (crecimiento y disminución) y por
supuesto generar propuestas para su cuidado y conservación.
10
En este sentido, atendiendo a las necesidades de investigación en la flora de los ecosistemas
presentes en la Región Capital se planteó el presente proyecto de investigación, que tiene por
objetivo general caracterizar la oferta de semillas y la ecología de la germinación de una especie
altoandina (Myrteola nummularia) como aproximación a las estrategias de reclutamiento. Este
proyecto se propone como trabajo de grado en modalidad de pasantía.
Adicionalmente esta investigación busca proporcionar avances a los estudios realizados por los
programas; Bancos de semillas y eco fisiología de la germinación, Conservación de la flora
asociada a la Región Capital y Manejo de Especies Vegetales de la Región Capital del Jardín
Botánico de Bogotá, quienes adelantan esfuerzos de investigación en ecología y conservación de
la biodiversidad a especies vulnerables, poblaciones disminuidas y aisladas, que presentan
procesos de dispersión limitados y progenies poco vigorosas.
11
1. PROBLEMA DE INVESTIGACIÓN
1.1 Descripción del problema
La biodiversidad mundial está disminuyendo a una velocidad sin precedentes. Durante el periodo
1996-2004, un total de 8.321 especies vegetales fueron incorporadas a la lista roja de especies
amenazadas de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) (Bacchetta
et al., 2008). Encontrar soluciones a la crisis actual por la pérdida de algunas poblaciones e
individuos, es uno de los mayores retos en las últimas décadas. Esta pérdida es el resultado de un
crecimiento económico y poblacional exagerado y de las falencias en los procesos de toma de
decisiones en la planificación territorial (Cabrera & Ramírez, 2014).
Los páramos, han sido fuertemente afectados por prácticas de agricultura intensiva, la conversión
a sistemas de ganadería extensiva, la explotación minera y el establecimiento de infraestructura
(Vargas et al. 2002). Debido a estos motores de cambio, algunas áreas de páramo en el país son
más propensas a sufrir procesos de extinción local, ya que la pérdida de diversidad involucra la
desaparición de especies endémicas y nativas; así como los cambios de coberturas vegetales y la
introducción de especies exóticas. Una de las consecuencias de estas transformaciones es la
disminución en la oferta hídrica para consumo humano y sistemas de riego tierras abajo.
Si bien se ha logrado caracterizar y propagar especies del páramo, la ejecución de proyectos de
restauración se ven limitados por los pocos antecedentes en el estudio de estrategias de
reclutamiento o bien la misma propagación del material vegetal, por lo cual la implementación de
algunas estrategias pueden llegar a no cumplir los requerimientos del ecosistema a restaurar. El
principal limitante en la ejecución de proyectos de restauración es la baja consecución de material
vegetal, generando ecosistemas homogéneos que no cumplen con la composición ni
funcionalidad, aspecto que evita la recuperación de la biodiversidad, la sucesión natural (Barrera
& Valdés, 2007). Por este motivo es importante generar investigaciones en por lo menos estados
iniciales del establecimiento de especies propias del ecosistema.
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1.2 Planteamiento de las Preguntas de investigación
¿Cuál es la oferta de semillas de una especie seleccionada del ecosistema Altoandino?
¿Cuál es el porcentaje de germinación en condiciones naturales de una especie del ecosistema
altoandino?
¿Cuál es el porcentaje de germinación en condiciones controladas de laboratorio de una especie
del ecosistema altoandino?
¿Qué potencial tiene dicha especie para ser almacenada como semilla en condiciones ex situ?
Esto permitirá una aproximación a las estrategias de reclutamiento con fines a posibles estudios
en conservación y restauración ecológica de la especie.
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2. JUSTIFICACIÓN
El páramo es un bioma neotropical que ha sido definido como “extensas zonas que coronan las
cordilleras entre el bosque andino y el límite inferior de las nieves perpetuas”. Está determinada
como región natural por la relación entre el suelo, el clima, la biota y la influencia humana
(Rangel-Ch, 2000). En general, los páramos de Colombia son áreas altas, frías, húmedas,
nubladas y con vegetación abierta hasta arbustiva, dentro de lo que se destacan los emblemáticos
frailejones (Morales et al., 2007). Es el ecosistema con mayor radiación solar del mundo, lo que
genera la flora de montaña más rica del planeta. Cuenta con un suelo cubierto de pajonales,
humedales y turberas con presencia de especies particulares como los frailejones (especies del
género Espeletia principalmente), además, resulta ser un corredor biológico para la fauna de la
región (Cabrera & Ramírez, 2014). Características como la abundante acumulación de necromasa
en pie, de carbono y nitrógeno en la materia orgánica del suelo, hacen del páramo un gran
sumidero de nutrientes y energía (Vargas et al., 2002).
Hutchings (1986) describe que a un nivel demográfico los dos parámetros básicos que describen
los cambios en las poblaciones vegetales son la mortalidad y el establecimiento de los individuos.
Cualquier acontecimiento que afecte directa o indirectamente a estos parámetros tendrá
repercusión en el tamaño y la estructura de las poblaciones, es decir en el número de individuos
de las diferentes clases de edad o tamaño. Es así como gran parte de la sobrevivencia y
permanecía de una especie se puede ver afectada por el solo establecimiento de la especie. Al
igual que por la constante intervención del ecosistema. Así, en medio de la transformación o
destrucción del ecosistema de paramo, se hace necesario estudiar, entender y conocer de él, para
así proponer estrategias, defender y cuidar su estructura y majestuosidad con acciones de
mitigación. Trabajando en la conservación ex situ e in situ de las poblaciones, tanto en su habitad
natural como fuera de él.
14
Es por esto y atendiendo a la importancia del conocimiento de las dinámicas de la vegetación y el
mantenimiento de las poblaciones para la implementación de acciones de restauración o
conservación en este ecosistema, que se busca conocer sobre algunos factores importantes en el
establecimiento de la especie como lo son, la oferta de semillas y la ecología de la germinación
entendida como el porcentaje de germinación.
15
3. OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GENERAL
Caracterizar la oferta de semillas y la ecología de la germinación de una especie altoandina
(Myrteola nummularia) como aproximación a las estrategias de reclutamiento.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Evaluar la oferta de semillas de una población de la especie M. nummularia presente en
un ecosistema de páramo de la Región Capital.
Evaluar el porcentaje germinación en condiciones controladas de laboratorio de la
población de M. nummularia especie de ecosistemas altoandinos.
Evaluar el porcentaje germinación en condiciones naturales de la población de M.
nummularia especie de ecosistemas altoandinos.
Valorar el potencial que la especie M. nummularia tiene para ser almacenada como
semilla en condiciones ex situ.
16
4. MARCO DE REFERENCIA
4.1 Antecedentes
Figueroa et al., (1996) en su trabajo titulado “Estrategias de germinación y latencia de semillas
en especies del bosque templado de Chiloé, Chile”, plantean como objetivo principal, identificar
mecanismos de latencia bajo pruebas de germinación a 46 especies, dentro de las cuales se
encuentra Myrteola nummularia. Tras la colecta realizaron dos ensayos con cada una de las
especies, así unas fueron sometidas a condiciones controladas con ciclos 20/10°C, y otras con pre
tratamiento de estratificación fría a 4°C por un periodo de 40 días, evaluados a dos tiempos
diferentes 30 y 90 días de observación. Como resultados no se presentaron diferencias entre los
dos tratamientos, en cuanto al porcentaje de germinación de Myrteola nummularia, se presentó
una respuesta germinativa inmediata, con patrón de germinación asincrónico y un potencial
germinativo alto.
En cuanto a especies de páramo, se presenta el trabajo de tesis de Moreno (2008) titulado
“Estrategias de reclutamiento de Espeletia grandiflora Humb. Y Bonpl. Y Espeletia killipii
Cuatrec. En el parque Natural Nacional Chingaza”. En este, dos de los objetivos específicos y de
mayor importancia para nuestro trabajo fueron; 1- cuantificar la oferta de semillas para cada una
de las poblaciones a estudiar, y 2- la evaluación de la germinación de las semillas de las especies
en el Parque Natural Nacional Chingaza y en condiciones controladas de laboratorio. Como
resultados la oferta de aquenios para E. Killipii presento diferencias entre las parcelas, tanto para
no aquenios, aquenios abortados, vacíos y no formados, presentándose una variada producción de
aquenios por individuo. Para E. grandiflora también se presentaron diferencias significativas en
la producción de aquenios tanto entre parcelas como entre los años de estudio. A diferencia de E.
grandiflora, E. Killipi presento un mayor número de aquenios totales en buen estados a lo largo
de todo el estudio. Para la germinación en condiciones controladas no se encontraron diferencias
significativas en cuanto al # de semillas germinadas en 46 días. Un 30% y un 12% para E. killipii
y E. grandiflora respectivamente. La viabilidad de la semilla evaluada para E. Killipii fue del 70
17
% y para E. grandiflora del 80%, altos porcentajes de viabilidad. El porcentaje de germinación en
condiciones naturales fue muy bajo, por lo que el reclutamiento de la especie se puede ver
afectado o reducido. Comparando la germinación no se presentaron diferencias significativas
entre la germinación en campo y la germinación en condiciones controladas. Por último se
plantea la conclusión de que de alguna manera existe una compensación, presentándose un buen
porcentaje en la oferta de las semillas, una buena viabilidad en las semillas producidas pero un
bajo porcentaje de germinación.
