Universidad de La Salle Universidad de La Salle

Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle

Medicina Veterinaria Facultad de Ciencias Agropecuarias

2012

Caracterización de ectoparásitos y hemoparásitos en una Caracterización de ectoparásitos y hemoparásitos en una

población de caninos de áreas rurales de piedemonte casanareño población de caninos de áreas rurales de piedemonte casanareño

Deldry Carolina Piedrahita Oliveros Universidad de La Salle, Bogotá

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UNIVERSIDAD DE LA SALLE

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

CARACTERIZACIÓN DE ECTOPARÁSITOS Y HEMOPARÁSITOS EN UNA

POBLACIÓN DE CANINOS DE AREAS RURALES DEL PIEDEMONTE

CASANAREÑO

Trabajo de Grado

Deldry Carolina Piedrahita Oliveros

14032148

Trabajo de pregrado como requisito para optar el título de:

Medica Veterinaria

Bogotá, Colombia

2012

UNIVERSIDAD DE LA SALLE

Facultad de Ciencias Agropecuarias

Programa de Medicina Veterinaria

CARACTERIZACIÓN DE ECTOPARÁSITOS Y HEMOPARÁSITOS EN UNA

POBLACIÓN DE CANINOS DE AREAS RURALES DEL PIEDEMONTE

CASANAREÑO

Trabajo de Grado

Deldry Carolina Piedrahita Oliveros

14032148

Director:

Efraín Benavides Ortiz

Codirectora:

Arlen Gómez Ramírez

Bogotá, Colombia

2012

APROBACIÓN

DIRECTOR _______________________________

Efraín Benavides Ortiz

CODIRECTORA ______________________________

Arlen Gómez Ramírez

JURADO ______________________________

Cecilia Del Pilar Calvo Robayo

JURADO ____________________________

Mauricio Ortega Tamayo

DIRECTIVOS

RECTOR Hno. Carlos Gabriel Gómez Restrepo

VICERECTOR ACADÉMICO Hno. Fabio Humberto Coronado Padilla

VICERRECTOR DE PROMOCIÓN Hno. Frank Leonardo Baquero Y DESARROLLO HUMANO

VICERRECTOR ADMINISTRATIVO Dr. Eduardo Ángel Reyes

VICERRECTOR DE INVESTIGACIÓN Dr. Luis Fernando Ramírez Hernández

Y TRANSFERENCIA

DECANO DE LA FACULTAD DE Dra. Claudia Aixa Mutis Barreto CIENCIAS AGROPECUARIAS

DIRECTOR DE PROGRAMA DE Dr. Juan Fernando Vela Jiménez

MEDICINA VETERINARIA

COMPROMISO

Los trabajos de grado no deben contener ideas que sean contrarias a la doctrina católica en asuntos de dogma y moral.

Ni la universidad, ni el director, ni el jurado calificador son responsables de las ideas expuestas por el graduando.

AGRADECIMIENTOS

A Dios, Por permitirme llegar a este momento tan especial de mi vida, porque él ha estado conmigo en los momentos más difíciles y felices de mi vida, lo que me hace valorarlo cada día más.

A ti Mami, Por ser mí mejor amiga, mi aliada, mi confidente, mi paño de lágrimas, por educarme, por soportar mis errores y estar allí para ayudarme a salir adelante. Gracias a tus consejos, por cultivar e inculcar los dones de la responsabilidad, honestidad, lealtad, respeto, solidaridad, tolerancia entre otros, gracias por enseñarme a luchar por lo que quieres y a nunca darme por vencida. Gracias por todo el apoyo durante el proceso de este trabajo de grado. ¡GRACIAS POR DARME LA VIDA, TE AMO CON TODAS LAS FUERZAS DE MI CORAZÓN!

A mi Novio, James Méndez, por ser mi amigo y confidente, por llegar a mi vida y convertirla en lo que es hoy en día, perdóname por todos mis caprichos y defectos, gracias por amarme como soy porque yo te amo tal cual eres, ¡Gracias por brindarme la mano y decirme “combate” cuando te referías a “Ganbate” (Frase japonesa que se refiere animo) en los momentos que sentía que caía durante la realización de este trabajo de grado, GRACIAS POR ESTAR SIEMPRE A MI LADO, TESORO!

A mi Segunda familia, Yilena, Ronar, Juan Pablo y Naz, Gracias a todos ustedes porque me permitieron entrar y hacerme sentir la calidez de su amor.

A mi Mejor amiga, Jaidith Medina, por brindarme tu amistad incondicional y ayudarme a crecer como persona, doy infinitas gracias a Dios por haberte puesto en mi camino durante el tiempo que duro la carrera, llegaste en el momento más adecuado y tú sabes porque te lo digo. Deseo lo mejor para ti en esta nueva etapa que comienzas en tu vida lejos de tu casa. A mis hermanos, Que aunque siempre discutimos, también reímos, jugamos y nos queremos demasiado, y deseo para todos un futuro lleno de prosperidad y cariño.

A mis sobrinos, Nicolás, Andrea y Sofía por ser tal cual como son y hacerme reír en momentos de tristeza.

A mi director y codirector de este trabajo de grado, Dr. Efraín Benavides Ortiz y Dra. Arlen Gómez Ramírez, por ayudarme y brindarme su tiempo y conocimiento para sacar adelante esta investigación, perdóneme por molestarlos.

A Andrés Felipe Santander, Por brindarme su amistad y ayuda en la parte de laboratorio de este trabajo de grado, sin tu ayuda no hubiera podido terminarla en el tiempo que lo hicimos, Gracias de nuevo.

A la universidad, Por permitirme aprender de los mejores y conocer muchas personas que se convirtieron en amigos y otros en solo conocidos, pero en si por permitirme pasar esta época de mi vida.

TABLA DE CONTENIDO

RESUMEN ........................................................................................................... xiii

ABSTRACT .......................................................................................................... xiv

INTRODUCCIÓN ................................................................................................... 1

1. OBJETIVOS .................................................................................................... 2

1.1 Objetivo General ....................................................................................... 2

1.2 Objetivos Específicos ................................................................................ 2

2. MARCO TEORICO ......................................................................................... 3

2.1 Ciclo de vida de los artrópodos ................................................................. 5

2.2 Relación de los artrópodos en medicina veterinaria .................................. 6

2.3 Distribución geográfica de los artrópodos ................................................. 6

2.4 Ectoparásitos en caninos .......................................................................... 7

2.4.1 Garrapatas .......................................................................................... 8

2.4.2 Pulgas ............................................................................................... 10

2.4.3 Piojos ................................................................................................ 11

2.4.4 Ácaros .............................................................................................. 12

2.5 Conocimientos de epidemiologia y distribución de ectoparásitos en

caninos ............................................................................................................. 13

2.6 Hemoparásitos en caninos ...................................................................... 14

2.6.1 Babesiosis canina ............................................................................. 15

2.6.2 Rangela vitalii ................................................................................... 16

2.6.3 Ehrlichiosis canina monocitotrópica .................................................. 16

2.6.4 Anaplasma platys ............................................................................. 17

2.6.5 Dirofilaria immitis .............................................................................. 18

2.6.6 Hepatozoonosis canina .................................................................... 18

2.6.7 Leishmaniasis visceral canina .......................................................... 18

2.6.8 Tripanosomosis canina ..................................................................... 19

2.6.9 Mycoplasma haemocanis ................................................................. 20

2.7 Conocimientos de epidemiologia y distribución de hemoparásitos en

caninos ............................................................................................................. 20

3. MATERIALES Y METODOS ......................................................................... 22

3.1 Diseño de estudio ................................................................................... 22

3.2 Ubicación geográfica de los municipios para la recolección de muestras 23

3.3 Consentimiento informado y solución del formulario de preguntas ......... 25

3.4 Métodos de recolección de ectoparásitos ............................................... 26

3.5 Toma de muestras de sangre ................................................................. 27

3.6 Transporte y conservación de las muestras ............................................ 27

3.7 Procesamiento de muestras en laboratorio ............................................. 27

3.7.1 Preparación del frotis sanguíneo delgado ........................................ 27

3.7.2 Preparación gota gruesa. ................................................................. 28

3.7.3 Preparación prueba de Knott ............................................................ 29

3.7.4 Preparación prueba de Woo ............................................................. 29

3.7.5 Preparación prueba de capa de glóbulos blancos (buffycoat) .......... 30

3.7.6 Coloración de Giemsa ...................................................................... 30

3.7.7 Coloración fluorescente de Naranja de Acridina. .............................. 31

Identificación de garrapatas .......................................................................... 31

Identificación de pulgas ................................................................................. 31

4. RESULTADOS .............................................................................................. 32

4.1 Características de las fincas voluntarias ................................................. 32

4.2 Caracterización de ectoparásitos ............................................................ 32

4.3 Caracterización de hemoparásitos .......................................................... 36

5. DISCUSIÓN .................................................................................................. 44

6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................................ 49

7. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS .............................................................. 50

LISTA DE TABLAS

Tabla 1 Características de las fincas cooperadoras y números de caninos

presentes.............................................................................................................. 33

Tabla 2 Identificación de los ectoparásitos encontrados en los perros de fincas en

el departamento de Casanare, frecuencia y rango de intensidad en (paréntesis).34

Tabla 3. Pruebas realizadas a los 31 caninos muestreados. ............................... 37

Tabla 5 Constantes fisiológicas recolectadas en los 31 caninos examinados. .... 42

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 Clasificación taxonómica de los artrópodos* de importancia en Medicina

veterinaria............................................................................................................... 7

Figura 2 Regiones zoogeográficas y sus límites reconocidos en la actualidad. ..... 7

Figura 3 Esquema genérico de la superficie dorsal y ventral de una garrapata

dura. ....................................................................................................................... 9

Figura 4 Claves morfológicas para distinguir las pulgas a través las

características que presentan sus cabezas. ........................................................ 11

Figura 5 Trofozoitos de Babesia canis, cruz de malta (mitad) es la forma más

significativa. .......................................................................................................... 16

Figura 6 Trofozoito (Piroplasma) de B. canis en coloración de Giemsa. .............. 16

Figura 7 Insecto Triatomíneo................................................................................ 20

Figura 8 Mapa del departamento de Casanare, enfocando con rectángulos de

colores azul y rojo los municipios de Yopal y Aguazul. ........................................ 24

Figura 9 Ubicación de las fincas los Rosales y San Andrés en el municipio de

Yopal. ................................................................................................................... 25

Figura 10 Ubicación de las fincas La Ceiba, Union Charte, Flor Amarillo, Colinda

Primavera, La Veremos, Primavera, Los Malabares y La Porfiria, en el municipio

de Aguazul. .......................................................................................................... 25

Figura 11: Destrucción de los glóbulos rojos. ....................................................... 28

Figura 12: Deshemoglobinización de las muestras de sangre en azul de metileno

y agua. ................................................................................................................. 29

Figura 13: Preparación de la muestra de sangre. ................................................ 29

Figura 14: Tubo capilar heparinizado fragmentado en la división de glóbulos

blancos. ................................................................................................................ 30

Figura 15 Características morfológicas de Ctenocephalides felis (♦) ................... 35

Figura 16 Características morfológicas de Rhipicephalus sanguineus (♦). .......... 35

Figura 17 Características morfológicas en garrapatas machos de Amblyomma

cajennense (♦) ...................................................................................................... 36

Figura 18. Formas de trofozoitos de B. canis en extendidos de sangre capilar y

venosa con coloración de Giemsa vista en microscopio 100x (♦). ....................... 38

Figura 19. Hallazgo de una posible mórula perteneciente a un Ehrlichia sp

granulocitica ......................................................................................................... 39

Figura 20 Frotis sanguíneos delgados teñidos con naranja de acridina, se

evidencia el ácido nucleído de los tofozoitos de B. canis. .................................... 40

Figura 21 Hematocrito vs porcentaje de parasitemia capilar y venosa presente en

los 31 caninos examinados. ................................................................................. 40

Figura 22. Perro siendo examinado por Piedrahita, en busca de la presencia de

ectoparásitos. ....................................................................................................... 41

RESUMEN

Colombia es un país tropical con hábitats favorables para el desarrollo de ectoparásitos, en zonas rurales la población de perros se mantiene libre y con poca atención veterinaria. No hay estudios en la población canina del trópico colombiano que describa adecuadamente los parásitos artrópodos y su capacidad vectorial o su potencial zoonótico probable. Este estudio tuvo como objetivo determinar la presencia y frecuencia de los ectoparásitos y hemoparásitos en perros de fincas de las áreas rurales de los municipios de Aguazul y Yopal, Casanare, usando métodos parasitológicos de detección directa. Este estudio se basó en un muestreo intencional establecido en las explotaciones de la región. 31 perros de diferentes edades, razas y sexo fueron examinados y se tomaron muestras. Los animales fueron examinados para detectar la presencia de ectoparásitos, los cuales fueron recogidos para su posterior identificación, se tomaron muestras de sangre venosa y capilar, las cuales fueron procesadas por medio de las técnicas de frotis delgado, capa de glóbulos blancos, prueba de centrifugación de hematocrito (prueba de Woo) y la prueba de Knott. Los frotis se tiñeron con Giemsa y Naranja de Acridina para el examen de fluorescencia. 30/31 perros examinados tenían infestación con la pulga del gato Ctenocephalides felis, mientras que garrapatas se encontraron solo en cinco animales. La garrapata marrón del perro Rhipicephalus sanguineus fue encontrada en cuatro casos y Amblyomma cajennense en un solo caso. En cuanto a hemoparásitos, 20/31 de los perros muestreados fueron positivos a Babesia canis con parasitemia baja, mientras que otros individuos mostraron presencia de Ehrlichia canis en los diferentes tipos de frotis. Es de enfatizar que la aparición de estos organismos de circulación enzoótica en perros de esta área, se da por las condiciones climáticas que favorecen a la presencia de ectoparásitos. Las medidas para prevenir y controlar las enfermedades asociadas en estos perros de esta área deben ser consideradas para mejorar su bienestar.

Palabras claves: Caninos, enfermedades transmitidas por garrapatas, hemoparásitos, técnicas de parasitología.

