caracterización de la mancha azul en
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Dr. H. Baltazar
EL MANCHADO
AZUL DE LA
MADERA
El manchado azul de la madera es común en muchos países con
climas templado y tropical en los cuales se establecen industrias
forestales donde particularmente la madera de coníferas y
latifoliadas es la principal materia prima. (Mohali, S.; Encinas, O. y
Mora, N. 2002) (De La Cruz Salcedo, G. 2008).
Los hongos del manchado azul se caracterizan por colonizar
rápidamente árboles recién tumbados o madera de albura, donde
la cantidad de azúcares solubles y almidón es muy alta. (Encinas,
O. and Daniel, G. 1999)
En el trópico esta colonización puede ocurrir en pocas horas, por
las condiciones climáticas favorables y la abundancia de los
agentes causales, tanto de manchado como de otras alteraciones.
La madera manchada causa un impacto negativo en la economía
de las industrias forestales debido a que tiene que ser
comercializada a precios más bajos y en condiciones
desfavorables, consecuencia de la deficiente calidad, que no es
aceptada por los mercados de consumo. (Mohali, S.; Encinas, O.
y Mora, N. 2002)
Clasificación de manchas en la
madera
Ocurre en maderas blandas y duras
Los hongos manchadores para alimentarse requieren de
azucares de las células radiales.
Bajo condiciones optimas, déficit de oxigeno alta humedad
(150 – 220 %) y elevada temperatura (> 70°F), los hongos
cromógenos pueden penetrar en 48 horas.
El manchado azul en la madera aparece por difracción de
la luz solar con las hifas cromoforas.
El manchado no afecta la las propiedades mecanicas de
la madera.
Perjudica la estética y el acabado.
Puede apreciarse manchas e azul y
grises, en algunos casos puede
relacionarse a daños por bacterias y
hongos mohosos.
Figure 3: Fungal stain on the wooden surface of steamed and not sufficiently
ventilated sawn beech wood (Fagus sylvatica) (Koch, G. 2008).
La mancha azul basada en los pigmentos cromóforos
de las hifas, moho de hongos y bacterias pueden
descomponer los carbohidratos solubles y sustancias
de almacenamiento en el tejido.
El manchado se atribuye al metabolismo de los
microorganismos que se descomponen los hidratos de
carbono solubles y sustancias de almacenamiento
(Bauch et al. 1985).
Al analisis en microscopio optico revelaron la ramificacion
longitudinal de las hifas localizado en los vasos del xilema,
mostrando un desarrollo extensivo en los tejidos
secundarios del xilema.
Un gran diametro de hifa y pared celular delgada fueron
observadas con direccion de crecimiento hacia los vasos.
La diseminacion del hongo fue incialmente del xilema
secundario, hacia los vasos del xilema, moviendo en
direccion adyacente a las celulas del parenquima y radios.
Las hifas del hongo en corte de la paredes celulares,
mostraron gran variabilidad en diametro y desarrollaron
tranversal y longitudinalemte, ocupando areas extensivas
del interior de las celulas del parenquima. (Muniz, C.R. et
al. 2011).
Fig. 1. Microphotographs of
cashew plants cells infected with
Lasiodiplodia theobromae. (a)
Hyphae of Lasiodiplodia
theobromae growing along
longitudinal rays. Bar size = 30m.
(b) Hyphae of Lasiodiplodia
theobromae within xylem
parenchyma tissue (black arrow).
Bar size = 30m. (c) A high diameter
hyphae within xylem vessel. (d–f)
Hyphae spreading from xylem
vessel in direction to parenchyma
tissue (black arrows). (Muniz, C.R.
et al. 2011).
Fig. 2. SEM micrographs showing aspects of Lasiodiplodia theobromae colonization of cashew
plants branches. Vessels (V) and rays (R) intensively colonized by fungal hyphae (H). Natural
entrances and perforations are widely used by the fungus to spread within vessels system
(arrows). (a and b) Transverse ray colonization by Lasiodiplodia theobromae. (c and d) Hyphae
spreading along xylem vessels. (Muniz, C.R. et al. 2011).