Otro trabajo realizado en paramo corresponde a Mora et al., (2007), titulado, “Dinámica de la
germinación, latencia de semillas y reclutamiento de plántulas en Puya cryptantha y Puya
trianae, dos rosetas gigantes de los páramos colombianos”. Estudiaron la dinámica de la
germinación, la latencia de semillas enterradas y el reclutamiento a partir de semillas diseminadas
en condiciones naturales, en dos poblaciones de P. cryptantha y P. trianae. La germinación de las
semillas se presentó a partir de abril, su proporción fue baja y no se encontró una variación
significativa durante el resto del año. La mayoría de las semillas no germinaron, pero
permanecieron viables al cabo de un año; la proporción de semillas que germinó en condiciones
de laboratorio luego de permanecer enterradas durante un año fue significativamente inferior a la
proporción de semillas viables para el mismo período. La proporción de plántulas reclutadas en
condiciones naturales fue baja. Los resultados sugieren que la germinación está asociada a la
llegada de la época de lluvias y que otros factores abióticos (posiblemente la luz) reducen la
probabilidad de germinación. Finalmente, demostramos que al cabo de un año, parte de las
semillas se encuentra en un estado de latencia impuesta y que ambas especies tienen la capacidad
de formar bancos de semillas persistentes. Y proponen que los mismos factores causantes de la
latencia impuesta pueden estar limitando el reclutamiento en condiciones naturales.
4.2 Marco conceptual
El conocimiento alrededor de la dinámica de las poblaciones permite identificar cómo interactúan
los factores físicos y biológicos en una la población, lo que conllevan a cambios estructurales de
18
la misma, por ejemplo el número de individuos a través del tiempo. Entender la dinámica de las
poblaciones permite inferir sobre esta, cuantificando el número de nacimientos y el número de
muertes, las inmigraciones y las emigraciones, resolviendo preguntas sobre, como por qué
algunas especies son raras y otras son más comunes, y qué procesos son los responsables de las
fluctuaciones en los números. Estos mismos procesos que determinan la dinámica de las
poblaciones, también son responsables del tamaño, la edad y estructura genética de las
poblaciones (Crawley, 1977). La estrecha relación entre los factores físicos y biológicos se puede
encontrar en la caracterización de la dinámica de cualquier población, es así como el análisis de
las relaciones del organismo y las condiciones físicas o químicas del ambiente que los rodea
permite reconocer en el individuo la causa-efecto de su reacción ante cualquier variación en la
dinámica natural de su población.
En la dinámica de una población, el principal factor de incremento de la población es el potencial
biótico, aquella capacidad que tengan los individuos para reproducirse, bajo condiciones
normales o condiciones de estrés. Sin embargo, para que un individuo tenga algún efecto sobre el
tamaño de la población debe sobrevivir y a su vez reproducirse. Es así como un segundo factor en
el crecimiento de la población - el reclutamiento (sobrevivencia y crecimiento de un individuo
hasta volverse parte de la población reproductiva) toma importancia (Morales, 2004).
Reclutamiento de individuos
El reclutamiento es un proceso que incluye la supervivencia de los adultos, su fecundidad, la
dispersión y germinación de las semillas, la supervivencia de las plántulas y la supervivencia de
las plantas jóvenes (saplings), así como también la presencia de condiciones ambientales
propicias para el desarrollo. Este flujo entre estados – semilla pre-dispersada, semillas
dispersadas, plántula y planta joven (saplings) – se considera como una estrategia de
reclutamiento propio de cada especie (Moreno, 2008).
De acuerdo con Morales (2004), si el reclutamiento de una especie es igual al índice de
reemplazo, los nuevos individuos reemplazarán a los individuos muertos y el tamaño de la
19
población permanecerá constante. Si el reclutamiento no es suficiente para reemplazar las
pérdidas en la población reproductiva, el tamaño de la población declinará. En síntesis, si una
población crece, permanece estable o disminuye, es el resultado de un balance dinámico entre su
potencial biótico y la resistencia ambiental. Teniendo en cuenta esto, es importante reconocer
cuales pueden ser los factores que afecten el reclutamiento. Rey & Alcantara (2000) describen
que los factores que pueden afectar los procesos son; pestes por insectos, depredadores de
semillas, heladas y sequías, factores relacionados con los mecanismos de dispersión primaria
(anemocoria, autocoria, zoocoria, barocoria, hidrocoria) y dispersión secundaria (un segundo
mecanismo luego de haber un primero), en donde pueden intervenir tanto factores bióticos como
abióticos (Figura 1 y 2).
Algunos mecanismos como la germinación y la oferta de semillas resultan ser de importancia en
el reclutamiento de las especies. Chambers & MacMahon (1994) describen que las semillas son
un mecanismo que tienen las plantas para moverse en los paisajes y mantener diferentes
estructuras demográficas que les garantizan su persistencia en los ecosistemas; los mecanismos
de regeneración más importantes están relacionados con la semilla (lluvia de semillas y bancos de
semillas) Smith et al., (2010). La interacción de las semillas con su ambiente determina el patrón
de establecimiento de las plántulas e influencia la estructura tanto de poblaciones como de
comunidades. Cada especie presenta características propias en su semilla, y como puede ser
diferente su morfología también puede serlo su destino. La importancia de identificar este patrón
de establecimiento radica en la descripción de lo que sucede desde la formación y producción de
las semillas hasta el establecimiento de las plántulas y tiene en cuenta fenómenos como:
mortalidad por depredación pre-dispersión y post-dispersión, remoción, dispersión lejos de la
planta madre y establecimiento (Figura 3), (Forget & Weny, 2005).
20
Figura 1. Modelo conceptual de los estados (rectángulos), procesos (óvulos) y factores que influencian los
procesos (parte izquierda de la figura). Tomado de Ray & Alcantara, (2000).
21
Figura 2. Procesos relacionados con la dispersión, establecimiento y persistencia en el ciclo de vida de las
plantas (Tomado de Vargas & Pérez, 2014).
Figura 3. Diagrama general de destino de las semillas. Los rectángulos representan estados de las semillas y
las flechas entre rectángulos indican movimiento o transiciones entre estados (tomado de Vander Wall et al.
2005).
22
La entrada de semillas en un ambiente está determinada por la lluvia de semillas, la cual es
influenciada por la fenología de las especies y por la producción estacional de las semillas
(Panhalver & Matovani, 1997). Para entender la dinámica de una población de plantas, es
esencial cuantificar la lluvia de semillas, definida como el flujo de semillas que llegan a una
unidad de área por unidad de tiempo, libres de la depredación. La cual a su vez permitirá
determinar la abundancia de las plantas adultas (Moreno, 2008). Reconocer el número de semillas
que una especie puede ofrecer a la población y su porcentaje de germinación permite hacer un
acercamiento inicial a lo que puede ser su estrategia para la regeneración y mantenimiento de la
población.
Germinación de la semilla
La germinación de las semillas tiene requerimientos específicos dependiendo de la especie, que
permiten un amplio rango de resultados en términos de establecimiento de plántulas para
diferentes especies dentro de un ambiente fluctuante. Los diferentes patrones de germinación de
las especies proveen ventajas competitivas dependiendo de las condiciones ambientales. Bonilla
(2004) describe que altas tasas de germinación son adaptaciones para ocupar espacio ya que
generalmente especies con una rápida germinación pueden sufrir una alta mortalidad si ocurre
una catástrofe (estrategia r), o especies con bajas tasas de germinación, germinación lenta, poco
esfuerzo reproductivo, poco espacio ocupado, puede generar plántulas probablemente más
resistentes, grandes y longevas (estrategia K). De esta manera, la amplia variedad de
comportamientos en la generación de estrategias para mantenerse, es uno de los factores que
permite la coexistencia de un gran número de especies, en ecosistemas sujetos a fluctuaciones en
las condiciones ambientales (Moreno, 2008). Así no solo las estrategias de germinación, sino la
cantidad de semillas germinadas pueden proveer ventajas a su mantenimiento o crecimiento o
también a su diminución.
23
Otros factores importantes que influyen en la germinación son, el estado de la semilla, su
fisiología y viabilidad. La viabilidad de las semillas es un factor clave en los procesos de
germinación, y depende de factores tanto bióticos como abióticos.
Semillas, latencia y escarificación
El estudio y la conservación de la plantas depende mucho de la búsqueda de alternativas, una de
ellas poder acelerar o retardar procesos biológicos.
Al hablar de germoplasma vegetal, puede aludirse a distintas estructuras vegetales (esporas,
tejidos o partes de plantas), incluyendo sus células y compuestos con información genética
(ADN, ARN, etc.) (Bacchetta et al., 2008), de manera sintética el germoplasma puede ser
definido como cualquier material capaz de transmitir los caracteres hereditarios de una
generación a otra (Witt, 1985). Las semillas como germoplasma primario conservan una
información importante, que posibilita no solo el conocimiento frente a la evolución y filogenia
de la planta, sino también frente a su ecología. Éstas constituyen la estructura más representativa
y evolucionada de las plantas superiores para su perpetuación, siendo además el agente de
dispersión más frecuente, eficaz y con mayor capacidad de regenerar una planta vascular
completa a largo plazo (Bacchetta et al., 2008).
La semilla, se describe como el medio natural de dispersión, propagación y perpetuación de más
de 215.520 especies, constituyéndose en la estructura menos conocida de las plantas superiores.