ABSTRACT

Colombia is a tropical country with favorable habitats for the development of ectoparasites and in rural areas, the dog population remains free with little veterinary care. There are no studies in the dog populations of the Colombian tropic describing properly the parasitic arthropods and their vector competence or their likely zoonotic potential. This study aimed to detect the presence and frequency of ectoparasites and blood parasites of dogs kept on farms in rural areas of the foothills in the municipalities of Aguazul and Yopal in Casanare, using direct detection with and parasitological methods. The study was based on a purposive sampling based on volunteer farms in the region. 31 dogs of various ages, breeds and sex were examined and sampled. The animals were examined for the presence of ectoparasites, which were collected for later identification and samples of venous and capillary blood were collected, which were processed by the techniques of thin and thick smears, buffy coat smear, the haematocrit centrifugation test (Woo test) and the Knott test. Smears were stained with Giemsa and acridine orange for fluorescent examination. 30/31 of the examined dogs had infestation with the cat flea Ctenocephalides felis, while ticks were found only in five animals and four properties. The brown dog tick Rhipicephalus sanguineus was found in four cases and Amblyomma cajennense in one. Regarding blood parasites, 20/31 of the tested dogs were positive for Babesia canis but with low parasitemias, while eight individuals showed the presence of Ehrlichia canis in the different types of smears. It is emphasized that these organisms circulate enzootically in the dogs’ population in the area, due to climatic conditions that favour the presence of ectoparasites. Measures to prevent and control the associated diseases in dogs in the area should be considered to improve their welfare.

Keywords: Canine, Tick-borne diseases (TBD), Blood parasites, Parasitological techniques.

INTRODUCCIÓN

Los artrópodos que parasitan los animales domésticos tienen una gran importancia en medicina veterinaria y en salud pública, sobre todo aquellos con hábitos alimenticios hematófagos, ya que pueden transmitir agentes patógenos tanto para el hombre como para los animales (Rodrigues, Daemon y D’Agosto, 2001). Algunos de estos parásitos, como las garrapatas y las pulgas, están distribuidos ampliamente en el mundo, son de gran importancia en las regiones tropicales, debido a que este clima tiene características ideales para el desarrollo de su ciclo biológico (Rodrigues et al, 2001).

Las mascotas son importantes en la vida de las personas, principalmente los perros y los gatos, debido al papel que desempeñan como animales de compañía ya sea en áreas urbanas o rurales. Sin embargo, es fundamental hacer un trabajo preventivo con las mascotas para evitar en ellas la infestación de artrópodos que ponen en peligro no sólo la vida de estas sino de las personas que tengan contacto con estos animales y así evitar el riesgo de un problema zoonótico (Vargas, Soto, Rojas y Breña, 2004).

Es muy común que la población canina rural viva en condiciones inadecuadas porque sus dueños no le brindan la asistencia médica veterinaria requerida, situación que los expone a contraer diversas enfermedades por la presencia de parásitos que albergan en sus organismos. Las mascotas del sector rural no llegan a consulta con los médicos veterinarios por esta razón es desconocido el estatus sanitario en que se encuentra cada animal con respecto a la aparición de enfermedades y en menor proporción a la presencia de ectoparásitos y hemoparásitos (Vargas et al, 2004), en Colombia existe poca información acerca de este tema que es de suma importancia para la salud pública, ya que muchos de los ectoparásitos que se encuentran en las mascotas del área rural pueden ser transmisores de agentes potencialmente zoonóticos para las personas como lo es la babesiosis, que no se tiene en cuenta como patología de declaración obligatoria en el país (Buelvas, Alvis, Buelvas, Miranda y Mattar, 2008).

La información generada a partir de la caracterización de los diferentes ectoparásitos y hemoparásitos que se puedan encontrar en los caninos de las áreas rurales por medio del laboratorio, es de suma importancia para el correcto diagnóstico de la situación de las principales enfermedades que los afectan (Rodríguez, Galera, Domínguez, 2000).

Los resultados de estudios basados en este tema, además de generar conciencia sobre la presencia de los ectoparásitos y hemoparásitos en los caninos, evitara problemas subsecuentes que puedan afectar la salud general del animal, ya que los hábitos culturales y la forma que las personas actúan frente a las enfermedades muchas veces, no es la correcta favoreciendo de este modo la transmisión de agentes patógenos así como su permanencia en las zonas de riesgo (Oscherov, Milano y Roque, 2008).

1. OBJETIVOS

1.1 Objetivo General

Determinar presencia y características de hemoparásitos y ectoparásitos en una población de caninos del área rural en el Piedemonte Casanareño.

1.2 Objetivos Específicos

Diseñar y realizar un cuestionario para establecer el estatus sanitario de los caninos del área rural del Piedemonte Casanareño.

Caracterizar morfológicamente los diferentes ectoparásitos y hemoparásitos encontrados en la población de caninos del área rural del Piedemonte Casanareño a estudiar.

Validar pruebas para el diagnóstico directo de hemoparásitos en el laboratorio.

2. MARCO TEORICO

El perro, es uno de los animales domésticos que por tradición ha estado vinculado al hombre y sus actividades, estableciendo una situación entre hombre y animal donde se evidencia la sujeción del animal al ser humano, la mascota ofrece compañía, cooperación en actividades de la vida cotidiana, al tiempo que demanda de su dueño cuidados que van desde proveerle de alimento hasta ocuparse de su salud para evitar que las enfermedades afecten su organismo. Este en íntimo contacto se da en áreas tanto rurales como urbanas (Vargas et al, 2004)

Está estrecha situación implica que la salud del hombre se vea afectada por la salud de estos animales. La especie canina suele verse atacada por la presencia de ectoparásitos; que lo utilizan como fuente de alimento y morada; y a su vez van a ser vectores para la transmisión de otros organismos patógenos como los hemoparásitos, los cuales alteran sus sistemas fisiológicos, principalmente el circulatorio, lo que se deriva en fallas multisistémicas llevando a los animales a la muerte (Vargas et al, 2004; Pessoa, 2006).

La situación se hace más compleja porque los humanos a través del contacto con sus mascotas pueden adquirir el microorganismo de la babesia, a través del vector de la garrapata, huésped frecuente en los mamíferos. Esta patología es muy variada en los seres humanos. Algunos individuos pueden ser asintomáticos y otros presentar una enfermedad prolongada caracterizada por fiebres, escalofríos, malestar general, dolores musculares y debilidad general, comprometiendo el sistema inmune de las personas afectadas y exponiéndolos a contraer nuevas enfermedades (Angulo y Rodríguez, 2005; Pessoa, 2006).

Vale la pena ampliar las clasificaciones taxonómicas, ciclos vitales, relaciones parasitas entre vectores y huéspedes, nichos ecológicos de cohabitación así como las características morfológicas de los animales objeto de este estudio: ectoparásitos y hemoparásitos, para posteriormente, analizar su afectación en los otros seres vivos que se constituyen en sus huéspedes y cuya relación va a significar algunas patologías dignas de estudiarse y tratarse con el ánimo de mejorar la calidad de vida de las posibles poblaciones afectadas.

Un ectoparásito es un artrópodo, el cual hace parte del Phylum Arthropoda, actualmente es la comunidad más amplia y diversa del reino animal, debido a la evolución por la que ha pasado se estima que son cerca de 30 millones de especies que la conforman (Méndez, 1999; Rodríguez, Arece, Olivares y Roque, 2009). El nombre de este grupo significa “patas articuladas”, el cuerpo del artrópodo típico está compuesto por una serie de segmentos en el que se advierte un exoesqueleto o cubierta exterior que contiene quitina, (elemento duro) el cual va a proteger los órganos internos (Méndez, 1999).

En la mayoría de los artrópodos se observan tres regiones corporales: cabeza, tórax y abdomen esta morfología se observa particularmente en los insectos. Sin embargo, otros artrópodos han sufrido transformaciones evolutivas las cuales se caracterizan por la fusión de cabeza y tórax en una sola región

llamada cefalotórax. Esta característica se presenta en ácaros y garrapatas (Rodríguez et al, 2009).

Otros insectos presentan otras características morfológicas en cuanto a los apéndices locomotores que les permiten movilidad. El número puede variar dependiendo de los apéndices que requieren para su movilidad, así por ejemplo: la mayoría de los insectos presentan tres pares distribuidos a nivel del tórax y el abdomen y los arácnidos cuatro pares (Bowman, Lynn y Elberhard, 2004).

El Phylum Arthropoda se divide en varias clases, los artrópodos que se caracterizan por tener cefalotórax unido y los que presentan plenamente diferenciado: cabeza, tórax y abdomen. A continuación se detallarán otras características esenciales para su reconocimiento y clasificación (Bowman et al, 2004).

a. Clase Insecta: Aquí están los artrópodos más conocidos, a nivel de su morfología se caracterizan por presentar: un par de antenas, ojos compuestos, algunos de ellos poseen tres pares de patas y un par o dos pares de alas (en la fase adulta). Su respiración es de tipo traqueal. A nivel reproductivo unos necesitan del agua para su reproducción, en tanto que otros pueden efectuar este ciclo independiente del agua. (Méndez, 1999; García, 2005).

b. Clase Crustacea: Estos artrópodos no poseen una cabeza definida, apéndices articulados al abdomen, casi siempre, tienen un carapacho o caparazón dorsal, respiración traqueal, su reproducción está ligada al agua o a micro ambientes húmedos (Méndez, 1999; García, 2005).

c. Clase Diplópoda y Chilopoda: Son conocidos como los artrópodos de

múltiples extremidades. Los primeros, se identifican por tener un cuerpo cilíndrico y con muchos segmentos; algunos de los cuales tienen dos pares de patas. Los segundos se caracterizan por su cuerpo aplastado dorsoventralmente y provisto de un solo par de patas por cada segmento. Un ejemplo de estos animales son los comúnmente denominados “cienpies” (Méndez, 1999).

d. Clase Pentastomida: Estos artrópodos se llegan a localizar en los

pulmones y conductos nasales de ciertos mamíferos carnívoros, reptiles, aves, peces y anfibios. Las larvas son compactas y poseen dos pares de patas que pueden estar reducidas y con garras al final de estas, por lo que tienen cierto parecido a los ácaros; los adultos presentan dos pares de ganchos quitinosos en su región bucal, su cuerpo es alargado, semi anillado, cilíndrico o deprimido dorsoventralmente y desprovisto de extremidades (Méndez, 1999).

e. Clase Arachnida: No poseen antenas, los ojos son simples de 1 a 6

pares de ojos. Poseen cefalotórax y abdomen; apéndices bucales especiales (quelíceros), por lo cual no poseen mandíbulas verdaderas, (Cordero, Rojo, Martínez, Sánchez et al, 1999).

Subclase Acari de los arácnidos: A parte de poseer las características anteriormente descritas se diferencian por tener un cuerpo semi-redondo u ovalado que no está segmentado. Las larvas tienen tres pares de patas articuladas y los adultos tienen cuatro pares; en este grupo están los ácaros los cuales poseen un cuerpo delicado y membranoso, en la terminación de las patas poseen ventosas o garras; aquí también se encuentran las garrapatas las cuales poseen un cuerpo más consistente y apergaminado y al final de sus patas tienen garras (Cordero et al, 1999). Las garrapatas pueden trasmitir un número de patógenos nuevos o reemergentes ya sea virus, bacterias y protozoos que afectan la salud del huésped (Cordero et al, 1999; Venzal, Castro, Cabrera y Guglielmone, 2003)

La mayoría de los artrópodos son parásitos, las condiciones que los condujeron hacia el parasitismo probablemente se debió a la necesidad de alimento, alojamiento bien sea en forma permanente, temporal u ocasional. Los parásitos hematófagos, se alimentan por medio de la succión de sangre, se presentan cuatro clases de parásito: el obligado y permanente, el temporal, el facultativo y el periódico (Venzal et al, 2003, Rodríguez et al, 2009)

En la primera clase se encuentran los piojos, los cuales dependen de su huésped para vivir. La segunda clase de parásitos son los que se alimentan ocasionalmente de un huésped, como las pulgas y mosquitos entre otros. En la tercera clase están los parásitos que ocasionalmente se alimentan de su huésped ya que ellos son capaces de vivir libremente y completar su ciclo de vida sin depender de otro ser vivo. Tal es el caso de algunas moscas, que pueden colocar sus huevos para que sus larvas se desarrollen en material orgánico sano o en descomposición (heridas presentes en animales o seres humanos). Por último están los de vida periódica los cuales se pueden alimentar del huésped en una etapa o ciclo de su vida, como es el caso de las coloradillas, estos animales sólo son hematófagos en la vida adulta (Méndez, 1999).

2.1 Ciclo de vida de los artrópodos

Ciclo de vida Hemimetábolo: Está compuesto por una fase larvaria y una adulta. Estas etapas son similares morfológicamente. La diferencia esencial entre una y otra es que en la fase inicial no aparecen alas ni se produce madurez sexual, estas características aparecerán en la adultez de la especie (Ward y Stanford, 1982; Belles, 2011).

Ciclo de vida holometábolo: Está compuesto por cuatro fases morfológicas a saber: huevo, larva, pupa y adulto, cada una es esencialmente distinta de la otra, la mayor trasformación se presenta de pupa a adulto, ciclo que suele finalizar en algunos individuos en días y en otros en meses (Ward et al, 1982; Belles, 2011).

2.2 Relación de los artrópodos en medicina veterinaria

Los artrópodos son de interés en medicina veterinaria, una relación de los más importantes se representan en la figura 1, puesto que se constituyen en parásitos de los animales domésticos; siendo transmisores de diferentes agentes patógenos los cuales se describirán más adelante (Peribáñes, Gracia y Ferrer, 1997).

La transmisión de estos agentes al huésped se puede dar de manera activa o pasiva. La primera ocurre cuando el artrópodo pica a un huésped para alimentarse y al mismo tiempo está inoculando o transfiriendo agentes patógenos. La segunda ocurre ocasionalmente cuando el huésped ingiere al artrópodo; por citar un ejemplo, cuando un perro en forma accidental tritura e ingiere una garrapata contaminada con esporozoítos de Hepatozoon canis, estos van a penetrar la pared intestinal y pasan a la sangre o linfa. Se transportan hasta las células endoteliales del sistema mononuclear fagocítico (SMF) en diferentes órganos, donde se alojan en los neutrófilos y los monocitos para continuar con su ciclo de vida (Peribáñes et al, 1997; Baneth, Samish y Shkap, 2007).

2.3 Distribución geográfica de los artrópodos

Los artrópodos que afectan a los animales domésticos y silvestres se distribuyen en el planeta acorde con el concepto de las regiones zoogeográficas (Newton y Dale, 2001), las que son ilustradas en la figura. 2. La región paleo ártica comprende Europa, gran parte de Asia al norte del Himalaya, norte de África y las zonas norte y central de la Península Arábiga. La región Neo ártica que se extiende desde América del norte hasta el sur de México. La región Afro tropical abarca el sector sur de África hasta el desierto del Sahara, la parte sur de Arabia, así como Madagascar. La región Neo tropical comprende la zona baja costera del sur de México, Centro América, Sur América y las Antillas. La región Australiana está representada por Australia, Nueva Zelandia, Tasmania y Nueva Guinea. La región Indo malaya la cual se extiende desde la India, sur de China, Camboya, Vietnam, Laos, Corea e islas adyacentes. La región Antártica como su nombre lo indica está conformada por el continente antártico. La región Oceánica la conforman todas las islas de Pacífico sur (Newton y Dale, 2001).