Fig. 3. SE Mmicrographs showing aspects
of Lasiodiplodia theobromae colonization
of cashew plants branches, particularly
near to the cankers originated during the
disease. (a) Heavy colonization of
parenchyma tissue near to the canker. (b)
Xylem parenchyma completely loaded
with fungal mycelium. (c) Higher
magnifications of fungi colonization,
showing details of hyphae penetration
through cell walls (arrows). (d)
Parenchyma cells filled with mycelium. (e)
Higher magnifications of parenchymatic
tissue. (f) Detail of a single cell infected
with the fungus. (Muniz, C.R. et al. 2011).
Fig. 4. SEM micrographs of
longitudinal sections of cashew
plants infected with Lasiodiplodia
theobromae, showing aspects of
invasion sites with pits and roles
(white arrows). (a and b) Crescent
magnifications of the same region,
showing a cell fully filled with
hyphae. (c) Hyphae spreading
within and outside the cell (black
arrows). (d) Hyphae crossing cell
walls. (e) Hyphae strongly attached
to the cell walls. (f) Hyphae
penetration within the intercellular
space of two adjacent cells (white
arrow). (Muniz, C.R. et al. 2011).
Fig. 7. Transmission electron micrographs of cashew plants sections colonized by L.
theobromae. (a) Attachment of the hyphae to the innermost layer of the secondary wall. (b)
Cell wall penetration by hyphae, showing total dissolution of S2 layer (white arrow) (c) hyphae
occupying the cell lumen. H, hyphae; CW, cell wall. (Muniz, C.R. et al. 2011).
“CARACTERIZACIÓN DE
LA MANCHA AZUL EN
MADERA ROLLIZA DE
Brosimum alicastrum
Swartz y Couma
macrocarpa Barboza –
SATIPO”
Resumen
El estudio, tuvo como finalidad de
caracterizar la mancha azul en madera
rolliza de Brosimum alicastrum Swartz y
Couma macrocarpa Barboza procedente de
Satipo, en campo en la Provincia de Satipo
Distrito de San Martín de Pangoa en las
Comunidades Nativas de Tres Unidos de
Matereni y Anapati; y en el Laboratorio
Centro de Diagnostico de Sanidad Vegetal
del Servicio Nacional de Sanidad Agraria
(SENASA) La Molina – Lima
Se evaluaron la estructura macro y microscópica de las
maderas y probetas infestadas, empleando el método
descriptivo y comparativo. Se identificaron a los hongos
cromógenos cultivadas en cepas puras en medio PDA,
y mediante la clave de BARNETT Y HUNTER, (1987).
Los resultados muestran que los hongos invaden los
extremos y heridas de las trozas, produciendo manchas
irregulares que posteriormente tomaron una coloración
azul; microscópicamente la mancha azul se debe a la
presencia de numerosas hifas oscuras en el interior de
las células, la aparición del manchado ocurre entre el
sexto y octavo día después de apeado el árbol.
Los hongos identificados presentan hifas
filamentosas y tabicadas fueron
Lasiodiplodia theobromae, Ascochyta sp.,
con formación de picnidias; y Alternaria
alternata, Penicillium digitatum, con
conidias; los hongos presentan hifas
filamentosas y tabicadas
respectivamente.
Troza de Brosimum alicastrum con
exudado de látex cubriendo el borde
de la albura sin ataque de hongo
Una tabla de la misma especie sin daños de
hongos, estéticamente apreciable en el
mercado de la madera.
Una troza de Couma macrocarpa atacada
por cromógenos observado en el aserradero
NEMATSA.
Galería perforada por insecto de la familia
Scolytidae, son coleópteros son vectores de la
mancha azul
Mancha azul ocasionado por Alternaria
alternata encontrado en un almacén de
tablas del aserradero NEMATSA
Mancha azul ocasionado por
Penicillium digitatum, en un depósito
con alta humedad relativa
Corte tangencial de Brosimum alicastrum se
puede observar la expansión de hifas de
Lasiodiplodia theobromae de color oscuro en
forma de raicillas que se desarrollan el interior de
las células de cuyo contenido se alimentan; como
se puede observar el micelio atraviesa la pared
celular reduciendo el grosor de sus hifas.
Corte radial de Brosimum alicastrum con hifas
de Lasiodiplodia theobromae como se puede
apreciar las hifas de color oscuro se encuentran
invadiendo los radios.