Tal desconocimiento se debe en gran parte a que la mayoría de las semillas, además de ser muy
pequeñas, permanecen por lo general poco tiempo dentro de la planta madre, ya que una vez que
el fruto ha llegado a la madurez son dispersadas rápidamente por el viento, el agua o los
amínales, perdiéndose muchas de ellas en el piso del bosque hasta el momento de su
germinación, o bien son comidas o dañadas por la fauna silvestre y los microorganismos
(Niembro, 1988). La fase de semilla es una de las etapas más importante del ciclo de vida de las
plantas superiores en cuanto a supervivencia; la latencia y la germinación son mecanismos
naturales que aseguran esto (Smith et al., 2010).
24
Smith et al., (2010), describen que con frecuencia, la semilla está bien equipada para sobrevivir
largos periodos de condiciones desfavorables, y el embrión está protegido por una o varias capas
de otros tejidos, como el endospermo, el perispermo, tegumentos y tejidos del fruto, los cuales
protegen al embrión de daño físico y lo nutren (en el caso del endospermo); todos estos
contribuyen a diseminar las semillas después de la abscisión. Adicional mente estas capas
circundantes juegan un papel importante en la regulación de la latencia y la germinación.
Las semillas viables que no germinan bajo unas condiciones ambientales normales se consideran
semillas durmientes o latentes (Baskin & Baskin, 1989; 1998). De acuerdo con Smith et al.,
(2010), por lo general, la latencia se considera una suspensión temporal de crecimiento visible
(esto es, germinación) y para muchas semillas la fase final de desarrollo, lo que implica una
significativa pérdida de agua y el inicio de inactividad en el estado metabólico.
Existen básicamente cinco tipos de latencia en las semillas: física, debida a la impermeabilidad de
la testa al agua; fisiológica, debida a mecanismos fisiológicos que inhiben la germinación;
combinada, cuando la semilla tiene una testa impermeable y el embrión además es latente;
morfológica, causada por un desarrollo aún incompleto del embrión y morfo- fisiológica, cuando
el embrión está incompletamente desarrollado y al completar el desarrollo, presenta latencia
(Narbona et al., 2003).
La latencia en las semillas de árboles tropicales y subtropicales es predominantemente impuesta
por la testa. Varios tratamientos efectivos y prácticos se han desarrollado para romper esta
latencia como cortar, remojar en agua caliente, y escarificación física o con ácido se han utilizado
con buenos resultados con las semillas de muchas especies de origen tropical y subtropical
(Smith et al, 2010).
Dormancia de la semilla
La dormancia se refiere al estado en el cual las semillas viables no germinan aun en condiciones
normalmente favorables para la germinación. Las semillas que permanecen duras, o que absorben
25
agua pero permanecen firmes y en buena condición durante las pruebas de germinación,
probablemente son dormantes. (Rao et al., (2007). Se pueden encontrar dos tipos de dormancia;
1- dormancia de la testa de las semillas en donde las condiciones físicas, químicas o mecánicas
evitan la absorción de la humedad. Ejemplos de dormancia de la testa de las semillas se pueden
encontrar en las familias Anacardiaceae, Burseraceae, Cistaceae, Fabaceae, Geraniaceae,
Malvaceae y Rhamnaceae; y 2- la dormancia del embrión en la cual interviene la presencia de
sustancias inhibidoras en el embrión o en los tejidos circundantes impidiendo la germinación.
Ejemplos de dormancia del embrión se pueden encontrar en las familias Apiaceae, Iridaceae,
Liliaceae, Papaveraceae y Ranunculaceae. En ciertas especies, los embriones de las semillas están
subdesarrollados o no se han formado totalmente en el momento en que las semillas se dispersan.
En estas especies, el embrión continúa creciendo después de la dispersión, y la germinación no
ocurre hasta que el embrión alcanza una longitud crítica específica de la especie. Se pueden
encontrar ejemplos en las familias Annonaceae, Apiaceae, Orchidaceae, Orobachaceae y
Ranunculaceae (Rao et al., 2007).
Smith et al., (2010) plantean que el tiempo de la germinación puede controlarse no solamente por
medio de mecanismos de dormancia (los cuales son controlados más fuertemente por cuestiones
genéticas) sino también escogiendo el momento de la dispersión (que puede verse más como un
resultado de la interacción ambiental genómica). Por lo tanto, la germinación de la semilla es
finalmente el resultado de interacciones como florecimiento, polinización, desarrollo de la
semilla, su dispersión y el establecimiento de plántulas. Desde el punto de vista de desarrollo, la
flor, el fruto y las semillas constituyen un continuo morfológico y así ejercen colectivamente una
poderosa influencia en la dormancia y germinación de la semilla.
Conservación ex situ. Bancos de germoplasma (semillas).
La conservación “ex situ” de plantas silvestres es reconocida como un complemento
importantísimo de las acciones sobre el terreno, ya que su uso contribuye a proteger y custodiar
26
las especies para evitar su desaparición. En este campo, en los últimos tiempos, se está
impulsando el desarrollo de bancos de germoplasma dedicados a la conservación de semillas de
plantas silvestres (imprescindibles para la conservación ex situ) (Bacchetta et al., 2008).
Los centros encargados de la conservación de la biodiversidad contenida en el germoplasma
suelen denominarse bancos de germoplasma o bien bancos de semillas, si el material conservado
se basa principalmente en semillas (Bacchetta et al., 2008). En el campo de los recursos
fitogenéticos, el comportamiento fisiológico en almacenamiento de las semillas de una especie y
su longevidad determinan cómo conservarlas para el uso. Por tratarse de un método práctico y
económico, el almacenamiento en forma de semilla es el preferido para conservar el 90% de los
seis millones de accesiones mantenidos en colecciones ex situ en todo el mundo. Éste es el
principal método de conservación de las especies que producen semillas ortodoxas, es decir, que
resisten la desecación a contenidos de humedad bajos y el almacenamiento a temperaturas muy
bajas (Rao et al., 2007).
Las principales actividades y procedimientos para el funcionamiento de un banco de
germoplasma son prácticamente los mismos en todos los bancos, aunque pueden variar de alguna
manera. Rao et al., (2007), describe que las operaciones básicas de un banco de germoplasma de
semillas incluyen la colecta, el procesamiento, la conservación, la regeneración y la distribución
del germoplasma. Bacchetta et al., (2008) plantea la importancia de conocer e indagar sobre la
ecología y fisiología de las semillas y por supuesto de su germinación, ya que las incógnitas
referidas a la germinación pueden, en muchos casos, esclarecerse a partir de estudios
programados que tiendan a explicar las características del ciclo reproductivo de una determinada
especie y su relación con las condiciones ambientales específicas que provocan la germinación
para planificar correctamente los ensayos de germinación (ecofisiología de la germinación),
indagar con el fin de recopilar la mayor información sobre la anatomía, la fisiología y la biología
de las semillas, además de la autoecología del taxón en estudio, pueden conducir a la obtención o
no de una nueva accesión.
27
Estructura en plantas clonales (Ramets-Genets)
Tiffney & Niklas (1985) estiman que el crecimiento clonal se presenta en aproximadamente 70%
de las angiospermas, más frecuentemente en las monocotiledóneas que en las dicotiledóneas,
aunque se presenta también en muchas otras familias taxonómicas. Como resultado, las especies
clonales son elementos importantes en todas las floras y están presentes en todos los hábitats,
tanto terrestres como acuáticos.
La clonalidad da lugar a la producción de ramets, es decir, unidades potencialmente
independientes que son genéticamente idénticas a la planta progenitora (Widén et al., 1994). En
consecuencia, en las poblaciones de organismos clonales el concepto de “individuo” puede
definir a los individuos genéticos formados a partir de un cigoto (genets) y a las copias física y
fisiológicamente independientes de cada genotipo o ramets independientes (Kays & Harper,
1974).
En las poblaciones de plantas clonales el reclutamiento de nuevos individuos puede ser por vía
sexual y/o por propagación vegetativa. El reclutamiento vía sexual se presenta repetidamente en
algunas poblaciones, mientras que en otras, es raro o esporádico, por lo que la dinámica
poblacional de ciertas plantas clonales está dominada por el nacimiento y la muerte de los ramets
producidos vegetativamente (Jordan & Nobel, 1979).
El esfuerzo de propagación vegetativa, es uno de los resultados de la naturaleza modular de las
plantas (Harper, 1977). En algunas especies estos módulos tienen la capacidad de generar su
propio sistema radical y ser potencialmente independientes dando lugar a lo que se conoce como
ramets, los cuales poseen la misma información genética que la planta madre (Abrahamson,
1980). Además, la propagación vegetativa ha demostrado ser una estrategia muy exitosa en la
naturaleza (Cook, 1983), ya que permite la persistencia exitosa de los genets y la colonización de
nuevos ambientes a través de los ramets, sin pasar por las fases críticas de germinación y
establecimiento, y confiere la capacidad de acaparar eficientemente el espacio y repartir el riesgo
28
de muerte entre los ramets del mismo genet (Mendoza-Ochoa, 1994). Por otro lado, la
reproducción sexual origina nuevas recombinaciones genéticas y la colonización de nuevos
ambientes a través de la dispersión de las semillas a grandes distancias (Cook, 1985).
Harper & White (1974) señalan que el comportamiento poblacional de las especies de plantas
que presentan propagación vegetativa, puede ser analizado a dos niveles: 1- a nivel de genets,
donde la generación de nuevos ramets es considerada como una forma de crecimiento del genet
(Kroon et al., 2000), y 2- a nivel de ramets, donde la generación de clones se considera un
proceso de generación de nuevos individuos, por lo que varios autores lo denominan un proceso
de propagación o reproducción vegetativa (Mandujano & Sánchez, 2007).
