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"B"B"B"BASES TÉCNICAS PARA LA PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ÁRBOLES ASES TÉCNICAS PARA LA PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ÁRBOLES ASES TÉCNICAS PARA LA PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ÁRBOLES ASES TÉCNICAS PARA LA PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ÁRBOLES

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(Pucallpa del 06 - 09 de mayo del 2008) Editado por: Manuel Soudre

Francisco Mesen Dennis del Castillo Hector Guerra

Pucallpa, Perú - 2008 -

Auspiciadores: Colaboradores:

FINCyT Fondo para la innovación ciencia tecnología

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Comité organizador

MANUEL SOUDRE (coordinador)

DANTER CACHIQUE

FEDERICO YEPES

DENNIS DEL CASTILLO

FRANCISCO SALES

HECTOR GUERRA

KAREN LINO

KARY RIOS

ENTIDADES AUSPICIADORAS: � Instituto de Investigaciones de la Amazonia Peruana (IIAP) � Fondo Para la Innovación, Ciencia y Tecnología (FINCyT) � Innovación y Competitividad para el Agro Peruano (INCAGRO) ENTIDADES COLABORADORAS: � Universidad Nacional de la Amazonia Peruana (UNAP) � Universidad Nacional de Ucayali (UNU) � Universidad Nacional de San Martín (UNSM) � Instituto de cultivos tropicales (ICT) � Agroindustrias Amazónicas (AASA)

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CONTENIDO

Pag.

Agradecimiento………………………….…………………………………………… 04

Desarrollo del curso internacional…………………………………………. 05

I. INTRODUCCION…………………………………………………………….. 05

II. JUSTIFICACION…………………………………………………………….. 06

III. OBJETIVOS……………………………………………………………………. 07

IV. PROGRAMACION DEL EVENTO…………………………………….. 08 Martes 6 de Mayo 13

Recepción, palabras y cena de bienvenida…………………………… 14 Miércoles 7 de Mayo 15

1 Bases técnicas para la propagación vegetativa……………………. 16

2 Inicio de un programa de propagación…………………………………. 38

3 Sistemas de propagación………………………………………………………. 50

4 Programas de investigación………………………………………………….. 59 Jueves 8 de Mayo 66

Práctica de campo……………………………………………………………….. 67 Viernes 9 de Mayo 80

5 Jardines clonales………………………………………………………………….. 81

6 Silvicultura clonal…………………………………………………………………. 87

7 Problemas y soluciones…………………………………………………………. 93

Asesoría a tesistas y reunión final………………………………………… 96

Clausura del evento……………………………………………………………… 99

Bibliografía, lista participantes y documentos entregados… 101

Anexo…………………..……………………………………………………………… 104

Difusión………………………………………………………………………………… 106

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Agradecimiento

Deseamos expresar nuestro agradecimiento al Dr. Francisco Mesen, por sus sabias

orientaciones; al Dr. Dennis del Castillo, por sus oportunos consejos; así como a

cada uno de los miembros de la comisión organizadora, por su especial

dedicación y por compartir innumerables horas de constante trabajo. A los

representantes del IIAP por respaldar esta propuesta de capacitación; al Fondo

para la Innovación, Ciencia y Tecnología (FINCyT), por la confianza de asignarnos

los fondos para desarrollar el presente trabajo, a través del proyecto

“PROVEFOR”; y al proyecto “propagación vegetativa de Sacha Inchi” – INCAGRO,

por el pertinente apoyo financiero para complementar el presupuesto. A todos

los participantes del curso por su entusiasmo y participación activa en cada una

de las sesiones de trabajo.

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Desarrollo del curso

TITULO:

"Bases técnicas para la propagación vegetativa de árboles

tropicales mediante el enraizamiento de estaquillas"

I. INTRODUCCION El Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana (IIAP), es una institución

de investigación científica y tecnológica para el desarrollo, especializada en el

uso sostenible de la diversidad biológica en la región amazónica y realiza sus

actividades en forma descentralizada, promoviendo la participación de las

instituciones públicas, privadas y sociedad civil.