Placas con cepas puras de
Lasiodiplodia theobromae a cinco
días de siembra
Placas con cepas puras de
Lasiodiplodia theobromae a nueve
días de siembra
El cultivo de cepas de Alternaria
alternata se presento en colonias de
crecimiento rápido, vellosas, al principio
de color gris , oscura en la parte central y
gris a los bordes, estas características
macroscópicas
4 días
7 días
Cepas puras de Ascochyta sp
a tres días de cultivo
Cepas de Ascochyta sp a
nueve días de cultivo
Penicillium digitatum
Picnidias de
Lasiodiplodia
theobromae con conidias
jóvenes al noveno día de
cultivo.
Conidias de Lasiodiplodia
theobromae, conidias jóvenes
Picnidias de Ascochyta spp
oscuras, globosa, conidia septado
con dos células, ovoide a oblonga,
hialina; parásito hospedando
generalmente tejidos delgados.
Conidióforo de Alternaria
alternata con conidias
formadas a los siete días
con micelio de color
oscuro y tejidos viejos,
infectados, simples y
erectos, de cadenas
simples y ramificadas
Conidióforo de Penicillum digitatum a cuatro días
de siembra.
Conidias de
Alternaria
alternata
(izquierda)
MODELO DE CRECIMIENTO DE
Lasiodiplodia theobromae
y = 49,092Ln(x) - 31,66
R2 = 0,9341
0
10
20
30
40
50
60
0 1 2 3 4 5 6
DÍAS DE OBSERVACIÓN
CR
EC
IMIE
NT
O (
mm
)
Curva de crecimiento de Lasiodiplodia
theobromae en PDA
Probetas de Brosimum alicastrum inoculadas
con Lasiodiplodia theobromae
Probetas de Brosimum alicastrum
inoculadas con Alternaria alternata
Probetas de Brosimum alicastrum
inoculadas con hongo cromógeno que
pertenece al género Ascochyta sp.
Probetas de Brosimum alicastrum
inoculadas con Penicillium digitatum
Probetas de Couma macrocarpa con
Lasiodiplodia theobromae
La mancha azul en Pinus caribaea var hondurensis
Botryodiplodia theobromae invadiendo
madera de pino caribe con síntomas de
manchado azul. A) Hifas del hongo en el
interior de los radios medulares y los
conductos resiníferos longitudinales en
sección transversal (flecha) (80X). B) Hifas
a lo largo de las traqueidas en sección
tangencial. La flecha señala una hifa
pasando de una traqueida a otra a través
de las punteaduras areoladas (80X). C)
Detalle a mayor aumento de la hifa
señalada en B (360X). D) Invasión
abundante de los radios medulares por las
hifas del hongo en sección radial (80X).
ULTRASTRUCTURE OF Lasiodiplodia theobromae CAUSAL AGENT OF CARIBBEAN
PINE BLUE STAIN IN VENEZUELA
LUIS CEDEÑO, SARI MOHALI, ERNESTO PALACIOS-PRÜ
Figure 1. Longitudinal section of a hypha
with abundant cytoplasmic bodies filled
with electron-dense material (Edm). Note
the large vacuoles (V) containing a
slightly electron-dense substance. The
arrow indicates a set of cisterns
disposed as a stacked pile. X 9,000.
Figure 2. Section of stroma where the
hyphae are cemented by slightly
electron-dense material. In the hypha
interior few dense bodies can be seen
(curved arrow). Most of the cytoplasmic
vacuoles (V) are electron-transparent.
The straight arrow indicates a body with
a highly electron-dense core. X 7,500.
Figure 3. Transversely sectioned hypha in which
two layers of cell wall can be observed, the
outer one invaded by electron-dense granular
material and the inner one devoid of this
substance. Two nuclei (N) ca be seen with
uniformly distributed chromatin. Edm electron-
dense material: m. mitochondria. X 15,000
Figure 4. Longitudinally sectioned hypha showing electron-
dense material (Edm) and an elongated segment of cell wall.
V, vacuole. X 7,500.
Figure 5. The hyphal variability that characterizes L.
theobromae is clearly seen in this image in which
adjacent hyphal cells of different diameters are
observed. Note that a thinner hyphal cell growing
from the thicker one. X 7,500.
Figure 6. The hyphal segment that appears transversely
sectioned in this image, possesses moderately electron-
dense material within large vacuole (v). The straight arrow
indicates lamellar cisterns disposed in a stacked pile.