Figura 1 Clasificación taxonómica de los artrópodos* de importancia en Medicina veterinaria.

Adaptado de: Peribáñes et al (1997); Méndez (1999); Bowman et al (2004).

Nota: *Los artrópodos incluidos en este esquema son importantes porque causan problemas en los animales domésticos (mamíferos) y pérdidas económicas para sus dueños.

2.4 Ectoparásitos en caninos

Los perros son animales de compañía en todo el mundo y los artrópodos que viven como ectoparásitos en ellos son: las pulgas, las garrapatas, los piojos y los ácaros los cuales pueden producir enfermedades que deterioran su salud y provocar un potencial zoonótico para la salud de las personas que los rodean (González, Castro, González, 2004; Ugbomoiko, Ariza, Heukelbach, 2008; Xhaxhiu, Kusi, Rapti et al, 2009).

Figura 2 Regiones zoogeográficas y sus límites reconocidos en la actualidad.

Tomado de: Newton y Dale (2001).

2.4.1 Garrapatas

Estas pertenecen a clase Arachnida, al orden Acari y al suborden Ixodida, son ectoparásitos obligados hematófagos de un gran número de vertebrados, como anfibios, reptiles, aves, mamíferos e incluso los humanos, por lo que se les considera que tienen la capacidad de transmitir agentes patógenos a su huésped como bacterias, nematodos, rickettsias, protozoos y virus (González et al, 2004). Necesitan alimentarse de sangre para completar su desarrollo y completar su complejo ciclo de vida. Algunas especies de garrapatas tienen sus huéspedes variados, otras en cambio, sólo se alimentan de una especie única (Faccioli, 2011).

En la actualidad existen más de 893 especies de garrapatas descritas a nivel mundial. Están divididas en tres familias: Ixodidae (garrapatas duras), Argasidae (garrapatas blandas) y Nuttalliellidae esta última sólo está presente al sur de África a diferencia de las dos primeras cuya distribución se hace presente en todas las regiones zoogeográficas. A nivel mundial del grupo Ixodidae se conocen al menos 58 especies de garrapatas encontradas como parásitos del perro (Muños y Casanueva, 2001; Horak, 2009; Guglielmone, Robbins, Apanaskevich, et al, 2010).

Familia Ixodidae

Se caracterizan por tener un escudo quitinoso por esto se les conoce como garrapatas duras. En este grupo se pueden encontrar unas 702 especies en todo el mundo, dentro de estas especies se encuentran algunas que pueden parasitar al perro a nivel mundial (Muños y Casanueva, 2001; Faccioli, 2011).

A nivel taxonómico (Figura 3) esta familia se caracteriza por tener (A) un capítulo el cual está compuesto por (C) el hipostoma (pieza que se fija al huésped); y (D) los palpos; (B) base del capítulo (E); escudo puede ser liso u ornamentado; (F) coxales, son los segmentos basales de las patas y se numeran de I al IV siendo I el más cercano al capítulo; (G) espolones coxales son proyecciones localizadas en el borde posterior de los coxales; en los adultos se encuentran 4 pares y en las ninfas 3 pares de patas. Las hembras en la parte ventral poseen (H) un poro genital ubicado en medio de los coxales; (I) un surco anal, el cual es una ranura semicircular que rodea el ano en algunas especies. (J) Las placas de los espiráculos se ubican en la parte ventral por detrás de la coxa IV en los bordes laterales y le sirven para respirar; (K) los festones se ubican en el borde posterior y son ranuras definidas las cuales les permiten adherirse a su presa; (L) placas ventrales son visibles en los machos adultos; (M) ojos son marcas ovoides ubicadas en los bordes laterales del escudo. Otras garrapatas son ciegas y carecen de dichas marcas (Quiroz, 1990; Koneman, et al, 2006; Faccioli, 2011).

Las garrapatas de la familia ixodidae tienen un dimorfismo sexual y su ciclo biológico consta de cuatro estadios: huevo, larva, ninfa y adulto. El desarrollo de las garrapatas ocurre en uno, dos o tres huéspedes hace que se denominen garrapatas de varios huéspedes. Con frecuencia las larvas y ninfas se alimentan de pequeños y medianos mamíferos, mientras que los adultos lo hacen en especies de mayor tamaño. Las ninfas y hembras sólo se alimentan una vez, las hembras en la adultez producen una gran masa de huevos y

mueren. Las larvas y ninfas alimentadas de mamíferos necesitan entre 3 a 8 días para nutrirse, mientras que las alimentadas de reptiles requieren unos días más (Cordero et al, 1999)

Figura 3 Esquema genérico de la superficie dorsal y ventral de una garrapata dura.

Tomado de: Koneman, et al (2006).

Las hembras adultas que parasitan aves y mamíferos requieren usualmente 7-12 días. Los machos, se comportan de manera diferente, se alimentan intermitentemente, tomando pequeñas cantidades de sangre y permaneciendo en el hospedador por semanas o meses. Algunas garrapatas dependen exclusivamente del perro y del hábitat doméstico para aumentar sus poblaciones mientras que otras utilizan varios huéspedes silvestres (Cordero et al, 1999; Faccioli, 2011).

Familia Argasidae

Las garrapatas pertenecientes a esta familia se identifican por no poseer un escudo quitinoso y se les conoce como garrapatas blandas. En este grupo se pueden encontrar unas 193 especies en todo el mundo. Es pertinente estudiar más a fondo esta familia ya que unas 133 especies están en duda de si pertenecen o no a este grupo (Guglielmone et al, 2010; Faccioli, 2011).

La morfología de esta familia se identifica por tener el capítulo en el tercio anterior ventral, sus palpos son flexibles. En lugar de escudo presentan una cutícula dorsal que se extiende por todo el cuerpo; está es estriada y con abultamientos regulares, expansibles en el momento de ingesta de sangre por parte de la garrapata. Esta especie presenta hábitos alimenticios nocturnos y toma el alimento en pequeñas cantidades, en forma repetitiva. Otra característica particular, de esta especie es la presencia de una abertura anal y genital ubicada en la mitad del cuerpo (Guglielmone et al, 2010; Faccioli, 2011).

Las garrapatas de esta familia presentan escaso dimorfismo sexual y su ciclo biológico, es semejante al de otras especies, consta de cuatro estadios: huevo, larva, ninfa (en esta etapa la especie puede tener varios estadios) hasta llegar a adulto. El ciclo alimenticio de las ninfas y adultos es de aproximadamente 30 minutos prolongándose por varias horas, sobre los hospederos de quienes se alimentan (Faccioli, 2011). Es frecuente encontrarlas en nidos y madrigueras de mamíferos (Iraola, 1998).

2.4.2 Pulgas

Las pulgas son el ectoparásito más común en todo el mundo y afecta a diferentes animales incluyendo al ser humano. Pertenecen a la familia Arthropoda, clase Insecta, orden Siphonaptera, existen más de 2.200 especies y subespecies de pulgas, pero solo 6 especies infestan a los animales domésticos en especial a las mascotas (García y Suárez, 2010)

Las especies más frecuentes como huéspedes de perros son Ctenocephalides felis conocida como la pulga del gato y Ctenocephalides canis conocida como la pulga del perro (Blagburn y Dryden, 2009).

La morfología de estos insectos se caracteriza por ser pequeños de 1,5 a 3,3 mm de largo, no poseen alas, son de color oscuro; su cuerpo en la parte lateral es delgado lo que les permite desplazarse con facilidad a través de los pelos o plumas del cuerpo del huésped. El cuerpo de este parásito se divide en tres regiones: cabeza, tórax y abdomen; la cabeza de las pulgas es importante para poder diferenciar una especie de otra (figura. 4), poseen antenas cortas y gruesas que se ubican detrás de los ojos, la mayoría de especies presentan ojos simples y otras no los tienen, cuentan con un mecanismo bucal de tubos especialmente adaptado para poder alimentarse de la sangre de sus huéspedes; el tórax es compacto y bastante grande en donde se insertan las patas las cuales están especializadas para saltar y se componen de un fémur grande y grueso y tarsos que terminan en dos garras, las cuales tienen características especiales para la identificación de cada especie (Foreyt, 2001; García et al, 2010; Dobler y Pfeffer, 2011).

Figura 4 Claves morfológicas para distinguir las pulgas a través las características que presentan sus cabezas.

Adaptado de: Foreyt (2001).

Las pulgas, cuentan con un ciclo biológico holometábolo, el cual tiene una metamorfosis completa que pasa por cuatro estadios: huevo, larva, pupa y adulto. El desarrollo de este ciclo varia de una especie a otra y depende de la temperatura, la humedad y la alimentación; comienza con el apareamiento sobre el huésped comúnmente, las hembras ponen hasta 25 huevos por día y un total de millones durante toda su vida, estos maduran entre 2 a 25 días dependiendo de la temperatura y la humedad. Cuando las larvas emergen pasan por tres estadios que duran de 2 a 3 semanas. El último estadio larval teje un capullo convirtiéndose en pupa, la cual es termo resistente, para luego, emerger como adulto en un lapso de una semana a varios meses; dependiendo de la presencia del huésped (García et al, 2010; Dobler y Pfeffer, 2011).

Entre las enfermedades más importantes de los animales de compañía que transmiten las pulgas son parasitosis como dipilidiosis canina agente causal Dipylidium caninum y la hemobartonelosis agente causal Haemobartonella felis (García et al, 2010).

2.4.3 Piojos

Los piojos, vienen de la clase Insect, del orden Phthiraptera, y se dividen en dos grupos taxonómicos: Anoplura (piojos chupadores) Mallophaga (piojos que pican o mastican), son una amenaza para la salud de las mascotas, el ganado y el ser humano; no sólo, por sus hábitos de morder o picar para chupar sangre, sino por su habilidad de transmitir patógenos (Hopla, Durden y Keirans, 1994; Pesante, 2011).

Los miembros del grupo Anoplura tienen aproximadamente unas 400 especies, son ectoparásitos hematófagos obligados en varios mamíferos y por ende son los más importantes ya que se considera que son los que más patógenos pueden transmitir a sus huéspedes. Cuentan con una garra en forma de pinza al final del tarso que les ayuda agarrarse a los pelos del huésped (Pesante, 2011).

El grupo de los Mallopahaga cuenta con unas 4.000 especies, las cuales, parasitan a sus huéspedes para obtener alimento. De los mamíferos se alimentan de la piel y sus subproductos, de las aves se nutren de sus plumas y de su piel. Unos cuantos como Heterodoxux spiniger “piojo del perro” se alimenta de sangre; estos poseen largas patas que les ayudan en sus desplazamientos ya sea por las plumas o por los pelos de los huéspedes (Bowman et al, 2004; Pesante, 2011). Su ciclo biológico se compone de tres estadios: huevo, ninfa y adulto. Los huevos son adheridos por la hembra en la raíz del pelo o las plumas y requieren varias semanas para la eclosión de las ninfas.

El desarrollo de las ninfas está en relación con la clase a la que pertenecen así: (Las ninfas Anoplura) para su evolución requieren esencialmente de sangre. Las (ninfas de Mallopahaga) en su desarrollo requieren derivados tegumentarios epidérmicos. Ambas especies para su óptimo desarrollo requieren de condiciones especiales de humedad y temperatura, para llegar a la adultez, el macho adulto puede llegar a vivir entre 40 a 44 días y las hembras entre 45 a 50 días (Bowman et al, 2004; Pesante, 2011).

Los piojos de interés en el ámbito de la veterinaria son los Anoplura y los Mallophaga ambos se clasifican en cinco familias así: los Anoplura en Haematopinidae, Hoplopleuridae, Linognathidae, Pedicinidae y Polyplacidae. Los Mallophaga en, Boopiidae, Gyropidae, Manoponidae, Philopteridae y Trichodectidae (Pesante, 2011).

El piojo masticador del perro, Trichodectes canis típicamente infesta la cabeza, cuello y la cola de los canes, se adhieren a la base del pelo utilizando sus garras y mandíbulas. Los piojos chupadores como el Linognathus setosus infestan principalmente cabeza, cuello, y debajo de los collares del perro. El Heterodoxux spiniger, a diferencia de los otros, puede ser encontrado en cualquier parte del huésped (Dantas-Torres y Figueredo, 2007; Pesante, 2011).

2.4.4 Ácaros

Los ácaros pertenecen al phylum Arthropoda, clase Arachnida y subclase Acari. Se han catalogado aproximadamente en 30.0000 especies, las cuales según su ubicación pueden ser ectoparásitos y endoparásitos. A nivel de la medicina veterinaria estos parásitos ameritan profundos estudios para su tratamiento y erradicación ya que son vectores de agentes patógenos, virales y bacterianos que parasitan a los mamíferos domésticos, produciendo en estos acariasis. La estrecha relación de los mamíferos infectados con ácaros se traduce en acariosis para el ser humano (Peribáñes et al, 1997).

Los ácaros están divididos en tres órdenes Mesostigmata, Prostigmata y Astigmata, estos últimos son objeto de estudio en medicina veterinaria. De

acuerdo a su localización en el huésped de conocen como “ácaros excavadores y no excavadores” (Peribáñes et al, 1997; Steen, Carbonaro, y Schwartz, 2004; Jofré, Noemí, Neira et al, 2009). Los ácaros excavadores que afectan a los caninos son del género Sarcoptes, y el agente especifico es Sarcoptes scabiei var canis, típico excavador, causante de la sarna sarcóptica son pequeños miden de 0,3 a 0,5 mm, con patas muy pequeñas, dos primeros pares sobresalen del cuerpo, cavan galerías las cuales pueden llegar hasta el estrato germinativo de la epidermis provocando reacciones inflamatorias en los animales que parasitan; suelen alimentarse de líquidos tisulares, ciclo biológico de los excavadores se lleva a cabo exclusivamente en la piel del huésped, las hembras, después de la copula colocan huevos que al eclosionar producen las larvas y se reinicia el ciclo biológico, con nuevas excavaciones, nuevas galerías y por ende la proliferación de la especie (Peribáñes et al, 1997).

Los ácaros no excavadores como su nombre lo indica no penetran la dermis para alimentarse o llevar a cabo su ciclo biológico, permanecen en la superficie de la piel del huésped donde se alimentan de linfa, sangre o escamas; estos tienen patas más largas que los ácaros excavadores. El género Demódex no cava galerías se encuentra en los folículos pilosos y las glándulas sebáceas, el agente que produce la sarna demodécica en caninos es Demódex canis (Peribáñes et al, 1997; Jofré et al, 2009), otro acaro que afecta a los caninos y se encuentra en la oreja de estos es Otodectes cynotis que produce una otitis pruriginosa (Peribáñes et al, 1997; Dantas-Torres, Figueredo y Faustino, 2004; Jofré et al, 2009).