Recientemente el IIAP, ha iniciado el proyecto “Desarrollo tecnológico

apropiado para la propagación vegetativa aplicado a la producción

intensiva de semilla vegetativa de especies maderables valiosas en las

regiones Loreto y Ucayali”, denominado proyecto "PROVEFOR", con

financiamiento del Fondo para la Innovación, Ciencia y Tecnología (FINCyT). El

propósito del proyecto es contar con una herramienta tecnológica que facilite la

domesticación de un mayor número de especies forestales silvestres, e

incrementar y mejorar la disponibilidad de semilla vegetativa de especies

maderables valiosas; de esta manera contribuirá con la conservación de especies

en peligro de extinción, se fortalecerán los diferentes programas de

reforestación en la Amazonía y se beneficiarán un elevado número de

productores y concesionarios forestales. Una de las actividades centrales de este

proyecto es el fortalecimiento de las capacidades y destrezas del equipo técnico

y tesistas; así como de profesionales y técnicos de la región amazónica

involucrados en esta temática.

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II. JUSTIFICACION Históricamente, la mayoría de programas de mejoramiento genético forestal en

los trópicos se han basado en técnicas de reproducción sexual, dirigidas

principalmente al establecimiento de huertos semilleros. Sin embargo, el

desarrollo de la reforestación en el ámbito mundial se está orientando hacia la

propagación vegetativa y la silvicultura clonal, reconociendo que dichas técnicas

ofrecen los medios necesarios para lograr mayores ganancias genéticas en el

menor tiempo posible, entre muchas otras ventajas.

El mayor desarrollo de la silvicultura clonal en los trópicos ha ocurrido en el

Congo, Brasil y Colombia, principalmente con especies de Eucalyptus.

Recientemente, se han dado importantes avances en Costa Rica, con especies

tanto nativas como introducidas. En Perú se están llevando a cabo algunas

investigaciones de carácter incipiente, pero todavía no se ha dado el paso hacia

el establecimiento de plantaciones clonales. Así mismo, se reconoce que existe

poco conocimiento entre técnicos y profesionales acerca de las técnicas y

métodos actuales de propagación vegetativa mas apropiadas. Con este curso se

pretende difundir los conceptos teóricos que respaldan el uso de la propagación

vegetativa como método de reproducción, así como, la aplicación práctica de

técnicas sencillas de enraizamiento de estaquillas.

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III. OBJETIVOS: Instruir sobre la teoría y práctica del manejo de árboles donantes, sistemas de

propagación, producción y enraizamiento de estaquillas.

Al final del curso se espera que los participantes:

1. Conozcan el marco teórico para justificar un programa de propagación

vegetativa de especies forestales.

2. Conozcan los fundamentos técnicos para el enraizamiento de estacas

juveniles bajo diferentes sistemas de propagación.

3. Estén en capacidad de proponer planes de proyecto de tesis e implementar un

sistema simple, eficiente y de bajo costo para el enraizamiento de estacas

juveniles con especies forestales nativas.

4. Puedan diseñar un programa seguro de silvicultura clonal.

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IV. PROGRAMACION DEL EVENTO:

Martes, 06 de mayo:

12:00 am - 17:00 pm. Recepción de participantes (aeropuerto)

19:45 pm - 20:15 pm. Palabras de bienvenida al evento, a cargo del

Coordinador general del evento (Ing. Manuel Soudre,

M.Sc).

* Cena de bienvenida Restaurant Los Rosales, Jr.

Mariscal Cáceres Nº 389, telf. 571246 (espaldas del

colegio Inmaculada).

Miércoles, 07 de mayo:

8:00 am - 8:30 am. Inscripción y entrega de materiales (presentación de

video institucional).

8:30 am - 8:55 am. Palabras de Bienvenida al IIAP (Ing. Francisco Sales

Dávila).

8:55 am - 9:15 am. Palabras de Inauguración del evento (Ing. Edgar Díaz

Zuñiga, M.Sc).

9:15 am - 9:20 am. Instrucciones de logística.

9:20 am - 9:30 am. Presentación de instructores y participantes.

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9:30 am - 10:00 am. Presentación y perspectivas del proyecto “PROVEFOR”

(Ing. Manuel Soudre, M.Sc).

10:00 am - 10:15 am. Receso.

10:15 am - 12:30 pm. Tema 1. Bases técnicas de la propagación vegetativa

(Dr. Francisco Mesén)

Repaso de términos. Bases de mejoramiento genético

forestal aplicables a la propagación vegetativa,

conceptos y definiciones. Ventajas y desventajas de la

propagación vegetativa. Mitos y realidades sobre la

silvicultura clonal

12:30 am - 14:00 pm. Almuerzo.

14:00 pm - 14:15 pm. Avances del proyecto “PROVEFOR” en la Estación

Jenaro Herrera, Iquitos (Ing. Federico Yepes).

14:15 pm - 15:45pm. Tema 2. Inicio de un programa de propagación

(Dr. Francisco Mesén).