29
5. METODOS
5.1 Área de estudio
La selección del área de estudio se realizó teniendo en cuenta su ubicación, pues se encuentra
dentro de un ecosistema de paramo perteneciente a una de las zonas rurales de la Región Capital,
por ser un punto de interés y referencia para estudios realizados en pro la conservación, por
presentar potenciales amenazas de intervención, y por supuesto por la presencia de Myrteola
nummularia. .
Ubicación
El páramo de las Mercedes o páramo de la Lechuza, se encuentra ubicado en la parte alta de la
vereda las Mercedes, en la localidad 19 de Ciudad Bolívar, al sur–occidente de la ciudad de
Bogotá. Limita al Sur con los páramos de Chisacá- PNN Sumapaz, al occidente con los páramos
de Romeral Soacha- Cundinamarca, al Norte con las veredas de Santa Rosa, Pasquillita y
Pasquilla, al Oriente con las veredas de los Andes, el Hato y la Unión de la localidad de Usme.
Figura 4. Fotografía satelital de la zona de muestreo. Paramo – vereda Las Mercedes. Imagen tomada de
Google Earth.
30
Localización área de estudio
El área de estudio fue ubicada en el punto referenciado; N 04°25´02.0´´ y W 074°11´36.8´´, a una
altura de 3.585 msnm. A tres kilómetro de la frontera agropecuaria. El páramo de las Mercedes es
un ecosistema en recuperación, luego de ser alterado por la ganadería y la agricultura para los
años 70. En este páramo se encuentran los nacederos de agua que suplen la necesidad a los
usuarios del acueducto veredal-Acuapasa, para las veredas de Las Mercedes, Santa Rosa,
Pasquillita y Pasquilla.
Figura 5. Fotografía satelital de la zona de muestreo. Ubicación de los transectos. Imagen tomada de Google
Earth.
Figura 6. Zona de estudio – plano general.
Figura 7. Zona de estudio – Parcela.
31
Clima
Guhl, (1995) describe que la región se encuentra en un punto de convergencia de masas de aire
provenientes del Valle del Magdalena y de los llanos orientales, de tal forma que la condensación
de nubes garantiza la continua presencia de agua y elevada humedad relativa (50 – 90%). El
régimen climático es ligeramente bimodal con dos periodos de lluvias, de abril a mayo y de
octubre a noviembre, y dos periodos menos lluviosos, de diciembre a febrero y de junio a julio,
sin que los intervalos sean propiamente secos.
La precipitación media anual (entre los años 1941 y 1952), en la estación climatológica de la
laguna de Chisacá – punto más cercano al área de estudio con estación meteorológica, es de
1.248 mm, con un máximo de 268 mm en noviembre y un mínimo de 2 mm en enero. La
temperatura media anual es de 4.8 °C, con oscilaciones diarias cercanas a 25°C (Guhl, 1995).
Vegetación
El origen de la flora paramuna es geológicamente reciente. Presumiblemente una vegetación de
tipo abierto, dominado por grupos de especies de las familias Asteraceae, Cyperaceae, Ericaceae,
Hypericaceae, Poaceae, y Rosaceae, entre otros elementos, fueron los precursores de la
vegetación del páramo (van der Hammen & Cleef, 1986).
De acuerdo con Pedraza et al., (2004) el área de estudio se clasificarían dentro del tipo
fisionómico de vegetación - prados; vegetación con predominante estrato rasante, generalmente
presente en las turberas, en donde los elementos típicos suelen ser los cojines de Plantago rigida,
Xenophyllum humile, Distichia muscoides, algunos géneros como Sphagnum y Breutelia, y
muchas otras especies, Diplostephium revolutum, Chusquea tessellata, Valeriana stenophylla,
Puya trianae, Pentacalia reissina, Arcytophyllum muticum, Hyperycum prostratum y Cortaderia
columbiana.
32
Descripción Morfológica de la especie
La especie seleccionada fue Myrteola nummularia, por su estado fenológico (inicio de
fructificación), ser una planta típica de turberas en ecosistema de paramo, por su posible uso en
restauración y presentar una amplia distribución.
Myrteola nummularia (Lam.) O. Berg
Tabla 1. Taxonomía de M. nummularia
Figura 9. Hábito de M. nuumularia
Reino Plantae
Phyllum Magnoliophyta
Clase Magnoliopsida
Orden Myrtales
Familia Myrtaceae
Género Myrteola
Epíteto
específico
Nummularia
Autor epíteto
específico
(Lam.) O. Berg
Figura 8. Hábito de M. nuumularia
33
M. nummularia es un arbusto rastrero de 30 a 40 cm de altura, ligeramente pubescente. Peciolos
2-3 mm de largo, aplanados; lamina 5-8.4 x 3-5 mm, ovada a elíptica, discolora, glabrescente,
base cuneada, margen ligeramente ciliada y engrosada, ápice obtuso glandular, nervadura
hifodroma. Hipanto 4-5 mm de largo, verde, blanco hacia la basa, pubescente. Sépalos 1.6 – 2
mm de largo, ovado-triangulares, agudos; pétalos 4-4.4 x 3-3.2 mm, ovados a suborbiculares,
blancos y teñidos a veces de rosado, obtusos. Frutos 5-7 mm de largo, blancos (Pedraza et al.,
2004).
Es una especie de origen nativa, se encuentra en la región biogeográfica de los Andes a una
elevación de 2.380 – 3.450 msnm, en Colombia se ha reportado para los departamentos de
Antioquia, Boyacá, Cauca, Chocó, Cundinamarca, Huila, Nariño, Putumayo, Quindío, Risaralda,
Tolima, Valle. Su distribución global; Venezuela, Colombia, Perú, Brasil, Bolivia, Argentina y
Chile (Bernal et al., 2015).
5.2 Cuantificación de Oferta de semillas
Selección, colecta y almacenamiento de la especie
Se realizó un reconocimiento inicial de la zona, se tomó una muestra de la especie, se
llevó a los laboratorios del Jardín Botánico de Bogotá, se prenso, seco y realizo ficha y
etiqueta de la planta para su almacenamiento en el herbario del JBB.
Recolección, procesamiento y limpieza de la semilla
La recolección de frutos utilizados para la obtención de semillas de todos los ensayos
realizados, se hizo durante las cuatro primeras salidas. Luego de colectados los frutos,
fueron almacenados en nevera a 4°C. El procesamiento y la limpieza del material
entendida como el beneficio de la semilla se realizaron en los laboratorios del JBB.
34
Disponibilidad de semillas
Patrón espacial de la especie
El análisis de la estructura del patrón de distribución espacial se efectuó mediante un
examen de los cambios de la varianza en la ocurrencia del número de ramets por
cuadrantes para 3 transectos de 24 m de largo y 1 m de ancho (Fig.12). Usando los
métodos de varianza cuadrática Local de Dos términos (Two – Term Local Quadrat
Variance - TTLQV) y Paired - quadrat variances (PQV) de Ludwig & Reynolds (1988),
el cual utiliza los cambios en el espaciamiento de los cuadrantes para determinar la
varianza y de esta forma encontrar el patrón de distribución. Las varianzas obtenidas se
presentaran mediante una gráfica para cada transecto.
Figura 10. Diseños del cinturón transecto de banda de cuadrantes contiguos
35
Figura 11. Transecto- cuadrante.
Figura 12. Cuadrante con rejilla.
El método TTLQV tiene como modelo básico la varianza de las distancias – tamaños de
bloques, y se plantea bajo los resultados obtenidos por la siguiente formula;
VAR (T) 1 = [ ( )⁄ ] {[
( ) ] [
( ) ] [
( ) ]}
VAR (T) 2 = [ ( )⁄ ] {[
( ) ] [
( ) ]
[
( ) ]}
VAR = Varianza del transecto
1, 2, 3….= Espacio
N= Número total de cuadrantes
X= número de raments por cuadrantes
El método PQV también presenta como modelo básico la varianza de las distancias- diferentes
espaciamientos, y se plantea bajo los resultados obtenidos por la siguiente formula;
36
VAR (T) 1 = [ ( )⁄ ] {[
( ) ] [
( ) ] [
( ) ]}
VAR (T) 2 = [ ( )⁄ ] {[
( ) ] [
( ) ] [
( ) ]}
VAR = Varianza del transecto
1, 2, 3….= Espacio
N= Número total de cuadrantes
X= número de raments por cuadrantes
Cobertura vegetal de la especie
La cobertura vegetal de la especie se realizó bajo el método de cuadrantes descrito por
BOLFOR, 2000, Para lo cual se realizaron 3 transectos de 24 metros lineales. Cada metro
fue evaluado con la ayuda de un cuadrante de tubo de PVC de 1m2, dividido en 100
cuadrados de 10 cm2
cada uno. Para esto se estimó la presencia de la especia en # de
cuadros para cada uno de los cuadrantes. Para estimar su cobertura final se utilizó la
siguiente formula;
(
)
En donde:
CR = Cobertura relativa de la especie
Ie = Sumatoria de intercepción/presencia de la especie
It= Sumatoria de intercepción/presencia de todas las especies
En el método de cuadrantes, la cobertura se obtiene en porcentajes.
37
Cuantificación de ramets por unidad de área
Se realizó la cuantificación de los ramets presentes en 72 cuadrantes de 1m2, repartidos en
tres transectos de 24x1 m realizados para estimar la cobertura vegetal de la especie.
Cuantificación de frutos por ramets y descripción del fruto
Se realizó el conteo de frutos para 50 ramets en una estimación única para el mes de
septiembre, junto a la colecta manual de frutos para separación de las semillas. Luego en
el laboratorio se realizó una caracterización del fruto; se tomaron 20 frutos al azar y se
registraron datos morfo métricos tales como peso, diámetro polar y ecuatorial. Esto se
realizó con la ayuda de un calibrador eléctrico de precisión Digimax – 150 mm.