2.5 Conocimientos de epidemiologia y distribución de ectoparásitos en caninos

La identificación de los grupos a los que pertenecen las diferentes especies de parásitos de los animales domésticos como en el perro se determina por listas taxonómicas o claves taxonómicas ya determinadas y por algunas pruebas moleculares como lo es la reacción en cadena polimerasa (PCR, por sus siglas en ingles Polymerase Chain Reaction), para tener una clasificación más exacta a la hora de clasificar la subespecie (Rodríguez, Gern, Rais et al, 2009). La frecuencia y ocurrencia de parásitos externos en caninos se ha estudiado en algunas partes del mundo algunos ejemplos son:

En Corea del sur, en la ciudad de Gwang-ju, se estudió la incidencia de infestación por ectoparásitos en 103 perros callejeros en un refugio de la ciudad. (Chee, Know, Cho et al, 2008) Los resultados revelaron que el parasito más prevalente fue Otodectes cynotis, seguido por Sarcoptes scabei var canis, Ctenocephalides canis entre otros. La investigación permitió detectar por primera vez en el país la aparición de Trichodectes canis, Por su parte Ugbomoiko et al. (2008) trabajando en los estados de Kwara en Nigeria central, examinaron 396 perros de zonas urbanas y rurales, identificarón nueve especies de ectoparásitos tres especies de pulgas (C. canis, Pulex irritans, Tunga penetrans), tres especies de ácaros (Demodex canis, Otodectes sp, Sarcoptes scabiei var canis), dos especies de garrapatas (Rhipicephalus sanguineus, Ixodes sp) y una especie de piojo (Trichodectes canis).

En Suramérica se ha estudiado la frecuencia de estos ectoparásitos en algunas localidades. En Brasil en la ciudad de Juiz de Fora en Minas Gerais, Rodrigues et al. (2008) estudió la ocurrencia de ectoparásitos en 101 perros de una zona de expansión urbana, identificó el parasito con mayor prevalencia como el C. felis, seguido por la pulga Rhopalopsyllus lutzi entre otros ectoparásitos, destacó la presencia de la pulga R. lutzi debido a que esta no es frecuente en animales domésticos sino es propia de huéspedes silvestres.

En Chile, se realizó un estudio de recolección de ectoparásitos en 40 perros en el poblado de San Juan Bautista, en la isla de Robinson Crusoe, allí se observó que las pulgas (C. canis, C. felis y Pulex irritans) eran el ectoparásito más abundante. Se destacó la presencia de un individuo de R. sanguineus, hallazgo que implica el establecimiento de esta especie en ese lugar (González, Moreno, Hermosilla, 2008).

En Colombia la primera descripción académica sobre las diferentes garrapatas que presentaba el territorio nacional la hizo Osorno en el año de 1940, el cual describía unas claves taxonómicas para su clasificación, haciendo énfasis en la presencia de R. sanguineus en la ciudad de Bogotá. Desde esa época hasta el día de hoy gracias a los estudios de López (1984) y del Disease vector ecology profile (1998), se tiene descrito el tipo de garrapata y pulga que afectan a los caninos en Colombia.

Garrapatas: Amblyomma auricularium, Amblyomma cajennense, Amblyomma maculatum, Amblyomma ovale, Amblyomma triste, Rhipicephalus sanguineus, Rhipicephalus microplus.

Pulgas: Ctenocephalides canis, Ctenocephalides felis felis, Pulex irritans, Tunga penetrans,

El hospital veterinario de la universidad de Caldas, en el 2007 llevó a cabo un estudio epidemiológico en 140 perros y 30 gatos donde se recolectaron 3698 pulgas, donde se identificaron C. felis en un 94,2%, P. irritans en un 5,8% y un solo ejemplar de Xenopsylla cheopis (Cañon y Pérez, 2010).

2.6 Hemoparásitos en caninos

En este tema se profundizara en los hemoparásitos que fueron hallados durante la investigación haciendo énfasis en sus ciclos biológicos.

Los hemoparásitos, son organismos parasitarios intracelulares obligatorios de las células sanguíneas provenientes de diferentes agentes etiológicos, se trasmiten a los animales domésticos por vectores mecánicos y biológicos. La distribución geográfica de los hemoparásitos es mundial aunque tienen una mayor frecuencia en países tropicales o subtropicales, en razón de las condiciones de humedad, temperatura y luminosidad de estas latitudes del planeta, las cuales permiten la supervivencia de los ectoparásitos y su difusión como agentes vectores (Angulo y Rodríguez, 2005; Prada y Crespo, 2006).

2.6.1 Babesiosis canina

Es una enfermedad que afecta a los caninos de todo el mundo causada por un género de Babesia, es un protozoo unicelular del Phylum Apicomplexa, orden Piroplasmida, familia Babesiidae (Smith, 1978), se encuentra en el interior de los eritrocitos en forma de trofozoitos la mayoría de veces son piriformes ver figura. 5, también, es frecuente encontrar formas libres en el citoplasma. Este protozoo está formado por un núcleo relativamente grande y un protoplasma que se tiñe de color azul y la cromatina roja cuando se utiliza la coloración de Giemsa ver figura. 6 (Smith, 1978; López, 1994; Pessoa, 2006; Suárez, González y Santamaría, 2011).

La forma en que este protozoo entra al cuerpo del huésped (canino) se da por medio de la mordedura de la garrapata R. sanguíneus la cual toma sangre de otros huéspedes con eritrocitos infectados, haciendo que B. canis lleve su ciclo de vida en el tracto digestivo de la garrapata, B. canis comienza como un zigoto después pasa a meronte el cual va a traspasar la pared del aparato digestivo al hemoceloma (cavidad del cuerpo de la garrapata donde se encuentra la hemolinfa) y se va a desarrollar en merozoito. Cuando la garrapata se alimenta de la sangre del huésped (canino), los merozoitos infectan las glándulas salivales de la garrapata y se producen esporozoitos, los cuales entran a la sangre e infectan a los eritrocitos donde se desarrollan como trofozoitos y empiezan la replicación en estos. Los merozoitos pueden entrar a los ovarios de la garrapata haciendo que las larvas de las garrapatas al eclosionar los huevos ya estén infectadas, haciendo un ciclo infinito (Zarate, 2006).

Durante años se asumió que las únicas especies capaces de infectar a los perros eran Babesia canis forma grande y Babesia gibsoni forma pequeña, aun así, investigaciones recientes a nivel molecular permitieron encontrar tres subespecies reconocidas de B. canis, las cuales presentan variaciones importantes en los signos clínicos, distribución geográfica y especificidad vectorial. Babesia canis canis transmitida por D. reticulatus en Europa, considerada como moderadamente patogénica, Babesia canis vogeli transmitida por R. sanguineus en las zonas tropicales y subtropicales, con una patogenicidad intermedia y Babesia canis rossi transmitida por Haemophysalis longicornis en Sudáfrica, con una patogenicidad alta (Carret, Walas, Carcy, et al, 1999; Suárez et al, 2011).

Pese a la clasificación de las especies mencionadas, en Brasil solo se reporta B. canis como única especie situación comprobada a través de estudios de caracterización genética (Bicalho, Pasos y Ribeiro, 2002). A pesar de R. sanguíneus es el principal vector de la babesiosis canina en Brasil, se observó la presencia de estos parásitos en otras garrapatas como R. microplus y A. cajennense (Bebber, Peixoto, Dutra, et al, 2011).

Figura 5 Trofozoitos de Babesia canis, cruz de malta (mitad) es la forma más significativa.

Tomado de: Quiroz (1990).

Figura 6 Trofozoito (Piroplasma) de B. canis en coloración de Giemsa.

2.6.2 Rangela vitalii

Este es un protozoario intracelular descrito por Carini en 1908 en Brasil y hasta la fecha solo este país reporta su presencia; es transmitida por garrapatas del genero Amblyomma aureolatum y Rhipicephalus sanguineus (Caino, Uliana, Trauder et al, 2011; Soares, Girotto, Brandao et al, 2011). Afecta principalmente a animales jóvenes de zonas rurales, especialmente en los meses más cálidos del año (Caino et al, 2011).

La enfermedad es conocida como “nambiuvú”, “oídos con sangre” ya que este es uno de los signos clínicos clásicos que presenta. Actualmente los caninos infectados (Soares et al, 2011) pueden presentar los siguientes signos: mucosas pálidas, seguido por ictericia, fiebre intermitente, apatía, anorexia, pérdida de peso, esplenomegalia, hepatomegalia, linfoadenomegalia, edema subcutáneo de las extremidades traseras y petequias en las mucosas (Caino et al, 2011).

2.6.3 Ehrlichiosis canina monocitotrópica

Es causada por una rickettsia del genero Ehrlichia, especie Ehrlichia canis, infecta a las células del sistema mononuclear fagocitario más concretamente a los monocitos y algunos tipos de linfocitos circulantes, es una enfermedad canina de distribución mundial, con un diagnóstico difícil debido a que presenta diferentes fases y múltiples manifestaciones clínicas. Se debe sospechar de la enfermedad cuando un perro vive o ha sido expuesto a una región endémica con previa exposición a garrapatas, debido a los síntomas que provoca en los

perros se le conoce como pancitopenia canina tropical, ricketsiosis canina, fiebre hemorrágica canina, enfermedad del perro rastreador, tifus de la garrapata canina, desorden hemorrágico. Su diágnostico se hace por medio de las técnicas tradicionales que incluyen hematología, citología, serología y aislamientos estas técnicas son valiosas herramientas de diagnóstico, sin embargo el diagnóstico definitivo para E. canis es por medio de técnicas moleculares (Harrus y Waner, 2011; Tesouro y Sainz, 2001).

La clasificación taxonómica de las Ehrlichias, fue modificada a inicios del milenio (Dumler, Barbet, Bekker et al. 2011), quienes propusieron una reorganización de estas especies, a través de una clasificación genética, se eliminó a la familia Rickettsiaceae y se incorporaron las especies que la conformaban a la familia Anaplasmataceae. Dentro de esta se encuentran los géneros de Ehrlichia, Anaplasma, Cowdria y Neorickettsias, en este orden de ideas la nueva clasificación es familia Anaplasmataceae, genero Rickettsiales del Philium Proteobacteria. Esta reorganización incluye la modificación para las especies incluidas en los géneros anteriormente nombrados:

Género Ehrlichia se incluye la especie Ehrlichia ruminantium antes conocida como Cowdria ruminantium, E. canis, Ehrlichia chaffeensis, Ehrlichia ewingii y Ehrlichia muris.

Género Anaplasma, se amplia para incluir Anaplasma phagocytophilum antes conocida como Ehrlichia phagocytophila, Anaplasma bovis antes conocida como Ehrlichia bovis y Anaplasma platys antes llamada Ehrlichia platys, continúan incluidas en este género Anaplasma marginale, Anaplasma centrale y Anaplasma caudatum.

Género Neorickettsia se incluyen las especies Neorickettsia risticii antes conocida como Ehrlichia risticii y N. sennetsu antes conocida como Ehrlichia sennetsu.

El ciclo biológico de E. canis, se presenta cuando una garrapata de R. Sanguineus se alimenta de la sangre de un perro un infectado, a su vez pica a otros perros propagando la bacteria. La picadura infectada inyecta al torrente sanguíneo las formas coloides e elipsoides de ehrlichia la cual puede tener un diámetro aproximado entre 0,5 y 0,9 micras (Waner y Harrus, 2000; Benavides y Ramírez, 2003; Greene, 2007), unas vez ingresan al torrente sanguíneo y linfático se localizan en los macrófagos del sistema retículo-endotelial del bazo, hígado y ganglios linfáticos, lugares donde se replica por fusión binaria, desde allí las células mononucleares infectadas, diseminan a las ehrlichias hacia otros órganos del cuerpo. Esta es la fase aguda la cual puede durar entre 2 y 4 semanas. Cuando el perro enfermo no recibe tratamiento o este es inadecuado, puede desarrollarse la fase subclínica que aunque sin signos clínicos, su recuento de plaquetas es bajo y los animales infectados se transforman en portadores sanos por un periodo que puede llegar hasta los 3 años (Greene, 2007).

2.6.4 Anaplasma platys

Antes conocida como Ehrlichia platys es el agente causal de la trombocitopenia cíclica infecciosa canina (ICCT por sus siglas en ingles), es una bacteria gram-

negativa intracelular obligada; Su tamaño es pequeño se considera como agente específico de los perros, al entrar al torrente sanguíneo infecta las plaquetas, dicha infección se puede presentar por la picadura de una garrapata infectada de la especie R. sanguineus, o por transfusiones de sangre. Actualmente A. platys se ha descrito en muchas partes del mundo (Dumler et al, 2001; Beaufils, Inokuma, Martin, et al, 2002; Lorente, 2006).

2.6.5 Dirofilaria immitis

Es un nemátodo perteneciente al Phylum Nemathelmithes, Familia filariidae, genero Dirofilaria y especie immitis, el cual es transmitido por mosquitos vectores perteneciente a los géneros Aedes, Anopheles, y Culex que actúan como huéspedes intermediarios. Los mosquitos infectados al momento de alimentarse transmiten la enfermedad a los huéspedes definitivos como el perro, gato, zorro, lobo y como huésped accidental al hombre en el cual no completan el desarrollo biológico (Bowman y Atkins, 2009).

Esta enfermedad es de distribución mundial, aun así, los factores climáticos de las zonas tórridas en los climas templados con presencia de humedad y aguas estancadas favorecen el desarrollo de este nematodo. El perro es su principal huésped, la forma adulta se localiza en la arteria pulmonar y en el ventrículo derecho del corazón, y su forma larval recorre el torrente sanguíneo (Corimanya, Chávez, Casas y Díaz, 2004).

2.6.6 Hepatozoonosis canina

Esta es una enfermedad parasitaria sistémica causada por dos protozoos parasitarios sanguíneos del Phylum Apicomplexa, Familia Haemogregarinidae, género Hepatozoon, especie canis y americanum, los cuales afectan el sistema circulatorio y linfático del perro, cuando este ingiere la garrapata infectada, de la especie R. sanguineus y A. maculatum contaminadas con ooquistes (Cairo, Font, Gorraiz et al, 1994; Little, Allen, Johnson et al, 2009). Una vez establecida en su huésped afecta los leucocitos y los tejidos parenquimatosos. La especie H. canis ha sido observada en varios continentes y países: África, Europa, Estados Unidos, Asia, Brasil y Colombia, la garrapata que lo transmite es R. sanguineus (Pessoa, 2006; Mateus, Cala, Vargas et al, 2007; Vargas, André, Munhoz et al, 2012), por su parte la especie H. americanum hasta el momento solo se ha descrito infectando a caninos de Estados Unidos, el diagnóstico de esta especie de hepatozoon infectando caninos fuera de este país no ha sido reportado todavía (Little et al, 2009).