Selección de especies y árboles, ideotipos leñosos,

técnicas para provocar brotes, cosecha, trasporte,

preparación y establecimiento de estaquillas;

aplicación hormonal.

15:45 pm - 16:00 pm. Receso.

16:00 pm - 17:00 pm. Tema 3. Sistemas de propagación


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Ambiente de propagación, aspersión, subirrigación,

condiciones, insumos y materiales; manejo y

aclimatación de estaquillas.

17: 00 pm -18:00 pm. Tema 4. Programas de investigación


Factores que afectan el enraizamiento de estaquillas.

Efecto del clon y posición. Factores de variación.

Diseños experimentales. Procedimientos de evaluación

y medición.

Jueves 08 de mayo:

8:30 am- 12:30 pm. Práctica de campo

(Dr. Francisco Mesén y M.Sc. Manuel Soudre)

Elaboración de un propagador de subirrigación, uso de

hormonas, manejo de luz, control fitosanitario, riegos.

Formación de grupos de trabajo y asignación de

especies para la práctica. Cosecha de rebrotes y

traslado al área de propagación, preparación de

material, tratamiento y establecimiento de estaquillas

en propagadores de subirrigación.

12:30 pm - 14:00 pm. Almuerzo.

14:00 pm - 16:00 pm. Práctica de campo I


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Presentación de parte de un vocero de cada grupo

sobre el trabajo realizado, problemas encontrados,

evaluación del trabajo asignado.

16:00 pm - 17:00 pm. Práctica de campo II


Presentación de parte de un vocero de cada grupo

sobre el trabajo realizado, problemas encontrados,

evaluación del trabajo asignado.

17:00 pm - 17:30 pm. Práctica de campo III

(M.Sc. Manuel Soudre)

Demostración de material enraizado, trasplante,

producción de vivero y bancos clonales con material

local

Viernes, 09 de mayo:

8:30 am - 10:30 am. Tema 5. Jardines clonales


Tipos de jardín, manejo, cálculos de área de jardín,

origen de estaquillas, plagiotropismo y ortotropismo.

10:30 am- 10:45 am. Receso.

10:45 am - 11:30 am. Tema 6. Silvicultura clonal


Validación de clones, diseño de ensayos, estrategias

alternativas, espaciamientos.

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11:30 am - 12:30 am. Tema 7. Problemas y soluciones


12:30 pm - 14:00 pm. Almuerzo.

14:00 pm - 15:30 pm. Asesoría a tesistas y reunión de red temática.

Asesoramiento de tesistas (Preguntas y respuestas).


Reunión para creación de Red temática: Acuerdos,

sugerencias y comentarios.

(Todos los participantes).

15:30 pm - 16:00 pm. Receso.

16:00 pm - 17:00 pm. Clausura del evento

Entrega de certificados y velada cultural.

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Martes 6 de mayo

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Recepción, palabras y cena de bienvenida

Recepción:

o Se recepcionó a los participantes llegados de las diferentes regiones del

país: Loreto, San Martín, Madre de Dios, Cajamarca, Lima y Ucayali.

o Quienes llegaron a la ciudad de Pucallpa por vías: Terrestre y Aérea.

Palabras de bienvenida:

o Estuvo a cargo del coordinador del evento.

o Presentación de las diferentes delegaciones regionales.

o Brindis.

Cena de bienvenida:

o Se llevo a cabo en el Restaurante Turístico “Los Rosales” ubicado en el Jr.

Mariscal Cáceres Nº 383.

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Miércoles 7 de mayo

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1 Bases técnicas para la propagación vegetativa Repaso de términos ADN

• El ADN (ácido desoxirribonu-cleico) es la molécula encargada de almacenar la información genética.

• En las plantas, el ADN se encuentra en el núcleo, cloroplastos y

mitocondrias, pero el del núcleo, llamado ADN genómico, es el más extenso y complejo.

• Está organizada como una hélice doble compuesta por bases

nitrogenadas, azúcares (desoxirribosa) y grupos fosfato. El ADN tiene la capacidad de autoreplicarse. Cada brazo de la hélice sirve de plantilla para la síntesis de dos nuevas hélices idénticas a la original, utilizando nucleótidos libres que generalmente se encuentran en el medio.

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Genes Son las unidades funcionales de la herencia. Son secciones de ADN con una secuencia específica de nucleótidos, responsables de codificar la síntesis de proteínas, o la formación de ARN. Cada gene ocupa una posición determinada en el cromosoma.