Cuantificación de semillas por fruto
Se realizó el beneficio de la semilla y conteo de la semilla a 699 frutos maduros, esto
llevo a cabo en los laboratorios de la de la Subdirección Científica del Jardín Botánico de
Bogotá. Luego del beneficio y conteo de la semilla se realizó la caracterización a un
número de 20 semillas, con la ayuda de la Guía para caracterizar e identificar las semillas
de Niembro (1989), se determinó aspectos morfológicos como forma, textura, color y
estructura, y también algunos morfo métricos como largo, ancho, área y perímetro, estos
calculados con el programa Motic Imáges Plus. 2.0. El grosor de la semilla se halló con
la ayuda de un calibrador electrónico de precisión Hopex – 200 mm.
38
Luego de obtener el número de semillas por fruto, frutos por ramet y ramet por unidad de
área, se conjugaron estos datos bajo la siguiente fórmula para obtener la oferta de
semillas de la especie en una unidad de área (1 m2) y numero de semillas por ramet.
(SUA) Semillas por unidad de área (1m2)
(MSF)Media de semillas por fruto
(MFR)Media de frutos por ramet
(MRA) Media de ramet por unidad de área
(SR) Semillas por ramet
Análisis de datos
Los datos morfo métricos (diámetro polar y ecuatorial y número de semillas presentes en
cada fruto y peso de los frutos), se presentaron en cuadros y analizaron mediante
promedio y desviación estándar. De la misma forma se realizó con los datos morfo
métricos de las semillas (largo ancho, grosor, forma, textura y color).
5.3 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio (EG1, EG2, EG3 Y EG4)
Diseño experimental- Montaje y seguimiento a la germinación (variables)
Con el fin de evaluar bajo diferentes ensayos la ecología de la germinación de la especie,
se realizó el montaje para la geminación bajo condiciones controladas sin pre tratamiento
(EG1), Germinación bajo condiciones controladas con -5% de contenido de humedad
(EG2), Germinación con escarificación de semilla (EG3) y por ultimo Germinación con
escarificación de semilla -5% de contenido de humedad (EG4).
39
Se montaron cuatro réplicas para cada uno de los ensayos (EG1, EG2, EG3 Y EG4), cada
replica con un número de 50 semillas. Antes de realizar el montaje las semillas fueros
desinfectadas con una solución de hipoclorito al 5%. El montaje se realizó en cajas Petri
de vidrio previamente esterilizadas (Fig.14), con dos discos de papel filtro humedecidos
con agua micro filtrada estéril, se plantaron las semillas de manera uniforme (Fig.13)
(Torres, 1969). Las cajas se dejaron en el laboratorio de germinación en cámara de
germinación-thermo scientificen ELED 3759, bajo condiciones ambientales controladas,
con fotoperiodo de 12 horas luz / T° 20°C y 12 horas de oscuridad / T°10°C. La
germinación y su seguimiento se realizaron en los laboratorios de la Subdirección
Científica del Jardín Botánico de Bogotá. El conteo y evaluación de germinación se
realizó cada tres días durante 66 días para EG1, 42 días para CG2, 27 días para CG3 y 12
días para EG4.
Para los ensayos EG2 y EG4 se estimó el contenido de humedad y así poder evaluar su
tolerancia a la desecación (5% menos en contenido de humedad).
Figura 13. Siembra de semillas
Figura 14. Cajas de Petri - replicas (R1, R2,
R3 Y R4)
40
Potencial de almacenamiento
Para evaluar el potencial de almacenamiento se trabajaron los ensayos EG1 y EG2
respectivamente, Para lo cual se halló inicialmente el contenido de húmeda y realizaron
montajes para evaluar su tolerancia a la desecación.
Contenido de humedad
El contenido - porcentaje de humedad (%H) de las semillas se halló con la ayuda del
analizador de humedad OHAUS MB45, a una temperatura máxima de 150 °C, durante 10
minutos. Este se realizó a dos muestras para EG2; una muestra inicial de 1,29g para
estimar el posible porcentaje a reducir y una segunda a 1,31g para el montaje del ensayo.
Para EG4 se realizó a una muestra de 1.044g.
Tolerancia a la desecación
Con el fin de poder evaluar la tolerancia a la desecación, luego de realizar las pruebas de
contenido de humedad, se bajó el contenido de humedad a una muestra de 1 gr. Tanto
para la EG2 como para la EG4. Este gramo de semilla se introdujo dentro de una bolsa de
papel absorbente, sellada y pesada. Esta bolsa se introdujo dentro de un frasco de vidrio,
con tapa rosca junto con la cantidad de sílica necesario (peso de la semilla inicial
multiplicado por dos). Pasados 30 minutos se pesó la bolsa, esto se realizó de forma
consecutiva hasta obtener el peso adecuado (PF4). Par hallar el peso final al cual se debe
bajar la muestra se realizaron las siguiente formula.
41
( )
(PF) Peso final de la semilla (PI) peso inicial de la semilla (PB) peso de bolsa * semilla
De no obtenerse el peso adecuado y observar una coloración diferente en la Silica, esta
debe ser cambiada.
Escarificación de la semilla
Se realizó una escarificación mecánica a la semilla (Fig.15), optando por la facilidad dada
por la morfología de la semilla. Se retira con la ayuda de una cuchilla el hilum de la
semilla en forma de tapón, dejando visible y despejada la radícula del embrión.
Figura 15. Semillas escarificadas retiro de tapón.
42
Prueba de viabilidad de Tetrazolio
Se realizó prueba de viabilidad con 2 ,3 ,5 cloruro de trifenil tetrazolio a 50 semillas.
Estas se pusieron en agua durante 24 horas para ablandar la testa, luego se realizó un
corte longitudinal al costado lateral de la testa de las semillas (Fig.16), retirando un poco
de la testas para despejar el embrión y garantizar una mejor tinción. Se pusieron las
semillas en solución de tatrazolium al 1 % durante 24 horas a 40 °C, se retiró la solución,
se hiso un enjuague y se evalúo cada una de las semillas.
Figura 16. Semillas con retiro de testa al costado lateral para prueba de TCT.
Análisis de datos:
Se establecieron curvas de germinación de las semillas para cada una de las 4 réplicas
(R1, R2, R3 Y R4) de EG1, EG2, EG3, y EG4, determinando el porcentaje de
germinación.
Para evaluar la respuesta germinativa, el análisis del proceso germinativo se realizará
teniendo en cuenta algunos índices de germinación referidos por Thompson & El-
Kassaby (1993) los cuales se calcularán a partir del número de semillas germinadas
obtenidas durante los días de muestreo:
43
Capacidad de germinación (CG): Expresa el porcentaje de semillas germinadas al
final de la prueba con respecto al número total de semillas sembradas.
Tasa de germinación (GRI): Indica la velocidad de germinación de acuerdo con el
número total de semillas que germinan en un intervalo de tiempo.
Para estimar la capacidad de germinación de las semillas que quedan luego de terminado el
tiempo de evaluación, se sacará porcentaje de embriones teñidos de rojo, embriones ½ teñidos de
rojo, embriones sin tinción (inviables) con la prueba con TCT.
5.4 Germinación bajo condiciones naturales (EGc1)
Diseño experimental - Montaje y seguimiento a la germinación (variables)
Se establecieron 10 montajes (Fig. 18), cada uno con 7 bolsas, cada bolsa con 30
semillas. Este ensayo se realizó en una de las zonas en donde se encontró presencia de la
especie. La germinación se trabajó bajo el método de Bolsa de seda ya que este permite
la germinación y crecimiento de las plántulas, al igual que la entrada de luz y aísla a las
semillas de posibles predadores. Cada una de las bosas se encuentra sujeta con una cuerda
de naylon a un tubo de PVC debidamente enumerado (Fig. 17), garantizando así una
reducción a los posibles peligros de pérdida y confusión a la hora de retirar las bolsas para
evaluar. El seguimiento de la germinación se realizó una vez por semana durante 42
días, extrayendo tres bolsas por semana – estas de forma consecutiva, primer retiro
(montaje 1, 2 y 3). Luego de tomadas en campo se llevaban y evaluaban en los
laboratorios del JBB.
44
Figura 17. Diseño de montaje realizado en
campo.
Figura 18. Diseño de montaje realizado en
campo.
Análisis de datos:
Se establecieron curvas de germinación de las semillas para cada una de las réplicas (R1,
R2, R3 Y R4), determinando el porcentaje de germinación.
Para evaluar la respuesta germinativa, el análisis del proceso germinativo se realizará
teniendo en cuenta algunos índices de germinación referidos por Thompson & El-
Kassaby (1993) los cuales se calcularán a partir del número de semillas germinadas
obtenidas durante los días de muestreo:
Capacidad de germinación (CG): Expresa el porcentaje de semillas germinadas al
final de la prueba con respecto al número total de semillas sembradas.
Tasa de germinación (GRI): Indica la velocidad de germinación de acuerdo con el
número total de semillas que germinan en un intervalo de tiempo.
Para estimar la capacidad de germinación de las semillas luego de terminado el tiempo de
evaluación se sacará porcentaje de embriones coloreados de rojo con la prueba TCT.