2.6.7 Leishmaniasis visceral canina

Es una enfermedad zoonótica infecciosa de evolución crónica causada por un protozooario flagelado del genero Leishmania parásito intracelular obligado que infecta una gran variedad de mamíferos incluido el hombre, dependiendo de la Leishmania involucrada en la infección y la respuesta inmunológica del huésped puede causar diferentes manifestaciones clínicas las cuales se conocen con un nombre especifico como leishmaniasis cutánea, visceral y difusa, siendo las dos últimas formas las más letales para el hombre y los caninos sino reciben un tratamiento rápido y adecuado (Cannova, 2007), los caninos son considerados el principal reservorio domestico de leishmaniasis

visceral y son considerados responsables de la presentación endémica y epidémica natural de la enfermedad (Romero, López, Echeverry y Rivas, 2008).

La clasificación de Leishmania representa un grado de dificultad ya que todas las especies de Leishmania son morfológicamente similares, los criterios iniciales para la identificación y clasificación de estos parásitos se basaron en características extrínsecas, tales como manifestaciones clínicas en los huéspedes, características geográficas y epidemiológicas de la zona en que se encontró el huésped, sin embargo gracias a diferentes métodos bioquímicos, inmunológicos y moleculares se proporcionan marcadores específicos para cada parasito, entre las técnicas más usadas están los marcadores por ADN y la técnica de caracterización por patrones Isoenzimáticos (Zimodemos) la cual se basa en una coloración histoquímica que permite ver las isoenzimas, las cuales son enzimas que tienen la misma función pero que al someterse a un campo eléctrico tienen una movilidad diferente, (Cupolillo, Momen y Grimaldi, 1998; Cannova, 2007). La última clasificación propuesta para este parasito lo ubica como Pylum: Euglenozoa, Clase: Kinetoplastea, Subclase: Metakinetoplastina, orden: Trypanosomatida, genero: Leishmania, subgénero: Leishmania, Subgenero: Viannia (Moreira, López y Vickerman, 2004).

2.6.8 Tripanosomosis canina

Es causada por un parásito protozoo hemoflagelado llamado Trypanosoma cruzi y T. evansi, clase Zoomastigophorea y familia Trypanosomatidae el cual es transmitido por insectos hematófagos de la especie triatomíneos (figura 7) e insectos tabanideos y moscas del genero Stomoxys, estos últimos vectores transmiten el T. evansi (Mallimacia, Sijvarger, Dates et al, 2001; Correa, Pacheco y Cañón, 2010).

En el trópico americano los caninos pueden verse afectados por dos tipos Trypanosoma, el T. cruzi el cual es el agente causal de la tripanosomosis americana o enfermedad de Chagas en el humano, la cual es zoonótica. Está parasitosis es típica del continente Americano y se distribuye desde Estados Unidos hasta Sur América (Reyes, Silesky, Cerdas et al, 2002) y T. evansi el agente causal de la tripanosomosis equina o surra, la cual ha sido poco descrita en los caninos (Correa et al, 2010).

En Colombia se estima que un 2 % o 3 % de la población humana tiene la enfermedad de Chagas y que cerca del 5 % presenta riesgo de adquirir la infección, debido a la amplia distribución de los vectores los insectos triatominos (Turriago, Vallejo y Guhl, 2008). Los perros son considerados importantes reservorios domésticos y pueden contribuir a la transmisión de Trypanosoma cruzi, cuando el hombre cohabita con los insectos vectores (Turriago et al, 2008).

Figura 7 Insecto Triatomíneo.

Tomado de: Mallimaci et al (2001).

2.6.9 Mycoplasma haemocanis

Anteriormente se llamaba Haemobartonella canis, pertenece a la familia Mycoplasmataceae, es un haemoplasma relativamente grande (0.3 – 2.0 µm de diámetro) se caracteriza por formar largas cadenas sobre la superficie de los glóbulos rojos (Sykes, Ball, Bailiff, y Fry, 2005), allí se multiplica por fusión binaria produciendo una hemólisis intravascular y extravascular, causando un cuadro de anemia regenerativa la cual puede pasar a degenerativa en procesos crónicos (Cabazas, 2008).

Se presenta con mayor frecuencia en las regiones tropicales aún así, se encuentra sub diagnosticada. La transmisión se puede dar por la presencia de pulgas del genero C. canis o C. felis, o de garrapatas del genero R. sanguineus, y por transfusiones de sangre procedentes de animales infectados (Cabazas, 2008).

2.7 Conocimientos de epidemiologia y distribución de hemoparásitos en caninos

Para la identificación y clasificación de los hemoparásitos que afectan a los perros se encuentran técnicas directas como los extendidos sanguíneos que se acompañan con una coloración especial que ayuda a evidenciar la morfología y presencia del parásito, también hay técnicas moleculares y serológicas que identifican y clasifican el parasito dentro de la filogénica de la familia, las técnicas más utilizadas son ELISA, PCR, ADN secuencial, I.F.A-test (Indirect Fluorescent Antibody), RLB Hibridisation (Reverse Line Blot), análisis de Wester Blot (Magnarelli, Dumler, Anderson et al, 1995; Inokuma, Yoshizaki, Shimada et al, 2003).

En Brasil, estado de Sao Paulo en áreas rurales fueron muestreados 150 caninos y fueron examinados por frotis de sangre donde se halló infección de Babesia spp en 2 % de los animales y de 8 % cuando se probó por PCR, para diagnosticar la presencia de B. canis vogeli (O’Dwyer, Lopes, Rubini et al, 2009)

En Colombia Vargas-Hernandez et al, presentaron en el 2011 un estudio molecular y serológico donde se muestra por primera vez la existencia de perros infectados por E. canis y B. canis vogeli, en tres ciudades diferentes

Bogotá, Villavicencio y Bucaramanga, donde se recolectaron 91 muestras de sangre a perros de albergues y que trabajaron en la detección de explosivos en zonas rurales del país, con las muestras de sangre se realizaron pruebas de inmonoglobulina G (lGg) anticuerpos para E. canis presentes es 75 muestras y B. vogeli en 47 muestras respectivamente, con PCR 37 de estas muestras fueron positivas a E. canis y 5 positivas a B. vogeli, todos los perros muestreados presentando una parasitemia leve.

En la ciudad de Cali, Colombia se analizaron 101 muestras sanguíneas de diferentes caninos por medio del método de ELISA encontrando anticuerpos específicos contra E. canis en 49,5 % de los animales muestreados y 50,5 % resultaron negativos, lo que demostró que este agente patógeno está afectando a los caninos en esta ciudad (Silva, Sanchez, Loaiza, 2008).

3. MATERIALES Y METODOS

El diseño de esta investigación concierne a un estudio epidemiológico observacional preliminar de presencia y frecuencia de los agentes, con muestreo intencional (no aleatorio) en fincas de voluntarios (colaboradores) en las zonas rurales de los municipios de Aguazul y Yopal, departamento de Casanare, el cual está ubicado en el pie de monte de los Llanos Orientales de Colombia. (Figura 8).

El estudio se realizó durante los meses de septiembre y noviembre del 2011, está compuesto por diez fincas, donde se muestrearon un total de 31 perros, de diferente sexo, edad y raza. Los animales fueron sometidos a un examen clínico para ver su estado de salud y la presencia de ectoparásitos, los cuales una vez encontrados fueron conservados para su identificación mediante claves taxonómicas (López y Parra, 1985; Foreyt, 2001), se tomaron muestras de sangre venosa y capilar las cuales fueron recolectadas en tubos con EDTA. Estas muestras fueron examinadas con técnicas de Frotis delgado, frotis de glóbulos blancos (buffycoat), la prueba de centrifugación en tubo capilar (prueba de Woo) para el diagnóstico de tripanosomosis y la prueba de Knott para el hallazgo de microfilarias, los frotis fueron teñidos con las coloraciones de Giemsa y naranja de acridina para un examen fluorescente (MAFF, 1978; Ferrer, Árraga, Alvarado y Sandoval, 2002; DPDx, 2009).

3.1 Diseño de estudio

Se desarrolló una investigación epidemiológica observacional preliminar de presencia y frecuencia de ectoparásitos y hemoparásitos en una muestra no probabilística de caninos en áreas rurales de los municipios de Yopal y Aguazul en el departamento del Casanare, basada en cooperadores voluntarios. Para la determinación del tamaño de muestra se utilizó un modelo de muestreo de detección de enfermedad (Thrusfield, 2007) y se utilizó el programa WIN EPISCOPE 2.0 (Thrusfield, Ortega, De Blas, Noordhuizen y Frankena, 2001) para alcanzar esas determinaciones. Los parámetros que se tuvieron en cuenta para ese cálculo son:

Como no hay un censo de la población canina en los municipios a estudiar se asumió que el tamaño de la población era de 1000 animales con la siguiente fórmula:

Donde: n= tamaño de la muestra requerido N= tamaño de la población d= número de animales enfermos en la población NC= nivel de confianza en tanto por un (p.e. 0.95 %)

Para determinar el nivel de confianza que fue del 95 %, con una prevalencia critica del 10 %, con la siguiente fórmula:

Donde: n= tamaño de la muestra requerido N= tamaño de la población d= número de animales enfermos en la población, en el panel de introducción de datos de d se da como la prevalencia de la enfermedad en la población, y d se calcula como: d= prevalencia x 100

Con un nivel de confianza del 95 %, considerando que la población de caninos es de 1000 y que al menos un individuo este enfermo, asumiendo una prevalencia mínima esperada del 10.00%, el programa arroja una muestra de al menos 29 individuos para hacer este estudio:

Por los cálculos realizados por el programa WINEPISCOPE se decidió que el tamaño de la población a muestrear fuera 30 individuos o más dependiendo de la colaboración de los dueños de los perros en las fincas.

3.2 Ubicación geográfica de los municipios para la recolección de muestras

El estudio se realizó en el departamento de Casanare ubicado en el piedemonte de los llanos orientales de Colombia (figura.8), el departamento del está dividido en 19 municipios, 11 corregimientos, numerosos caseríos y sitios poblados (http://www.casanare.gov.co).

La forma que se contacto a las fincas de voluntarios (colaboradores) en las zonas rurales de los municipios de Aguazul y Yopal fue una visita puerta a puerta días antes de empezar la recolección de muestras, explicando de que se trataba el trabajo de investigación y que para ello se necesitaba tomar muestras de ectoparásitos y muestras de sangre en los caninos que estuvieran presentes en las fincas, esta colaboración se llevó a cabo por medio de personas que nos recomendaban.

Yopal es ciudad y capital del departamento colombiano de Casanare, el cual se encuentra ubicado cerca del río Cravo Sur, en el piedemonte de la cordillera Oriental, por su topografía el municipio presenta tres pisos térmicos cuyas áreas son, Cálido con 1.906 Km², Medio con 106 Km² y Frio con 25 Km², posee una extensión total de 2771 Km² la cual se divide en extensión área urbana 10,47 Km² y extensión área rural 2760,53 Km², la altitud de la cabecera municipal es de 350 msnm (metros sobre el nivel del mar), tiene una temperatura media de 26°C y se encuentra a una distancia de Bogotá de 387 km (http://www.casanare.gov.co), aquí se ubicaron 2/10 fincas, las cuales fueron situadas en el siguiente mapa (figura 9).

Figura 8 Mapa del departamento de Casanare, enfocando con rectángulos de colores azul y rojo los municipios de Yopal y Aguazul.

Extraído de: IGAC - Instituto Geográfico Agustin Codazzi, (2012)

El municipio de Aguazul está ubicado en las estribaciones de la cordillera oriental, en la zona de transición con las sabanas, el denominado piedemonte llanero, el cual comprende el borde Este de la cordillera oriental y el limite Oeste de la cuenca de los llanos orientales, cuenta con zonas de grandes pendientes y con zonas planas, tiene tres fuentes hídricas principales, los ríos Cusiana, Únete y Charte; posee tres tipos de paisaje principal montaña, piedemonte y sabana, cuenta con una extensión total de 148 Km², la cual se divide en un extensión área urbana de 4.23 Km² y una extensión área rural de 143.77 Km², la altitud de la cabecera municipal es de 300 msnm (metros sobre el nivel del mar) y tiene una temperatura media de 28 º C (http://www.casanare.gov.co), aquí se ubicaron las 8/10 fincas las cuales fueron situadas en el siguiente mapa (figura.10)

Figura 9 Ubicación de las fincas los Rosales y San Andrés en el municipio de Yopal.

Extraído de: Google Maps, 2012

Figura 10 Ubicación de las fincas La Ceiba, Union Charte, Flor Amarillo, Colinda Primavera, La Veremos, Primavera, Los Malabares y La Porfiria, en el municipio de Aguazul.

Extraído de: Google Maps, 2012

3.3 Consentimiento informado y solución del formulario de preguntas

Antes de proceder a la recolección de muestras de ectoparásitos y hemoparásitos en los caninos presentes en las diferentes fincas visitadas se le informo a los dueños de estos animales de que se trataba la visita, quedando

por escrito la autorización de ellos para proceder con la toma de las muestras necesarias para el desarrollo de la investigación por medio del consentimiento informado el cual firmaron con su nombre completo y número de identificación.

Después se desarrolló un formulario de preguntas junto con los dueños de los perros donde se preguntaba: el nombre de la finca, ubicación, actividad de la finca, distancia de vegetación (matas de monte) con relación a la casa (m), distancia de cuerpos hídricos con relación a la casa (m), tipos de animales presentes en la finca, numero de caninos en la finca, vacunas presentes en los caninos, lugar donde duermen las mascotas, que tipo de alimentación recibían los perros, que hace el dueño ante la presencia de ectoparásitos en sus mascotas.

Para la identificación de cada canino muestreado se llevó un formato único de identificación donde se específico: nombre del dueño, nombre de la finca, nombre del canino, raza, sexo, edad, constantes fisiológicas (frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria y temperatura), presencia de ectoparásitos (especificando que ectoparásito se recolecto) y muestras sanguíneas (venosa y capilar).