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Cromosomas Son moléculas lineales compuestas por ADN y proteínas (histonas). En organismos diploides, casi todos los cromosomas dentro de las células ocurren en pares similares. A los miembros de cada par se les llama cromosomas homólogos. Un miembro de cada par proviene del padre y el otro de la madre.

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Alelos Los cromosomas homólogos son similares genéticamente, ya que contienen los mismos sitios de genes. Por lo tanto cada organismo diploide contiene dos copias de cada gen. Ambos genes pueden ser similares o diferentes. A las formas alternas de un mismo gen se les llama alelos, y han surgido como resultado de mutaciones. Mitosis Proceso de división nuclear que resulta en dos células hijas genéticamente idénticas a la célula original.

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Meiosis Proceso de división celular que involucra el intercambio de información entre cromosomas homólogos y la formación de células haploides (gametos), que contienen la mitad de la información genética de las células somáticas. Polinización y fertilización

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• El contenido genético de un organismo constituye su genotipo.

• La expresión visible de ese genotipo, en su interacción con el ambiente, constituye el fenotipo del individuo.

Fenotipo (F) = genotipo (G) + ambiente (A)

Importancia de la fórmula F=G+A en la selección de árboles

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Bases de mejoramiento genético aplicables a la propagación vegetativa.

Conceptos y definiciones: Mutación Es la fuerza creativa básica, el origen de toda variación genética, porque es la única manera de generar nuevos alelos. La mayoría de las mutaciones son dañinas, e incluso letales. Sin embargo algunas le confieren ventajas al individuo y son favorecidas por la selección natural.

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Migración Es la entrada de alelos de una población a otra, generalmente de una misma especie. Esto causa un cambio en las frecuencias alélicas de la población receptora, e incluso puede introducir alelos anteriormente ausentes.

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Deriva genética Es un mecanismo complejo que opera a través de fluctuaciones aleatorias en la frecuencia de alelos de una población, no asociado a la selección natural. Puede ser importante en poblaciones pequeñas, pero su efecto es poco notorio en poblaciones grandes.

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Selección natural Es la principal fuerza que moldea la variación y el factor más importante en la evolución, beneficiando a los individuos mejor adaptados (sobrevivencia del más apto) y eliminando a aquellos que no lo están.

En un bosque con clima y condiciones estables, los efectos de estas fuerzas pueden ser imperceptibles a lo largo de los años.

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Para una población en particular, eso significa que las frecuencias genéticas se repetirán de generación en generación. Si queremos generar un cambio en la progenie, debemos ejercer presión de selección en la dirección deseada, es decir, crear un “diferencial de selección (S)”. S es la diferencia entre la media de la subpoblación seleccionada y la media de la población parental.

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Al cambio positivo en la descendencia se le llama ganancia genética o respuesta a la selección (R). En esto consiste el mejoramiento genético. Noten que la media de la progenie se ubica a la izquierda de la media de la subpoblación seleccionada.

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Porque la posible ganancia genética depende no solo del diferencial de selección, sino también de la heredabilidad (h2) de la característica. Los valores de h2 fluctúan entre 0 y 1, y siempre será menor que 1. G = Sh2

Qué es heredabilidad?

• La expresión física de un organismo es su fenotipo (F), el cual es el resultado de la interacción de su genotipo (G) con el ambiente (E):

F = G + E

• Solo los factores genéticos pueden ser heredados. Por lo tanto, h2 es la

proporción de la variación fenotípica de una población que es atribuible a factores genéticos, o el grado en que las características fenotípicas son transmitidas a la progenie.

• El genotipo, a su vez, está determinado por dos tipos de variación: aditiva

y no aditiva.

• Cuando hacemos mejoramiento por métodos sexuales, podemos disponer únicamente de la porción aditiva de la variación total.

• Otras características, controladas por variación no aditiva, se pierden

durante el proceso de segregación en la formación de los gametos, o células germinales (polen, óvulos).

• Entonces, cuando utilizamos métodos sexuales de mejoramiento, la

heredabilidad de una característica está determinada por la proporción de variación aditiva en relación con la variación fenotípica total.

Va Va Va h2 = -------- = ---------- = ------------------ Vf Vg + Ve Va + Vna + Ve

• Cuando utilizamos métodos asexuales (ej. enraizamiento de estacas), estamos aprovechando toda la variación genética, es decir, tanto los componentes aditivos como los no aditivos.

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• Esto porque estamos duplicando el genotipo completo, sin involucrar el proceso de segregación que ocurre durante la formación de los gametos.