45
6. RESULTADOS
6.1 Oferta de semillas
Morfología de fruto
Myrteola nummularia presenta un fruto simple, carnoso, con epicarpo delgado y exocarpo de
color blanco – morado, liso, su parte inferior blanca, parte superior y lateral del fruto morado-
rosado; presenta un mesocarpo y endocarpo carnosos más o menos jugosos de color blanco, que
envuelven y protegen las semillas. Baya semicircular de tamaño variado.
Figura 19. Fruto de Myrteola nummularia; (1) a. Corte longitudinal b. corte trasversal c. vista superior d.
Vista lateral. (2) Fruto en detalle.
Figura 20. Frutos de Myrteola nummularia; 20 frutos con tamaños y forma variada, con colores blanco y
morado presentes en proporciones diferentes en el fruto.
46
Tabla 2. Media estándar y desviación estándar del diámetro polar, diámetro ecuatorial y peso * fruto en
gramos de 20 frutos.
Diámetro Polar (mm) Diámetro Ecuatorial (mm) Peso (g) * fruto
6,18
± 0,7549378
6303333
± 0,723251
0,16125
± 0,07634401
Morfología de la semilla
Semillas chicas, de forma elipsoidal, desnudas, con cubierta seminal de color castaño claro a
oscuro, lustrado, de consistencia coriácea, lisa, embrión: arqueado, de color blanco, provisto de
dos cotiledones iguales, radícula recta, y corta.
Figura 21.Semillas de Myrteola nummularia a las cuales se realizó la medición. (1 mm, 5x).
Tabla 3. Media estándar y desviación estándar de alto, ancho, área, perímetro y grosor de 20 semillas de
Myrteola nummularia.
Alto (mm) Ancho (mm) Área (mm) Perímetro (mm) Grosor (mm)
1,5038
± 0,052718
1,1382
± 0,052718
1,3392
± 0,079112
4,30182
± 0,124722
0,696
± 0,035153
Tabla 4. Pesaje y número de semillas en gramos para Myrteola nummularia.
# de semillas en 1g Peso (g) de 100 semillas
1,5346
± 0,10202
0,0566
± 0,00208
47
Figura 22.Corte longitudinal de la semilla de M. nummularia
Disponibilidad de semillas
Patrón espacial de la especie
Bajo el método de TTQLM
Las Variación para TTQLM de M. nummularia se presenta para el transecto 1, con un pico de
agregación fuerte y de gran intensidad entre los tamaños de bloque 1 y 2 y un pico de agregación
débil y de baja intensidad entre el tamaño de bloque 10. Para el transecto 2 una agregación fuerte
y de gran intensidad en el tamaño de bloque 4, y por último el transepto 3 presentó una un poco
de agregación débil y de baja intensidad en el tamaño de bloque 4. (Anexo1).
48
Figura 23. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transeptos; (A) Transepto uno, (B)
transepto dos y (C) transepto tres. Bajo el método TTLQV. (Anexo1).
Bajo el método de PQV
Para PQV se presentaron en el transepto 1, un pico de agregación fuerte y de alta intensidad en el
espacio21, y un pico de agregación baja y baja intensidad en el espacio11. Para el transepto 2 se
presentan dos picos de agregación débil y baja intensidad para el espacio 17 y 20
respectivamente y por ultimo para el transepto 3, un pico de agregación débil y baja intensidad
para el espacio 17.
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Var
ian
za
Espacio/cuadrante A
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Var
ian
za
Espacio/cuadrante B
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Var
ian
za
Esmpacio/cuadrante C
49
Figura 24. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transeptos; (A) Transecto uno, (B)
transecto dos y (C) transecto tres. Bajo el método PQV. (Anexo 2).
Cobertura vegetal de la especie
Myrteola nummuraria presentó una cobertura del 12.33% para los 72 m2. Con presencia en 733
cuadros para el transecto 1 (10.1805%), 123 para el transecto 2 (1.7083) y 32 cuadros para el
transecto 3 (0.4444%). Para un total 888 de 7200 cuadros evaluados.
0
0.5
1
1.5
2
2.5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011121314151617181920212223
Var
ian
za
Espacio/cuadrante A
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011121314151617181920212223
Var
ian
za
Espacio/cuadrante B
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011121314151617181920212223
Var
ian
za
Espacio/cuadrante C
50
Ramets por unidad de área
Se presentaron individuos en todos los transectos, 33 ramets en el transecto 1, 10 ramets para el
transecto 2 y 7 ramets para el transecto 3. Para un total de 50 ramets presentes en toda el área
muestreada. Se estimó una media estándar de 0,694 ramet por 1m2, con una desviación estándar
de ±0,7985. Se presentaron ramets en 38 de los 72 cuadrantes, con un valor mínimo de 0 ramet
por cuadrante y un valor máximo de 4 ramets por cuadrante- este se presentó en el cuadrante 2
del transecto 1.
Frutos por ramet
Se registraron un total de 1.214 frutos en un área 72 m2. Con una media de 16, 86 frutos por m2,
con una desviación estándar de 3,936. De esta manera se estima una media estándar por ramet de
24,26 frutos, con una desviación estándar de ± 4,464. Estos frutos tanto maduros como
inmaduros, con un valor mínimo de 0 frutos para 13 ramets y un máximo de 187 frutos para un
ramet. No se presentó ningún fruto vacío dentro de las muestras realizadas para estos ramets.
Tampoco frutos con signos de daño por de depredadores.
Tabla 5. Frutos ofertados por Myrteola nummularia para cada uno de los transectos.
Transecto Total
ramets
Frutos
inmaduros
Frutos
maduros
Total
frutos
TR1 33 935 161 1.096
TR2 10 93 5 98
TR3 7 20 0 20
Semillas por fruto
Se presenta una media estándar de 14,293 semillas por fruto, con una desviación estándar de ±
6,106. Se registró un valor mínimo de 0 semillas para cuatro frutos (0,57 %) y un valor máximo
51
de 36 semillas para un fruto. Sumando un total de 9.991 semillas para los 699 frutos. El número
de semillas presente en cada uno de los frutos no presentaba relación alguna con el tamaño del
fruto ya que algunos frutos de gran tamaño podían presentar 1 o 2 semillas y algunos frutos
pequeños cerca de 5 a15 semillas.
Del 100% de los frutos muestreados (n= 699) un 5.57 % (18) presentaron algunas de sus semillas
(119) de color negro, fisiológicamente incompletas (sin embrión). Estas seleccionadas por su
color en una primera observación sobre el beneficio.
Semillas por ramet y unidad de área (1m2)
Se estima una oferta total de 346,74 semillas por ramet y un total de 240,64 semillas por 1m2
para Myrteola nummularia.
6.2 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio
Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio sin pre tratamiento (EG1).
EG1 fue el primer ensayo en ser montado a cámara de germinación, tras el día 66 luego de ser
sembrado solo presentó germinación de una semilla para R1 Y R4 respectivamente. A lo largo
del tiempo de evaluación se tuvieron que desinfectar algunas réplicas, pues constantemente se
encontraban semillas con hongos aun así para el día 63 se tuvieron que retirar tres semillas para
R2 y una semilla para R3, por infección, estado avanzado de hongos. (Fig. 26), en corte
longitudinal se está semilla se observa un embrión seco o de coloración negra (Fig. 25).
52
Figura 25. Corte longitudinal de las semillas infectadas. Coloración oscura de la semilla, embrión seco y de
color oscuro.
Figura 26. Estado de semillas infectadas por hongos.
Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio y bajo un %5 menos de humedad
(EG2).
Contenido de la humedad
Tabla 6. Contenido de Humedad de dos lotes de semillas para EG2.
PI (g) PF (g) %S %H
Lote 1 1.29 1.11 86.37 13.643
Lote 2 1.31 1.05 80.78 19.22
Peso inicial (PI), peso final (PF), tiempo de evaluación de muestra (TM), porcentaje sólido (%S) porcentaje de
humedad (%H).
53
Tras 42 días de evaluación, no se presentó germinación para ninguna de las réplicas (R1, R2, R3
Y R4) sembradas, germinación del 0% para el (EG2). Para el día 39 se tuvieron que retirar por
estado avanzado de hongo (Fig. 27), 1 semillas tanto para R1 como para R2, y 2 semillas para
R4.
Figura 27. Estado de semillas infectadas por hongos.
Germinación bajo condiciones controladas con escarificación (EG3).
Las semillas de este ensayo mostraron resultados a los tres días de sembradas, en la primera
evaluación. A si a los 27 días se observó la germinación del 82% para R1, el 86% para R2, el
62% para R3 y el 86% para R4. Se estima una capacidad de germinación (CG) de 79% y una
tasa de germinación (GRI) de 5.85 semillas/día para EG3.
Figura 28. Estado de la plántula; fotografía de 4 semillas germinadas al día 27 días de evaluación. (2mm, 5x)
54
Figura 29. Porcentaje de germinación para las cuatro replicas; R1 (A), R2 (B), R3(C), Y R4 (D).
Luego de tener algunas semillas germinadas, con formación de radícula y los cotiledones fuera de
la cubierta seminal se trasplantaron a un medio de cultivo. Para esto se utilizaron embaces
metálicos y un sustrato 3:1 de tierra con cascarilla de arroz, se pusieron en el laboratorio bajo
condiciones ambientales, con riego y fertilización manual. Este trasplante se realizó tras 27 días
de observación.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 10 20 30
Ge
rmin
acin
(%
)
Tiempo(dias) A
0
20
40
60
80
100
0 10 20 30
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tiempo (dias) B
0
10
20
30
40
50
60
70
0 10 20 30
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tíempo (dias) C
0
20
40
60
80
100
0 10 20 30
Ge
rmin
cio
n (
%)
Tiempo (dias) D
55
Figura 30. Trasplante de plántulas de semillas germinadas con escarificación.