Una vez seleccionadas las fincas para el muestreo se realizó el examen clínico en la población canina encontrada al azar y se hizo la recolección del material biológico durante los meses de septiembre y octubre del año 2011, en 31 caninos de diferentes edades, sexo y razas, y asignándoles un código de identificación para el procesamiento de las muestras.

El muestreo fue acordado hacerlo en tres colectas (8 muestras en la primera, 11 muestras en la segunda y 12 muestras al final), haciendo así más fácil el proceso de laboratorio. El primer muestreo se realizó en la fincas Porfiria, Los Malabares y Los Rosales (figura 9). La segunda colecta fue en las fincas La Veremos, San Andrés, Flor Amarillo, primavera y Colinda Primavera. La última colecta fue en las fincas Unión Charte y La Ceiba (figura 10).

3.4 Métodos de recolección de ectoparásitos

Se realizó una búsqueda de ectoparásitos de forma minuciosa en el cuerpo de cada uno de los perros encontrados, siguiendo el orden de: cabeza, orejas, cuello, tórax, extremidades anteriores con sus espacios interdigitales, abdomen, extremidades posteriores con sus espacios interdigitales y finalizando en la cola.

Para la recolección de las garrapatas se utilizó la técnica mencionada por Rodríguez et al (2005), utilizando una pinza para la remoción de estas evitando la perdida de piezas bucales y colocándolas en frascos de vidrio identificados debidamente; las ninfas, larvas y adultos no maduros se les adiciono alcohol comercial que viene a una concentración 70 %. Para la recolección de pulgas se realizó un barrido en piel y pelos con una peinilla de dientes finos colocándolas en frascos de vidrio con alcohol comercial al 70 % identificados debidamente, para su preservación (Márquez, 2005; Rodríguez et al, 2005).

3.5 Toma de muestras de sangre

Para detectar la presencia de hemoparásitos en la sangre de los perros, se procedió a la toma de sangre capilar puncionando el borde distal del pabellón auricular con una lanceta estéril (Mil, 2005), recolectando la gota de sangre en un tubo capilar heparinizado e inmediatamente se hizo el frotis delgado en una lámina portaobjetos previamente identificada con el nombre de la finca, la fecha y el nombre del animal, fue fijado con metanol después de que la muestra seco (DPDx, 2009; Benavides, Polanco, vizcaíno y Betancur, 2012)

La extracción de sangre venosa se realizó en la vena cefálica, utilizando equipo vacutainer de aguja, camisa y tubo con anticoagulante (EDTA) de 4ml debidamente identificados, después de la toma se agito suavemente el tubo asegurando la mezcla con el anticoagulante (Ruiz, Coy, Pellicer y Ramírez, 1995) estas muestras fueron puestas en refrigeración inmediatamente después de tomarlas.

3.6 Transporte y conservación de las muestras

Una vez tomadas las muestras sanguíneas se colocaron en una bolsa plástica con cierre hermético (tipo ziploc) para asegurar que se mantuvieran secas, se colocaron en una nevera de de icopor la cual tenía papel en el fondo, las muestras se colocaron encima de este y el refrigerante, los espacios fueron llenados con mas papel para evitar la entrada de aire y el recipiente se sello con su respectiva tapa y cinta.

El transporté de las muestras desde el momento de la recolección hasta el procesamiento de estas en el laboratorio de parasitología de la Universidad de La Salle transcurrió un periodo de 24 horas.

3.7 Procesamiento de muestras en laboratorio

Las muestras de sangre fueron procesadas en el laboratorio de parasitología de la Universidad de La Salle, con diferentes técnicas y coloraciones para la identificación de hemoparásitos, por cada perro se prepararon 2 láminas por cada una de las pruebas mencionadas a continuación, siendo un total de 434 láminas leídas con microscopio con objetivos de 10X y 100X.

3.7.1 Preparación del frotis sanguíneo delgado

Se utilizó el procedimiento descrito por Benavides (2008) y el DPDx (2011), el cual ha sido adoptado como el procedimiento estándar en el laboratorio de parasitología del programa de Medicina veterinaria en la Universidad de La Salle.

Con un capilar se extrae la sangre del tubo con EDTA, para luego colocar una gota no muy gruesa de unos 2 a 3 mm de diámetro a 2 cm del borde de la lámina portaobjetos.

Se toma una segunda lámina portaobjetos con el borde liso y regular, se coloca en un ángulo de aproximadamente 30° con respecto a la lámina portaobjetos horizontal y se permite que este haga contacto con la gota

de sangre la cual se distribuirá por capilaridad a lo largo de la lámina portaobjetos que está a 30°.

Deslizar la segunda lámina portaobjetos sin hacer presión y solo una vez de forma continua e interrumpida, marcar antes de que se seque la muestra.

Dejar secar la muestra y fijarla con metanol cubriendo toda la extensión sanguínea, esperar a que el metanol se evapore. Este procedimiento lo que hace es fijar las células sanguíneas sobre el portaobjetos. Después de esto se dejan secar las láminas para finalmente ser coloreadas con Giemsa.

3.7.2 Preparación gota gruesa.

Para este procedimiento se utilizó el método descrito por Benavides (2008) el cual ha sido adoptado como el procedimiento estándar en el laboratorio de parasitología del programa de Medicina veterinaria en la Universidad de La Salle. Esta técnica se puede hacer en campo y en el laboratorio:

En campo se utilizó una pequeña punción con una lanceta estéril en el borde distal de la oreja del perro y se recoge con un tubo capilar heparinizado las gotas de sangre que salga, en el laboratorio se hace con la sangre contenida en un tubo con EDTA.

Se coloca de 2 a 3 gotas sobre la superficie de la lámina portaobjetos y empleando el borde distal de otra lamina se procede hacer movimientos circulares desde el centro hacia afuera de modo que la sangre se distribuya uniformemente (figura 11), fijar la muestra con calor, identificar y guárdala para llevar al laboratorio y hacer la coloración respectiva

Figura 11: Destrucción de los glóbulos rojos.

En el laboratorio las láminas se deshemoglobinizan con una mezcla de agua y azul de metileno el cual tenía una concentración de 0,1 % para que los parásitos queden libres (figura. 12), para finalizar se dejan secar las láminas a temperatura ambiente para después colorearlas con Giemsa.

Figura 12: Deshemoglobinización de las muestras de sangre en azul de metileno y agua.

3.7.3 Preparación prueba de Knott

Se utilizó el procedimiento descrito por Acuña (2002), el cual ha sido adoptado como el procedimiento estándar en el laboratorio de parasitología del programa de Medicina veterinaria en la Universidad de La Salle.

En un tubo cónico se colocó 1 ml de sangre con 9 ml de formol al 2 % con azul de metileno al 5 %, se mezcló (figura. 13), llevó a la centrifuga a 1500 revoluciones por minuto (rpm) por 5 minutos.

Figura 13: Preparación de la muestra de sangre.

Finalizada la centrifugación se descartó el sobrenadante de las muestras y con una pipeta se agregó una gota del sedimento en una lámina portaobjetos y se cubrió la muestra con una laminilla cubreobjetos (Acuña, 2002).

3.7.4 Preparación prueba de Woo

Se utilizó el procedimiento descrito por Benavides (1998) y Suarez (2003), el cual ha sido adoptado como el procedimiento estándar en el laboratorio de parasitología del programa de Medicina veterinaria en la Universidad de La Salle.

Se extrajo la sangre con un tubo capilar heparinizado del tubo con EDTA, se dejó llenar hasta tres cuartas partes de este y se selló un extremo con plastilina, se colocaron los tubos capilares heparinizados en la microcentrifuga por 5 minutos.

Después de centrifugadas las muestras se procedió a leer el hematocrito y por último se colocaron los tubos capilares heparinizados uno por uno en la cámara de woo para observar en el microscopio en objetivos de 10x y 40x la presencia o no de hemoparásitos flagelados.

3.7.5 Preparación prueba de capa de glóbulos blancos (buffycoat)

Se utilizó el procedimiento descrito por Benavides (1998) y Guerrant, Walker y Weller (2002), el cual ha sido adoptado como el procedimiento estándar en el laboratorio de parasitología del programa de Medicina veterinaria en la Universidad de La Salle.

Se extrajo la sangre con un tubo capilar heparinizado del tubo con EDTA, se dejó llenar hasta tres cuartas partes de este y se selló un extremo con plastilina, se colocaron los tubos capilares heparinizados en la microcentrifuga por 5 minutos.

Después de centrifugar se procedió a fragmentar el capilar por el área donde se divide la línea roja (glóbulos rojos) de la línea blanca (glóbulos blancos) (figura.14), se colocó una gota de glóbulos blancos en una lámina y se hizo un frotis delgado, se fijó al calor para finalmente ser coloreado con Giemsa.

Figura 14: Tubo capilar heparinizado fragmentado en la división de glóbulos blancos.

GB: Glóbulos blancos

3.7.6 Coloración de Giemsa

Esta coloración es el método más recomendado para la detección e identificación de hemoparásitos, se utilizó el proceso recomendado por DPDx (2008) y Benavides (2008), para esta coloración los extendidos sanguíneos fueron fijados en metanol al 100 % hasta que se secaron, luego se colorearon con Giemsa diluido al 2,5 % en solución tampón por 45 minutos, luego de lo cual se realizó un lavado con solución tampón, se dejaron secar y se observaron al microscopio en objetivos de 10 x y 100 x.

3.7.7 Coloración fluorescente de Naranja de Acridina.

Esta coloración de un tinte fluorescente que se une con los ácidos nucleídos emitiendo fluorescencia, la cual se observa utilizando un microscopio de luz ultravioleta, el fondo se observa oscuro y el ADN de los parásitos se ve de color amarillo brillante o verde manzana mientras que el ARN de color naranja (Kong y Chung, 1995). Para la coloración de las láminas objeto de estudio se utilizó el protocolo descrito por Benavides (2010); para este los extendidos sanguíneos fueron fijados en solución alcohol acetona al 10 % por 2 minutos, luego se cubrieron en solución salina formalina al 10 % por 1 minuto, luego de lo cual se realizó 3 lavados vigorosos con solución salina buferada. La lámina fue cubierta por 15 segundos con una solución de naranja de acridina (1:1000), luego de lavarlas se dejó que se secaran y se observaron en microscopio de fluorescencia.

Identificación de garrapatas

La caracterización de las garrapatas se realizó mediante el uso de claves taxonómicas que presenta Benavides y López (2005), Dantas-Torres (2008; 2010) por medio de un microscopio estereoscópico se ven las características morfológicas que son específicas para cada especie. Una vez identificadas se colocaron en frascos con alcohol rotulados con la fecha de captura, estadio, especie y zona donde se capturaron.

Identificación de pulgas

La caracterización de las pulgas se realizó mediante el uso de claves taxonómicas de Foreyt (2001); por medio del microscopio estereoscópico se buscaron los componentes taxonómicos de las pulgas que son exclusivos para cada una de las especies, particularmente la presencia y forma de peines o ctenidios, ojos y otras estructuras como espinas en las extremidades. Una vez identificadas se colocaron en frascos con alcohol rotulados con la fecha de captura, estadio, especie y zona donde se capturaron.

4. RESULTADOS

La investigación se desarrolló en predios rurales de los municipios de Aguazul y Yopal en el piedemonte casanareño, seleccionados a partir de la voluntad de las personas que vivan allí para la realización de este estudio. La recolección de muestras se realizó entre los meses de Septiembre y Octubre del año 2011 en este tiempo se visitaron 10 fincas donde se completó el tamaño de muestra propuesto.

4.1 Características de las fincas voluntarias

El resultado del formulario de preguntas (tabla 1), se muestra la ubicación de la finca visitada, numero de caninos encontrados, actividad económica destinada, ubicación de las fuentes hídricas (lagos, ríos, caños) y distancia que se encontraba las matas de monte con relación a la casa.

El total de las fincas visitadas fueron 10 de las cuales dos corresponden al municipio de Yopal y ocho al municipio de Aguazul en el departamento de Casanare. De las 10 fincas, seis tienen vocación ganadera, dos comercial, una la agricultura y una recreación. Todas fincas presentaban cuerpos hídricos los cuales estaban a una distancia promedio de 297 m, el promedio de distancia de la casa con relación a presencia de vegetación selvática se encontró en 500 m, este dato es importante para observar la presencia de hemoparásitos flagelados que son transmitidos por mosquitos en los caninos. El total de los caninos muestreados fueron 31, el promedio de perros por finca fue de 3, se encontraron 17 hembras y 14 machos, de diferentes edades, la mayoría de estos caninos eran criollos aunque se identificaron razas como Beagle, Labrador, Cocker Spaniel, Pastor Alemán, Pincher en una proporción menor, los caninos presentaban diferentes edades.

4.2 Caracterización de ectoparásitos

A la exploración física los 31 caninos presentaron una carga parasitaria baja ver tabla 2. En cuatro caninos de tres fincas se encontraron garrapatas en baja cantidad; una de las especies recolectadas fue la garrapata marrón del perro, Rhipicephalus sanguineus (figura 17), los individuos pertenecientes a esta especie en su mayoría fueron recolectados en estadios inmaduros; la otra especie de garrapata recolectada correspondió a dos machos de Amblyomma cajennense (figura 18), los cuales se encontraron en un perro ubicado en una de las fincas del municipio de Aguazul.

Tabla 1 Características de las fincas cooperadoras y números de caninos presentes

Nombre de la finca

Ubicación Actividad Distancia de Vegetación con

relación a la casa (m)

Distancia de cuerpos hídricos con relación a la

casa (m)

Numero de

caninos

La Porfiria Aguazul Ganadera 300 300 3

Los Malabares

Aguazul Ganadera 200 200 2

Los Rosales

Yopal Ganadera 200 10 3

La Veremos

Aguazul Ganadera 800 1000 3

San Andrés

Yopal Ganadera 500 50 3

Flor Amarillo

Aguazul Comercial (tiene una

tienda)

1000 1000 1

Primavera Aguazul Comercial (tiene una

tienda)

100 100 1

Colinda Primavera

Aguazul Agricultura 600 200 3

Unión Charte

Aguazul Recreación 800 10 7

La ceiba Aguazul Ganadera 500 100 5

Promedio 500 297 3

El ectoparásito de más frecuente hallazgo en los animales examinados fue la pulga del gato Ctenocephalides felis, el cual se encontró en todas las fincas visitadas; sólo un animal de los 31 de la muestra no presentó este parásito. Los principales criterios que se consideraron para la clasificación fueron la presencia de peines genal y pronotal, la longitud de la primera espina de peine genal, la comparación del largo de la cabeza la cual es por lo menos dos veces más larga con relación al ancho y la presencia de espinas características en la porción dorsal de la tibia en la cuarta pata (Soulsby, 1982; Foreyt, 2001) (Figura 16).