Curved arrow a nuclear pore; arrow head indicates a small
rough endoplasmic reticulum cistern; N, nucleons. X 30,000.
Figure 7. The septum of L. theobromae is clearly seen in
this photograph. Note the lengthened mitochondrium (m)
and the electron-dense material (Edm), which are associated
with the septum. Arrow indicates endoplasmic reticulum;
thin arrow points to a tubular membranous structure with a
dense body. X 27,000
Figure 8. Light microscopy image showing
accumulation of electron-dense material (arrow).
around which the hyphae aggregates to form a
pycnidial stroma. X 675.
Fig. 9. Transmission electron micrograph
showing a large spheroidal deposit of
extrahyphal electron-dense material (Edm),
associated to this material some hyphae can be
seen. X 6.000
igure 10. Transverse section of the blue-stained pine wood
material embedded in Spurr's resin. The hyphae of L.
theobromae are clearly seen within and between tracheids
(straight arrow). Curved arrow indicates electron-dense
material deposited in the area occupied by the fungus.
Notice the wide zone invaded by the fungus. X 312.
Figure 11. Tangential section of parlodion-embedded
specimen showing hyphae growing longitudinally
within and between tracheids. Straight arrow
indicates straight, dark, thick hypha showing
regularly spaced septa from which a narrower and
more hypha branches. Curved arrow shows hypha
with closer septa and which grows through tracheid
cell wall. X 312.
Figure 12. The variability demonstrated by the hyphae of L.
theobromae in thickness and in direction of growth, can be
clearly seen in this scanning electron microscope
photograph. Asterisk indicates a moderately thick hypha
located within the lumen of a tracheid. Transversally
orientated thick hypha (curved arrow) and thinner hypha
(straight arrow) are also seen
Figure 13. Scanning electron microscope
image of a ray invaded by hyphae having
different directions of growth. Straight arrow
indicates part of the electron-dense material
deposited in the ray. Curved arrow shows an
undulated hypha.
Fig. 14 Hypha adhered to the cell wall of a
tracheid by the electron-dense granular material
covering neighboring host cell wall. Asterisk
indicates the electron-dense substance
deposited within a large cytoplasmic vacuole.
The substance can also be seen attached to the
inner face of the vacuole membrane (curved
arrow). x 19,000.
Fig. 15 It Hyphae aggregated by electron-dense
material. The same substance adhered We hyphal
aggregate to be tracheid cell wall. Curved arrow
indicate extracellular material of medium electron-
density. X 9,500.
Figure 16. Hyphae of L. theobromae were also
found between tracheids, as can be observed in
this image. Notice the large amount of electron-
dense material deposited in the space around
the hypha. X 19,000.
Literatura consultada Bauch, J. (1984) Discoloration in the wood of living and cut trees. IAWA Bulletin, 5,
92-98.
Bauch, J., Schmidt, O, Yazaki, Y. and Starck, M. (1985) Significance of bacteria for
the discolouration of Ilomba wood (Pycnanthus angolensis Exell.). Holzforschung,
39, 249-252.
De La Cruz Salcedo, G. 2008. Caracterización de la mancha azul en madera rolliza
de Brosimum alicastrum Swartz y Couma macrocarpa Barboza” – Satipo. Tesis para
Optar el Titulo de Ingeniero Forestal. Facultad de Ciencias Forestales y del
Ambiente. UNCP. Huancayo. 120 pp.
Encinas, O. and Daniel, G. 1999. Depletion of non-structural compounds during
attack of pine and birch wood by the blue stain fungus Lasiodiplodia theobromae.
Journal of Tropical Forest Products 5: 184-196
Miller, B. J. Forest Research Laboratory Oregon State University Corvallis, Oregon.
Koch, G. Discoloration of wood in the living tree and during processing. Conference
COST E53, 29-30 October 2008, Delft, The Netherlands. Institute for Wood
Technology and Wood Biology, Federal Research Institute of Rural Areas, Forestry
and Fisheries (vTI), Germany
Mohali, S.; Encinas, O. y Mora, N. Manchado azul en madera de Pinus oocarpa y
Azadirachta indica en Venezuela. Fitopatol. Venez. Vol. 15, N° 2, 2002
http://www.interciencia.org/v21_05/art01/
Gracias
Leer la tesis De La Cruz Salcedo, G. 2008.