Germinación bajo condiciones controladas con escarificación y bajo un 5% menos de
humedad (EG4).
Contenido de la humedad
Tabla 7. Contenido de Humedad de un lote de semillas para EG4.
PI (g) PF (g) %S %H
Lote 3 1.044 0.909 87.07 12.93
Peso inicial (PI), peso final (PF), tiempo de evaluación de muestra (TM), porcentaje solido (%S) porcentaje de
humedad (%H).
Este ensayo se evaluó solo durante 12 días, pues este fue el último ensayo en ser montado, ya que
al no obtener resultados para EG1Y EG2 respectivamente se toma la decisión de poner el ensayo
EG3 y EG4. Presentando para este tiempo una germinación de 48% para R1, un 58% para R2,
un 44% para R3 y un 60% para R4. Se estima una capacidad de germinación (CG) de 52,5% y
una tasa de germinación (GRI) de 8.75 semillas/día para EG3.
56
Figura 31. Porcentaje de germinación para las cuatro replicas; R1 (A), R2 (B), R3(C), Y R4 (D).
Prueba de viabilidad con Tetrazolio
Se obtubo un alto porsentaje 72% de semillas con tincion completa del embrion (Fig. 32). Y un 14% con
poca o nada de tincion (Fig. 33).
Tabla 8. Tinción de embriones luego de prueba de tretazolio.
Evaluación # semillas % semillas
Tinción 36 72
Dudosas 2 4
Inviables 5 10
Vanas 7 14
0
10
20
30
40
50
60
0 5 10 15
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tiempo (dias) A
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tiempo (dias) B
0
10
20
30
40
50
0 5 10 15
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tiempo (dias) C
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15
Ge
rmin
acio
n (
%)
Tiempo (dias) D
57
Figura 32. Tinción completa de embrión.
Figura 33. Poca o nula tinción del embrión.
6.3 Germinaciones bajo condiciones naturales (EGc1)
Se realizaron seis retiros de semilla hasta el día 42, para un total de 18 bolsas evaluadas,
obteniéndose un 0% de semillas germinadas hasta el momento de corte. La apariencia y estado de
la semilla es normal, su coloración y vigor son contantes, se observa una coloración oscura en un
costado de la semilla, pero un corte longitudinal de la semilla (Fig. 34) nos permite observar una
coloración y tamaño aparentemente normal del embrión.
Figura 34. Estado de la semilla día 35, quinto muestreo.
58
7. ANÁLISIS DE RESULTADOS
7.1 Oferta de semillas
Patrón espacial de la especie
La distribución espacial de los individuos en las poblaciones se ha clasificado en tres patrones
básicos: aleatorio, uniforme y agregado (Barbour et al., 1987). Lo métodos de varianza por
cuadrantes TTLQV Y PQV permitieron identificar algunos picos de agregación fuertes y de
gran intensidad pero también otros picos de agregaciones débiles y de baja intensidad para cada
una de los tamaños de cuadrantes y espacios evaluados. Aun así el método PQV permite
identificar con mayor facilidad los picos de agregación. De acuerdo con Ludwig & Reynolds
(1988), los picos de agregación fuertes y de alta intensidad describen un patrón con grupos
distintos, ajustados y grandes espacios abiertos entre los grupos de la población. Mientras que los
picos de agregación débiles y de baja intensidad describen un grupo no muy bien definido. Dos
de los tres transeptos – transecto 1 y transecto 2 para PQV grafican picos de agregación fuerte y
de alta intensidad, por lo que se permite inferir sobre un posible patrón espacial de agrupación o
agregación para M. nummularia.
Esto concuerda con lo descrito por Carrillo & Mandujano (2011), quienes describen que en las
especies clonales predomina un patrón de distribución agregada o contagioso de los ramets.
Principalmente en especies terrestres (Reush et al., 1998; Palleiro, 2002; Shimizu et al., 2006;
Carrillo, 2006). Otros autores plantean que en las poblaciones naturales de plantas, los
individuos suelen distribuirse en forma más o menos agregada, debido a la distribución
heterogénea de los recursos (Chen & Bradshaw, 1999), a la interacción con otras especies
(Mandujano et al., 1998) y a la dispersión restringida de semillas y propágulos vegetativos
(Clark-Tapia et al., 2005). Para el caso de M. nummularia se podría hablar de su posible
distribución por la presencia heterogénea de los recursos, como por ejemplo el agua – factor
importante en su desarrollo, ya que su presencia se encontró restringida a condiciones altas de
humedad.
59
Cobertura vegetal de la especie
La cobertura vegetal para los tres transectos presento una varianza considerable, con una alta
desviación estándar ±3,811, presentando una mayor cobertura el transepto 1 (10.1805%),
seguido del 2 (1.7083) y por último el transecto 3 (0.4444%). Para un total de 12,33% en el área
estudiada. Esto puede estar relaciona con la composición del suelo ya que si bien prácticamente
todos los suelos de páramo tienen un alto contenido de materia orgánica (más de 5%) hay mucha
variedad entre ellos. Aunque en términos generales, entre más húmedo, mayor acumulación de
materia orgánica posee el suelo (Hofstede et al., 2014), esta puede ser una de las razones por la
cuales se encuentran más ramets en una zona determinada, más recursos garantizan una mejor
producción de estructuras reproductivas y por ende una mejor oferta de semillas, posible
establecimiento y reclutamiento.
Frutos por ramet - Semillas por fruto.
Al evaluar la oferta de semillas para los tres transectos realizados se encontró una notable
diferencia para el transecto 1 en comparación con los otros dos transectos 2 y 3, presentando este
el mayor número de ramets totales (33), ramets por cuadrante (4 para el cuadrante 2) y frutos por
ramet (ramet 1 del cuadrante 16 con 187 frutos). Esto puede estar relacionado con la misma razón
por la que presenta una mayor cobertura vegetal para este transecto.
El número de frutos presentes por ramet muestra una proporcionalidad con el tamaño del ramet,
siendo este mayor cuando el ramet es de gran tamaño. Sin embargo al realizar el conteo de las
semillas por frutos estas no presentan una media confiable por una alta desviación estándar ,
pues el número de semillas por fruto es muy variado- de o a 32, así un mayor número de frutos
no garantiza una mayor oferta de semillas, tampoco lo hace la presencia de un fruto más grande.
De acuerdo con Pedraza et al., (2004), las épocas de floración y fructificación de M. nummularia
son enero, julio, septiembre y diciembre. La salida a campo inicial para la determinación de la
60
especie a trabajar se realizó para el mes agosto, encontrándose la especie en un estado de
floración, inicios de fructificación, por lo que para la estimación del número de frutos por ramet -
primer muestreo de frutos, predominaron los frutos inmaduros, a aun así al cabo de 10 a 15 días
inició el crecimiento y maduración de frutos. Durante los dos meses siguientes (septiembre y
octubre) se realizaron colectas continuas, encontrándose efectivamente disponibles un gran
número de frutos maduros. Por lo que posiblemente la oferta de frutos maduros si se presenta, es
buena y constante durante estas épocas, meses caracterizados por baja precipitación (IDEAM,
2015)
Todo lo descrito anteriormente data una producción significativa de estructuras reproductivas
para la formación de frutos y semillas. Un alto porcentaje en la viabilidad (72%), un bajo
porcentaje de frutos con semillas irregulares (5,52%), y sin evidencia alguna de depredación de
frutos, puede estar relacionada con la estructura y estrategia de reclutamiento planteada por la
población de M. nummularia.
De acuerdo con Mandujano et al., (1998, 2001), las plantas clónales se caracterizan por presentar
una gran producción de semillas, sin embargo esto no garantiza el establecimiento de una gran
cantidad de individuos, ya que tan solo 1 de 14 mil semillas pueden llegar a establecerse, aunque
esto no sea para el general de las especies clónales si es representativo. Esto concuerda con lo
descrito por otros autores quienes describen que el reclutamiento de individuos para una planta
clonal mediante reproducción sexual suele ser poco frecuente (Grant & Grant, 1980; Eriksson,
1993), por otro lado si bien una producción de semillas puede liberar la limitación dada para la
dispersión reducida de los propágulos clónales, esta no garantiza el reclutamiento de nuevos
individuos para la población. Es por esto que muchas de estas plantas generan nuevos individuos
principalmente a través de propagación vegetativa, la cual en una base anual es de 100 a 50%
más frecuente que la reproducción sexual (Arizaga & Ezcurra, 2002; Mandujano, 1996;).
Por otro lado, la clonalidad parece estar relacionada con ciertos ambientes caracterizados por
presentar condiciones extremas y variables en el tiempo (Grime, 1982; Elmqvist & Cox, 1996).
Como suele suceder en los páramos. Esto puede explicar la presencia de la clonalida en estas
61
zonas de paramo, ya que en estos ambientes la propagación vegetativa puede resultar ventajosa,
varios genotipos bien adaptados a las condiciones pueden mantenerse y los individuos originados
por esta vía pueden tener menos dificultades para establecerse. Sin embargo, aunque la
reproducción sexual puede provocar la pérdida de genotipos bien adaptados, es principalmente
por este mecanismo que se forman nuevas combinaciones genéticas que pueden resultar a su vez
altamente ventajosas en un ambiente particular (Willson, 1983; Eguiarte et al., 1999; Kanno &
Seiwa, 2004).