Tabla 2 Identificación de los ectoparásitos encontrados en los perros de fincas en el departamento de Casanare, frecuencia y rango de intensidad en (paréntesis).

Finca Ubicación Perros examinados

Rhipicephalus sanguineus

Amblyomma cajennense

Ctenocephalides felis

La Porfia Aguazul 3 1/3

(4 ninfas)

0/3 3/3

(2 - 3)

Los Malabares

Aguazul 2 1/2

(3 ninfas)

1/2

(2 ♂)

½

(2)

Los Rosales Yopal 3 0/3 0/3 3/3

(2 - 3)

La Veremos Aguazul 3 0/3 0/3 3/3

(3 - 5)

San Andrés Yopal 3 0/3 0/3 3/3

(2 - 6)

Flor Amarillo

Aguazul 1 0/1 0/1 1/1

(6)

Primavera Aguazul 1 0/1 0/1 1/1

(5)

Colinda Primavera

Aguazul 3 1/3

(7 ♀ - 2 ♂)

0/3 3/3

(2 – 5)

Unión Charte

Aguazul 7 0/7 0/7 7/7

(3 – 8)

La Ceiba Aguazul 5 1/5

(4 ♀ - 14♂)

( 2 ninfas)

0/5 5/5

(2 – 6)

Los niveles de infestación fueron relativamente bajos (entre 2 y 8 pulgas por animal). En lo que refiere a garrapatas, estas se detectaron en caninos de 4/10 fincas visitadas, observándose bajos niveles de infestación, principalmente de formas inmaduras, la especie más recolectada fue la garrapata marrón del perro R. sanguineus. En una finca del municipio de Aguazul se halló infestación mixta por esta garrapata y machos de Amblyomma cajennense.

Figura 15 Características morfológicas de Ctenocephalides felis (♦)

(♦) Peine genal (Pg), presencia de ojos (Oj), longitud de la cabeza (C), Peine Pronatal (Pp), presencia de una espina rígida y corta en la parte dorsal de la tibia (E).

Todas las pulgas que se recolectaron tenían las características mencionadas anteriormente, cabe aclarar que la otra la otra especie que parasita a los perros es Ctenocephalides canis la cual posee una cabeza más corta y redondeada, su largo es equivalente a su ancho y su primer peine genal con frecuencia sólo tiene la mitad de la longitud del segundo (Soulsby, 1982; Foreyt, 2001).

Figura 16 Características morfológicas de Rhipicephalus sanguineus (♦).

(♦)Vista dorsal se observa la base hexagonal del capítulo sobre sale del escudo (BcS), Ojos (Oj), Escudo presente en hembras (♀) y machos (♂) en este último se presenta completo, Festones (Fe).

(♦)Vista ventral se observa la base hexagonal del capítulo (BcH), Hipostoma (H), Primera coxa bífida (PcB) característica de la especie, Festones (Fe) presentes en machos y hembras, Placas adenales presentes en machos (Pad).

Figura 17 Características morfológicas en garrapatas machos de Amblyomma cajennense (♦)

(♦) Vista ventral esta especie se observa en la coxa I dos espolones el externo un poco más largo (Ep Ic), en la coxa IV presenta un espolón largo (Ep IVc), Hipostoma (H). En la vista dorsal se observa rostro largo (RL), surco marginal competo (Sc) el cual empieza posterior a los ojos (Oj).

4.3 Caracterización de hemoparásitos

Al hacer la lectura de las láminas (tabla 3), se evidencio la presencia de B. canis en las diferentes técnicas de extendidos sanguíneos realizados con sangre capilar y venosa, teñidos con Giemsa (figura 18) y Naranja de acridina (figura 21) donde se observaron formas típicas de los trofozoitos de este hemoparásito en 93,5% de los caninos (29/31), solo 1/31 caninos presento una parasitosis cruzada con Ehrlichia sp (figura 19).

Al hacer la correlación entre hematocrito vs porcentaje de parasitemia presente en cada uno de los perros se demostró que esta última se encontraba relativamente baja (figura. 22), sugiriendo la posibilidad que los perros son

portadores crónicos, debido a que ningún de los caninos durante el examen clínico presentaba manifestaciones clínicas de la enfermedad (figura. 23).

Tabla 3. Pruebas realizadas a los 31 caninos muestreados.

Código Frotis Delgado Capilar

Frotis Delgado Venoso

Gota Gruesa Venosa

Gota Gruesa Capilar

Capa de GB

Frotis Naranja de Acridina

Total

F1-001 N.O.H B. canis N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F1-002 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F1-003 N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F2-004 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F2-005 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F3-006 N.O.H B. canis N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F3-007 N.O.H N.O.H B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F3-008 N.O.H N.O.H B. canis B. canis N.O.H B. canis 1 F4-009 B. canis B. canis B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F4-010 N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H 0 F4-011 B. canis N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F5-012 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F5-013 N.O.H B. canis B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F5-014 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H N.O.H 1 F6-015 N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H 0 F7-016 N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F8-017 N.O.H B. canis B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F8-018 N.O.H N.O.H B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F8-019 B. canis N.O.H N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F9-019 N.O.H B. canis B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F9-020 N.O.H B. canis N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F9-021 B. canis B. canis B. canis B. canis N.O.H B. canis 1 F9-022 B. canis B. canis N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F9-023 B. canis N.O.H B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F9-024 B. canis N.O.H B. canis N.O.H N.O.H B. canis 1 F9-025 N.O.H B. canis N.O.H B. canis N.O.H B. canis 1 F10-026 N.O.H B. canis N.O.H B. canis /

Ehrlichia sp

N.O.H B. canis 1

F10-027 N.O.H N.O.H N.O.H B. canis N.O.H N.O.H 1 F10-028 B. canis N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F10-029 B. canis N.O.H N.O.H N.O.H N.O.H B. canis 1 F10-030 N.O.H N.O.H B. canis N.O.H N.O.H N.O.H 1

Total 9 11 11 14 27 29

N.O.H: No se observaron hemoparásitos.

Esta tabla muestra las pruebas realizadas en sangre venosa y capilar de los caninos objetos de estudio. Los hallazgos arrojados en el frotis sanguíneo delgado con sangre capilar evidenciaron que en el 9/31 de los caninos estaba presente B canis, las pruebas en frotis sanguíneo venoso y en gota gruesa realizadas con sangre venosa en 11/31 de caninos presentaban B canis. La

prueba de gota gruesa realizada con sangre capilar mostro que en 14/31 caninos había presencia de B canis.

En las láminas de prueba de glóbulos blancos (Bufficoat) no se observaron hemoparásitos; en la prueba para la coloración de Naranja de acridina se tiñeron láminas de los frotis sanguíneos tanto capilar como venoso, allí se encontraron núcleos de trofozoitos positivos para B canis en 27/31 caninos.

Solo en uno de los caninos analizados en prueba de gota gruesa capilar se halló un glóbulo blanco (Neutrófilo) con un artefacto parecido a una mórula de Ehrlichia granulocitica. En 2/31 caninos no se hallaron hemoparásitos en ninguna de las láminas realizadas en cada una de las pruebas. En los análisis de Knott y Woo no se observaron hemoparásitos flagelados en ninguno de los 31 caninos estudiados

Figura 18. Formas de trofozoitos de B. canis en extendidos de sangre capilar y venosa con coloración de Giemsa vista en microscopio 100x (♦).

(♦)Se observan dos tofozoitos anulares (T.A) B. canis dentro de un glóbulo rojo en frotis sanguíneo delgado realizado con sangre capilar.

(♦)Se observa un tofozoito virgular (T.V) y un trofozoito anular (T.A) grandes de B. canis dentro de un glóbulo rojo en frotis sanguíneo delgado realizado con sangre venosa.

(♦)Se observa unos trofozoitos, que parecen formar Cruz de Malta (T.C) de B. canis dentro de un glóbulo rojo en medio de fantasmas de glóbulos rojos lisados en frotis de gota gruesa realizado con sangre venosa. Cuando un glóbulo rojo es parasitado por Babesia sp es más resistente a la lisis en esta técnica no se presenta.

Figura 19. Hallazgo de una posible mórula perteneciente a un Ehrlichia sp granulocitica

Al observar la lámina de gota gruesa hecha con sangre capilar se encuentro en un neutrófilo una mórula (M), que posiblemente puede ser compatible con una de las Ehrlichias granulociticas.

Este hallazgo se encontró en una perra que vive en una de las fincas pertenecientes al municipio de Aguazul, al revisar más detalladamente la lámina no se observaron otros glóbulos blancos con las características mencionadas en la anterior foto.

Figura 20 Frotis sanguíneos delgados teñidos con naranja de acridina, se evidencia el ácido nucleído de los tofozoitos de B. canis.

Se observan glóbulos rojos con el ARN de los de trofozoitos pertenecientes a B.canis el cual se ve de color naranja.

Para la observación de las láminas coloreadas con Naranja de Acridina se recomienda que se haga de una forma rápida ya que entre más sea la exposición de la lámina a la luz del microscopio, esta va perdiendo la fluorescencia hasta que termina de color negro. El ADN de los hemoparásitos se observa de color amarillo brillante o verde manzana mientras que el ARN de color naranja. Figura 21 Hematocrito vs porcentaje de parasitemia capilar y venosa presente en los 31 caninos examinados.

El porcentaje de la parasitemia presente en las muestras de sangre capilar y venosa recolectada en los 31 caninos es tan baja sugiere que en los animales son portadores sanos.

15

20

25

30

35

40

45

50

0 0,02 0,04 0,06 0,08 0,1 0,12 0,14

He

mat

ocr

ito

Parasitemia (%)

%Par Capilar

%Par venosa

Figura 22. Perro siendo examinado por Piedrahita, en busca de la presencia de ectoparásitos.

El examen para la búsqueda de los diferentes ectoparásitos se comenzó por la cabeza, inspeccionando cada una de las orejas, luego se pasó al cuello y cuerpo terminando en las extremidades haciendo énfasis en los espacios interdigitales, la mayoría de los perros presentaban una carga parasitaria de medio a baja en pulgas mientras que la presencia de garrapatas era mínima en formas inmaduras. Se tomaron las constantes fisiológicas (tabla 5), antes de que se tomarán las muestras sanguíneas solo hasta ese momento se le colocó un bozal a cada uno de los caninos examinados.

Tabla 4 Constantes fisiológicas recolectadas en los 31 caninos examinados.

Código Condición Corporal

Vacunas Fre Card (lpm)

Fre Resp (rpm) Temperatura°c

Edad meses

F1-001 Regular Antirrábica 138 38 37,8 36

F1-002 Buena Antirrábica 145 39 38,9 12

F1-003 Buena Antirrábica 142 40 37,7 36

F2-004 Buena No tiene 135 38 39 12

F2-005 Buena No tiene 134 35 38,6 18

F3-006 Buena Antirrábica 140 38 38,2 12

F3-007 Buena Antirrábica 145 42 38,3 10

F3-008 Buena Antirrábica 156 45 38,2 36

F4-009 Buena Antirrábica 142 45 38,5 6

F4-010 Buena Antirrábica 140 40 38,9 18

F4-011 Regular Antirrábica 150 48 38,5 24

F5-012 Buena Antirrábica 140 Hiperventilación 39,1 24

F5-013 Buena Antirrábica 120 Hiperventilación 38,5 24

F5-014 Buena Antirrábica 155 50 38,5 60

F6-015 Regular Antirrábica 120 30 39,6 168

F7-016 Buena Antirrábica 130 38 38,7 12

F8-017 Buena Antirrábica 148 50 38,5 36

F8-018 Buena Antirrábica 142 40 39,1 12

F8-019 Buena Antirrábica 120 32 38,1 36

F9-019 Buena Antirrábica 139 40 39,2 48

F9-020 Buena Antirrábica 140 42 38,6 8

F9-021 Buena Antirrábica 145 42 38,2 24

F9-022 Buena Antirrábica 146 42 38 8

F9-023 Buena Antirrábica 139 40 39,2 8

F9-024 Buena Antirrábica 136 38 38,5 18

F9-025 Buena Antirrábica 130 38 37,9 180

F10-026 Buena Antirrábica 142 39 39 48

F10-027 Buena Antirrábica 145 40 38,7 24

F10-028 Buena Antirrábica 149 48 38,6 4

F10-029 Buena Antirrábica 136 38 38,6 36

F10-030 Buena Antirrábica 138 45 39,1 36

*Fre Card (lpm): Frecuencia Cardiaca (Latidos por minuto); *Fre Resp (rpm): Frecuencia Respiratoria (respiraciones por minuto).

El código para identificar a los 31 caninos fue asignado con una letra y un número que significa el orden con el que fue visitada la finca y el siguiente número es con el cual fue asignado cada uno de los animales al momento de realizar el examen clínico y tomadas las muestras biológicas correspondientes para esta investigación.

Las condiciones en las que se encontraban los animales al momento de la visita eran buenas en general, ya que se podía observar una condición corporal grado 2 y 3 en la mayoría de los caninos, al realizar el examen clínico todos los perros presentaron constantes fisiológicas dentro del rango normal, solo dos perros presentaron hiperventilación pero esta fue asociada al ejercicio ya que

minutos antes habían acompañado al dueño hacer una ronda de vigilancia por el predio.

Cuando se realizó el formulario de preguntas a cada uno de los dueños de los caninos se les pregunto específicamente por el sitio donde dormían los perros y la mayoría respondió que tenían camas hechas con un costal relleno con diferentes cosas como ropas viejas, retazos. Lo que más llamó la atención que 29/31 caninos tenían la vacuna antirrábica y los dueños se preocupan por desparasitarlos especificando que la efectuaban en un periodo de tiempo de 4 meses más o menos o cuando observan una carga parasitaria de pulgas y garrapatas alta.

5. DISCUSIÓN

La pulga que se encontró parasitando a los perros examinados fue C. felis más conocida como la puga del gato la cual se halló parasitando a los perros en un porcentaje de 96, 7 % (30/31) de esta investigación.

Existen cuatro subespecies de pulgas pertenecientes a la especie C. felis, en las cuales son C. felis felis, que parasita perros y gatos ocasionalmente humanos, ratas y primates; C. felis strongylusse se encuentra solo en África, C. felis damarensis en el suroeste de África y C. felis orientalis en la India, Sri Lanka y sudeste asiático, estas últimas especies solo parasitan a gatos y felinos pertenecientes a las regiones geográficas anteriormente mencionadas (Soulsby, 1982). Aunque no hay una descripción geográfica detallada de la presencia de esta especie de pulga se han empezado a descubrir como un hallazgo común en diferentes partes del mundo, en Irán Travasoli et al, (2010) realizaron un estudio para determinar la infestación por pulgas en diferentes temporadas climáticas, muestreado 83 perros de 3 regiones diferentes, demostrando que C. felis presentaba la mayor prevalencia entre otras especies. Durden et al, (2005) publicaron un estudio el cual se realizó desde septiembre de 1996 a agosto del 2004, donde se hizo una recolección de pulgas en perros domésticos de Bulloch country, Georgia USA, donde se demostró que C. felis fue la pulga más prevalente que otras especies, por su parte en Brasil, Soares et al, (2006) llevaron a cabo un estudio en 2 áreas urbanas de la ciudad de Juiz de Fora Minas, Gerais donde la única pulga recolectada fue C. felis.

Parece que este parásito tiene la capacidad de adaptarse a diversas condiciones tropicales, Torres-Mejía y Fuente (2006), reportaron la presencia de C. felis en Cerdocyon thous (Zorro cangrejero) en el municipio del Quindío, Cañón y Pérez, (2007), realizaron un estudio epidemiológico llevado a cabo en los meses de febrero y agosto en el Hospital Veterinario (UCVH) de la universidad de Caldas, el cual demostró que C. felis estaba presente en mayor cantidad de los 140 perros y 30 gatos muestreados. Orozco, Sánchez et al, en (2008) realizaron un estudio en perros ubicados en 7 municipios del Valle de Aburrá, donde muestrearon 162 animales recolectando un total de 3.100 pulgas de las cuales 1,441 (46, 4 %) se identificaron como C. felis y 1,659 (53, 6 %) como C. canis. Recientemente se describió la aparición de este parásito en el ganado ovino y caprino en la meseta de Bogotá (Benavides, Guerra, Valdivia et al, 2010).

C. felis se está volviendo la pulga más competitiva y se puede deber a los diferentes huéspedes que puede parasitar entre ellos están (carnívoros, marsupiales, primates, roedores, aves entre otros), esto ha permitido que su población se incremente, adquiriendo una resistencia a los insecticidas comunes haciendo difícil su control (Linardi, 2006), por su parte C. canis se está reportando cada vez menos y esto puede ser que el cambio climático que está afectando su reproducción o se está haciendo una identificación incorrecta (Cruz, Castro, Parada y Ramos, 2001; Linardi, Santos, 2012).

El estudio que se llevo a cabo en los municipios de Yopal y Aguazul en el departamento de Casanare presento un porcentaje mayor comparado a los estudios descritos anteriormente, pero teniendo en cuenta que el número de los animales estudiados fue menor con respecto a los estudios mencionados, pero sigue una línea de tendencia y es que C. felis es la especie de pulga mas reportada lo que hace pensar en la necesidad de realizar controles más efectivos para bajar la carga parasitaria presente en el medio ambiente ya que estos parásitos son considerados vectores de Dipylidium caninum, presentando un riesgo tanto para los perros como para los seres humanos. En humanos se pude presentar la dipilidiasis ocurriendo principalmente en niños al ingerir de forma accidental pulgas infectadas por larvas de D. caninum llevando a una enfermedad de curso asintomático a crónico si no se detecta a tiempo lo que lleva a una pérdida de peso sin causa aparente (Debera y Campos, 1998).

Otro ectoparásito encontrado fue la garrapata marrón del perro R. sanguineus sólo se halló en 4/10 de las fincas visitadas en sólo un animal de cada finca; formas adultas de la garrapata sólo se recuperaron de dos animales. Aunque no hay una descripción pormenorizada de la distribución de esta garrapata en el territorio colombiano o de las condiciones ecológicas que favorecen su persistencia en un ecosistema, se ha descrito que esta es una garrapata que fue introducida por el humano a Sudamérica, pero que se considera de amplia distribución en la región y que posee la tendencia a domiciliarse (Guglielmone et al., 2003; Dantas et al., 2006). Las condiciones ambientales que se han descrito como favorables para completar su ciclo biológico son temperaturas entre 20-35°C y una humedad relativa del 35–95% (Koch y Tuck, 1986). En Colombia, Osorno (1940) reportó su presencia en varias localidades, infestando casas en Barranquilla y Magangué y sobre perros procedentes de La Dorada, pero además reportó la captura de una hembra sobre un perro procedente de la ciudad de Bogotá, “que según se dijo nunca había salido de la ciudad”. Posteriormente en los Llanos Orientales se reportó la presencia de esta garrapata (Well et al., 1981) en caninos de la región de Carimagua en los límites entre el Meta y el Vichada. En el perfil ecológico de vectores de enfermedad (DPMIAC, 1998) se indicó por otra parte, que en Colombia R. sanguineus se ha reportado alimentándose sobre caninos, mulas y conejos. Más recientemente en un estudio realizado en el departamento de Sucre (Patermina et al., 2009) se recolectaron garrapatas en 134 perros y se halló una tasa de infestación del 37%; el 92% de las garrapatas recolectadas en este estudio correspondieron a R. sanguineus. Finalmente, la presencia de esta garrapata ha sido descrita en caninos no migrantes de localidades del noroccidente de Bogotá (Acero et al., 2011), donde se examinaron 779 caninos y se encontró una tasa de infestación del 4,25%.

R. sanguineus tiene la capacidad de domiciliarse llegando a encontrarse sobre alfombras, paredes, hendiduras del techo y jardines (Dantas-Torres, Figueredo, y Brandão-Filho, 2006). Esto con lleva a un riesgo biológico para los seres humanos ya que esta garrapata puede transmitir algunos patógenos como Rickettsia rickettsii (Demma, Traeger, Nicholson, et al, 2005, Benavides, 2012).

El porcentaje de estas garrapatas de la especie R. sanguineus encontradas en esta investigación fue de 13 % (4/31) caninos es una parasitosis muy baja comparada con los estudios mencionados, el tamaño de la muestra es muy

bajo para poder sacar una conclusión apropiada lo que se recomienda que para futuros estudios se haga un muestreo ambiental para la captura de garrapatas en el entorno si la muestra de caninos es baja así se puede tener un resultado más claro.

El hallazgo de otra garrapata A. cajennense se considera como ocasional por el número de individuos de esta especie encontrado (2 machos) sobre uno de los perros, aunque Lopez y Parra (1985) la consideran como una garrapata endémica de la zona donde se halló. A. cajennense tiene la capacidad de parasitar una amplia gama de huéspedes domésticos y silvestres, los perros se infestan de estas garrapatas cuando salen a los potreros donde están o estuvo presente el ganado bovino (Benavides, 2011), esta garrapata se encuentra presente en diferentes partes del territorio Colombiano ya que se han encontrado desde el norte de Argentina hasta el sur de México (Osorno, 1940; Guglielmone, Estrada, Keirans y Robbins, 2003).

La presencia de A. cajennense en la zona rural del municipio de Aguazul, hace sospechar la presencia de Rickettsiosis, la cual pude afectar a los seres humanos, ya que esta garrapata es considerada en Colombia como el vector de este patógeno (Miranda, Contreras, Negrete et al, 2011; Benavides, 2011).

Con el diagnóstico positivo de la presencia de ectoparásitos en los caninos se pasa a la búsqueda de los posibles hemoparásitos que han sido transmitidos por la picadura e ingestión de sangre.

En las diferentes técnicas de frotis sanguíneo realizadas en esta investigación se pudo diferenciar piroplasmas pertenecientes a la especie de B. canis los cuales se presentaron en un 93, 5 % de los 31 caninos muestreados.

Soares, Souza, Feliciano et al, en (2003) llevaron un estudio en 51 caninos pertenecientes a zonas rurales de una ciudad de Juiz de Fora, Minas, Gerais en Brasil, donde recolectaron muestras de sangre capilar e hicieron frotis sanguíneos delgados los cuales fueron coloreados con Giemsa, solo el 2 % de los animales estudiados se observaron piroplasmas grandes de B. canis en glóbulos rojos. Por su parte Welc, Rodo et al, en (2009), reportaron que en 82 muestras de sangre recolectadas en perros de trineo en Polonia central, se evidenció la presencia de B. canis en un 25, 3 % de los frotis sanguíneos realizados y confirmados por pruebas moleculares, este resultado se presentó en perros asintomáticos.

Batista en (1980), observo cuerpos similares en frotis sanguíneos y con coloración de Giemsa de 216 perros del departamento de Córdoba. Recientemente Vargas-Hernández et al, (2011) describieron y confirmaron la presencia de B. canis vogeli y E. canis en 91 muestras sanguíneas en perros del territorio Colombiano, mediante pruebas moleculares y serológicas. En Colombia hay pocos informes sobre la presencia de Babesia en los perros de áreas urbanas y rurales.

Los resultados para esta investigación donde solo se utilizaron las técnicas de frotis sanguíneos arrojaron resultados variados mientras que para una técnica

era positivo un canino para otra técnica no lo era, Mottin et al, (2008) reportan que “la técnica de frotis sanguíneos tiene una especificidad alta pero baja sensibilidad, la parasitemia es variable y es difícil de visualizar en los eritrocitos parasitados que circulan, la falta de detección del parasito en frotis sanguíneos no implica la ausencia de la infección.” Para saber cuántos caninos eran positivos a B. canis, los frotis sanguíneos de sangre capilar y venosa fueron coloreados con Naranja de acridina la cual confirmo la presencia de este hemoparásito en perros donde las pruebas realizadas con coloración de Giemsa no se había observado el hemoparásito, esto se debe a que la coloración de Naranja de acridina va a teñir el ADN o el ARN del hemoparásito presente en el interior del eritrocito (Kong y Chung, 1995)

Analizando los valores de porcentaje del hematocrito vs el porcentaje de parasitemia practicada a cada uno de los 31 caninos, se puede determinar que los animales son subclínicos, lo que lleva a evidenciar parasitemias bajas haciendo que en el momento de hacer el examen clínico y tomar las constantes fisiológicas pase desapercibida la presencia del hemoparásito. Situación que impide realizar un buen diagnóstico por medio de pruebas de frotis sanguíneo y permite observar o no la presencia del parásito en la lámina examinad; por lo que se recomienda en estos casos hacer pruebas moleculares para demostrar la presencia o no de B. canis (Mottin et al ,2008; Benavides et al, 2012).

En una lámina de gota gruesa capilar se evidencio un hallazgo ocasional donde se observó en un neutrófilo un artefacto parecido a una mórula que podría pertenecer a Anaplasma phagocytophilum, esta se observa que esta fuera del citoplasma, esta es una bacteria Gram-negativa que parasita principalmente neutrófilos y eosinófilos; cuyo ciclo biológico se mantiene en Ixodes persulcatus, el vector que la trasmite no se ha reportado en nuestro país, sin embargo Máttar y Parra, en (2006) reportaron la detección de anticuerpos para Anaplasma phagocytophilum, por medio de IFA, en trabajadores rurales en los departamentos de Córdoba y Sucre. Recientemente en Brasil se detectó por medios moleculares y serológicos la exposición de este agente en perros y aves silvestres, aun no se sabe cuál es el agente que lo transmite (Zacarías, 2012). No se afirma ni se descarta la presencia o no de este parasito en el perro encontrado ya que el diagnóstico de esta bacteria no solo se hace por evidencia en láminas sino por métodos moleculares, en esta investigación no ha contado con estos métodos para confirmar la presencia o ausencia de este hemoparásito. El ADN ha sido preservado para posibles estudios posteriores.

La secretaria de salud del departamento de Casanare está presentando el servicio de vacunación antirrábica puerta a puerta en cada una de las fincas de los municipios de Yopal y Aguazul, ya que la mayoría de los caninos presentaban la vacuna a excepción de dos caninos presentes en la finca los malabares, los dueños se justificaron que en el momento que se hizo la visita ellos no se encontraban (Página oficial de la Secretaria de salud de Casanare, 2011).

Hasta la fecha y a conocimiento del autor existen pocos estudios epidemiológicos sobre ectoparásitos o hemoparásitos en caninos en el departamento Casanare, por lo que se considera que este sea el primer reporte

de ectoparásitos y hemoparásitos presentes específicamente en caninos de áreas rurales de los municipios de Yopal y Aguazul del departamento de Casanare.

6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

La presencia de C. felis es considerada la pulga más agresiva y la que mejor se adapta a cualquier clima, en Colombia se encontró parasitando un mamífero carnívoro silvestre.

Los perros de las áreas rurales del piedemonte de Casanare se someten a las infestaciones por ectoparásitos como las pulgas (C. felis y garrapatas R. sanguineus y A. cajennense) las cuales pueden venir de caninos de otras fincas o de mamíferos silvestres ya que las casas de la fincas se encuentra a una distancia de las plantas y árboles que dan inicio al bosque y estas se encuentran en promedio de 500 metros.

La garrapata café del perro R. sanguineus se halla presente en diferentes regiones del territorio Colombiano, siendo un vector importante para la transmisión de patógenos para las mascotas; los cambios climáticos y la globalización de esta garrapata hace que cada vez sea más importante en el sector de la salud pública, en razón a que en diferentes partes del mundo se considera que está implicada en la trasmisión R. rickettsii.

El hecho de encontrar B. canis en 29 de los 31 caninos muestreados y solo encontrar 7 caninos parasitados por R. sanguineus no quiere decir que los 22 caninos restantes no tuvieran la presencia de este parásito ya que por el ciclo de vida que presenta esta garrapata se puede encontrar en el cuerpo del animal o no antes que se desprenda de este para empezar la oviposición.

Las pruebas de los diferentes frotis sanguíneos y las coloraciones con las que fueron teñidas cada una de las muestras sirven para identificar la morfología de los hemoparásitos presentes aunque no son de mucha ayuda al momento de hacer la identificación taxonómica específica que presenta cada especie, se recomienda que junto a estas pruebas se realicen pruebas moleculares o serológicas que ayuden a una identificación 100%.

Se encontró una mórula que posiblemente pertenece a Anaplasma phagocytophilum, no se afirma o se descarta esta posibilidad hasta no tener un método de diagnóstico diferente ya sea molecular o serológico.

El clima del piedemonte casanareño es apto para favorecer el desarrollo de los ciclos biológicos de los diferentes ectoparásitos que pueden infectar a las mascotas de las áreas rurales de los municipios de Yopal y Aguazul.

Se recomienda que para estudios posteriores el número de animales sea más grande que el tomado para esta investigación.

El formulario de preguntas que se llevó a cabo para recolectar información fue útil para saber el estado sanitario en que se encontraban los caninos, ya que se comprobó que la mayoría de los caninos tenían la vacuna antirrábica, porque la secretaria de salud del departamento de Casanare está llevando un plan de vacunación. La encuesta fue útil para relevar que algunas personas ya estén tomando conciencia a la hora de controlar los ectoparásitos presentes en sus mascotas.

7. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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