7.2 Germinación bajo condiciones controladas de laboratorio
El tratamiento EG1 presentó el segundo porcentaje de germinación (1%) más bajo de todos los
ensayos, seguido de EG2 con un 0%. De acuerdo con Figueroa et al., (1996), la semilla de M.
nummularia presentó un alto porcentaje de germinación luego de 3 meses de evaluada, con una
respuesta germinativa inmediata, empezando a germinar antes de las 4 semanas, con un patrón de
germinación asincrónico en donde > 10% de las semillas germinaron en distintos meses. Para el
presente trabajo el ensayo EG1, la primera de las dos semillas germinadas lo hizo al día 18, la
segunda al día 60 de observación. El 1 % de la germinación luego de 66 días de evaluación, no
determinan una semilla con respuesta germinativa inmediata. Por lo que los resultados para los
dos trabajos no son similares. Aunque a esto también se pueden sumar las condiciones y
localidades diferentes en las cuales se realizaron tanto el presente estudio como el de (Figueroa et
al., 1996).
Cárdenas et al., (2010) reportan para Myrcianthes leucoxyla, Myrcianthes rhopaloides, sin
tratamiento pre-germinativo, una germinación inmediata, alcanzando un porcentaje de más de un
90% luego de 7a 15 días después de ser sembrada, presentando una tasa de germinación muy
alta, ambas con semilla recalcitrantes, a lo que se le puede atribuir una germinación en tan poco
tiempo. Sin embargo estos mismos autores reportan para Psidium cattleianum un inicio de
germinación luego de 45 días alcanzando una germinación de 24% luego de tres semanas del
primer reporte. En comparación con las otras dos especies esta Myrtaceae presenta una
62
ecofisiologia de la germinación diferente, pudiéndose semejar a Myrteola nummularia teniendo
en cuenta el EG1 con cerca de 66 días de evaluación no presenta un porcentaje de germinación
significativo
A diferencia de los ensayos EG1y EG2, el ensayo EG3 presentó el porcentaje de germinación
más alto con un 79% y una tasa de germinación mayor a pesar del tiempo de evaluación.
Para Smith et al., 2010, cuando se proporciona una temperatura, agua y oxígeno adecuados, y
no ocurre la germinación, la semilla se considera latente como ocurrió en los ensayos EG1 y
EG2. Estos mismos autores plantean que cuando las semillas entran en un estado de latencia esta
puede ser intervenida por una escarificación a la semilla, para este caso la latencia presente para
M. nummularia es una latencia física, causada por la testa ya que cuando se retira el hilum de la
semillas esta causa una respuesta germinativa inmediata, mostrando resultados a los 3 días de
evaluación.
Meza & Bautista (2007), Rivero et al., (1999) y Otegui et al., (2007) reportan para Psidium
guajava, Psidium friedrichsthalianum y Psidium cuneatum, respuestas de germinación más
rápidas, pero porcentajes de germinación menores o similares entre los tratamientos, sin efectos
significativos para semillas sometidas a pre-tratamientos como la escarificación mecánica o
química.
EG4 fue el segundo ensayo en presentar una porcentaje de germinación significativo con el 52.
2% en comparación con EG1 Y EG2, aun así fue el ensayo que se evaluó en menos tiempo. La
respuesta germinativa a los tres días de observación no solo reitera la interrupción de la presencia
de un estado de latencia para Myrteola nummularia, si no que permite hacer inferencia sobre el
tipo de semilla, ya que su deshidratación al 5% no afectó su germinación. De acuerdo con
Magnitskiy & Plaza, (2007), las semillas ortodoxas toleran una deshidratación hasta de 5% en el
contenido de humedad. La principal característica fisiológica de las semillas ortodoxas es su gran
tolerancia a la deshidratación. Pues su fase final de maduración está acompañada por
63
deshidratación celular (Bewley & Black, 1994), característica que mejora su viabilidad y el
potencial de almacenamiento (Hoekstra et al., 1994).
Leprince et al., (1993); Kainer et al., (1999), describen que al contrario de las semillas ortodoxas,
las semillas recalcitrantes se diseminan en una condición húmeda y metabólicamente activa
perdiendo rápidamente su capacidad de germinación al quedar expuestas a condiciones de baja
humedad (Kermode & Finch-Savage, 2002). Cosa que no sucedió con las semillas del ensayo
EG4.
Contenido de la humedad en las semillas
Los tres lotes a los cuales se evaluó el contenido de humedad, no presentaron diferencia
significativas, aun así el lote 2 presento una mayor contenido de húmeda, esto se atribuye a un
menor tiempo transcurrido entre el beneficio de la semilla y la prueba de CH.
7.3 Germinación bajo condiciones naturales (EGc1)
El porcentaje nulo de germinación para EGc1 a 42 días, permite inferir sobre una posible latencia
al igual que para EG1 y EG2, sin embargo las condiciones son muy diferentes para ambos
ensayos y el tiempo de evaluación no es el adecuado para impartir alguna conclusión.
Sin embargo esto concuerda con lo obtenido por Moreno (2008), quien señala que los valores de
germinación entre condiciones de campo y laboratorio no variaron considerablemente. Esperando
que en condiciones controladas de laboratorio, la germinación de la semilla fuera mayo, pero eso
no sucedió. Resultados similares reportan Chaves, (2006); Sánchez, (2004).
64
8. CONCLUSIONES
Myrteola numularia presenta una buena oferta de semillas, acompañada de una gran producción
de estructuras reproductivas para la fructificación, y alta viabilidad en la semillas producidas.
Una buena estrategia para el establecimiento de algunos individuos.
Si bien Myrteola nummularia presenta una buena oferta de semillas durante el ciclo reproductivo
de la población estudiada, está por ser una especie clonal no ofrece ninguna ventaja significativa
al establecimiento y posible reclutamiento de los individuos.
El patrón de distribución espacial para M, nummularia es de agregación o agrupamiento, siendo
esta planta de habito clonal. Presentando grupos distintos, ajustados y grandes espacios abiertos
entre los grupos muestreados atreves de los transeptos de la población en el área.
Tras los resultados obtenidos para la germinación de Myrteola nummularia en cada uno de los
ensayos de germinación (EG1, EG2, EG3 Y EG4). Se puede llegar la conclusión de que M.
nummularia presenta una semilla de tipo ortodoxa que resiste una deshidratación del 5% y que
por ende puede ser conservada a bajas temperaturas durante un largo periodo de tiempo, siendo
esta una posibles accesión más para cualquier banco de germoplasma – en este caso pata el banco
de semillas del Jardín Botánico de Bogotá.
La escarificación mecánica de la semilla de Myrteola nummularia resultó ser un pre- tratamiento
efectivo para intervenir el estado de latencia presente en la semilla, permitiendo una respuesta
germinativa inmediata y una tasa de germinación alta. Siendo esta una posible forma de acelerar
el proceso y generar una estrategia para su propagación.
Los porcentajes de germinación de Myrteola nummularia tanto en condiciones controladas (1%)
como en condiciones naturales (0%) no presentaron diferencias significativas. Contrario lo que se
esperaba.
65
9. LITERATURA CITADA
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73
10. ANEXOS
Anexo 1. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transectos para el método TTLQV
Transecto 1 Transecto 2 Transecto 3
Tamaño de
bloque
Varianza Varianza Varianza
1 0.65217391 0.391304348 0.10869565
2 0.44047619 0.392857143 0.21428571
3 0.30315789 0.412631579 0.20210526
4 0.36029412 0.448529412 0.44852941
5 0.32666667 0.393333333 0.4
6 0.20512821 0.282051282 0.47435897
7 0.19480519 0.123376623 0.49350649
8 0.22222222 0.069444444 0.47222222
9 0.08730159 0.031746032 0.3968254
10 0.15 0.031746032 0.21
11 0.39393939 0.06 0.21212121
12 0.375 0 0.375
74
Anexo 2. Varianza de los espacios/cuadrantes para cada uno de los transectos para el método PQV
Transecto
1
Transecto
2
Transecto
3
Espacio Varianza Varianza Varianza
1 0.65217391 0.391304348 0.10869565
2 0.47727273 0.409090909 0.18181818
3 0.33333333 0.452380952 0.16666667
4 0.475 0.525 0.15
5 0.52631579 0.342105263 0.15789474
6 0.38888889 0.416666667 0.19444444
7 0.38235294 0.323529412 0.20588235
8 0.625 0.46875 0.21875
9 0.4 0.166666667 0.23333333
10 0.57142857 0.285714286 0.25
11 1.5 0.5 0.26923077
12 0.625 0.333333333 0.29166667
13 0.5 0.5 0.31818182
14 0.8 0.4 0.25
15 0.66666667 0.611111111 0.16666667
16 0.5 0.5625 0.3125
17 0.92857143 0.785714286 0.35714286
18 1.16666667 0.583333333 0.25
19 1.2 0.1 0.2
20 1.375 0.625 0.25
21 2.33333333 0.166666667 0.5
22 1.25 0 0.5
23 0 0 0.5
75
Anexo 3. Número de cuadros por Ramets y fruto por cuadrantes para cada uno de los transectos
Transecto 1 Transecto 2 Transecto 3
# de
cuadrante
Ramet Cuadros # frutos Ramet Cuadros # frutos Ramet Cuadros # frutos
1 1 2 0 0 0 0 1 5 2
2 10 0
2 1 11 1 0 0 0 1 6 0
2 10 11
3 3 4
4 7 0
3 0 0 0 1 8 1 1 3 0
4 1 6 3 0 0 0 0 0 0
2 9 5
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76
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2 13 6 2 14 14
Total 33 733 1096 10 123 98 7 32 20