• Entonces, cuando hacemos propagación vegetativa, la heredabilidad de

una característica está determinada por la proporción de variación aditiva y no aditiva en relación con la variación fenotípica total.

En este caso, la heredabilidad se denomina heredabilidad en sentido amplio, y se representa por H2. Vg Va +Vna Va Vna H2 = ------- = ------------- = ------ + ------- Vf Vf Vf Vf Vna H2 = h2 + -------- Por lo tanto, H2 siempre será mayor (o al menos Vf igual) a h2. Entonces, con un S constante, cómo se obtendrá mayor ganancia genética, por métodos sexuales o asexuales? G = Sh2 (sexual) G = SH2 (asexual)

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Esta es la razón principal para propagar árboles por métodos asexuales, y no necesariamente por la existencia de problemas de producción de semillas o de otra índole. Uno de los ejemplos más claros de las ganancias que son posibles mediante uso de clones es el de Aracruz Florestal con Eucalyptus, en Brasil, quienes lograron aumentar de un promedio de 33 m3/ha/año a poco más de 70 m3/ha/año.

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Ventajas de la propagación vegetativa mediante enraizamiento de estaquillas:

• Mayor ganancia genética, al capturar tanto los componentes aditivos como no aditivos de la variación genética total.

• Mayor productividad y mejor calidad del producto.

• Mayor homogeneidad en plantaciones.

• Mayor facilidad de manejo.

Posibilidad de replicar individuos con combinaciones genéticas únicas, lo cual no es posible mediante el uso de semillas. Posibilidad de iniciar la propagación mucho antes de que el árbol alcance su edad reproductiva.

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Se evita la dependencia hacia el uso de semillas y los problemas asociados con algunas especies:

o Fructificación a edades adultas. o Producción baja e irregular, solo en ciertas épocas del año. o Depredación de frutos y semillas. o Baja germinación.

o Dificultades de almacenamiento.

Es posible lograr un control preciso del parentesco, contrario a cuando se usa semilla de polinización abierta.

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Es una herramienta valiosa para la conservación de genotipos en peligro de extinción. Desventajas de la propagación vegetativa mediante enraizamiento de estaquillas:

• Es un proceso más elaborado que el uso de semillas. • El costo final de cada planta es ligeramente mayor (pero se justifica

plenamente).

• La tala del árbol seleccionado puede ser problemática en ciertas circunstancias (aunque existen medidas alternativas).

• Algunas especies no producen rebrotes (afortunadamente son la

excepción).

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Algunos conceptos y definiciones

• Ortet: individuo propagado vegetativamente para dar origen a un clon (árbol donante).

Normalmente se tratará de un individuo con características superiores al promedio de su especie (árbol plus).

• Ramet o rameto: cada uno de los propágulos vegetativos generados a partir de un ortet.

• Clon: el conjunto de rametos genéticamente idénticos, es decir, que se originaron de un mismo ortet.

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• Estaca suculenta o estaquilla: estaca suculenta, con hojas o parte de ellas, originada de rebrotes fisiológicamente juveniles, que dará origen a un árbol de crecimiento normal.

• Estaca leñosa o estacón:

estaca lignificada, generalmente sin hojas, fisiológicamente adulta; no es adecuada para producir árboles para reforestación, pero tiene utilidad para otros fines (cercas vivas, huertos semilleros).

• Estaca revigorizada: estaca suculenta, con hoja, pero fisiológicamente adulta; no es adecuada para producir árboles para reforestación, pero puede tener utilidad para otros fines (huertos semilleros, ornamentación).

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Mitos y realidades sobre el proceso de enraizamiento de estaquillas 1. ¿Es caro y complicado?

Ciertamente es más caro que la producción tradicional de plántulas por semilla, pero los costos disminuyen conforme se establece una línea de producción. Existen sistemas de bajo costo. Las enormes ventajas compensan plenamente el mayor costo inicial. Es más complicado inicialmente, mientras se logra familiaridad con la especie y el proceso de propagación. Luego, el proceso se vuelve rutinario. 2. ¿Es el sistema radical deficiente? No, al igual que en el sistema tradicional, depende del manejo y las técnicas empleadas. Un árbol desarrollado de una estaca bien enraizada, como la que se muestra, no tendrá ningún problema de estabilidad. Además, contrario a la creencia popular, las estacas si producen raíces pivotantes y “sinkers”. Además, la raíz pivotante no es indispensable para la estabilidad y desarrollo del árbol.

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3. ¿Son los árboles más susceptibles al volcamiento? A lo largo de más de 100 años de uso de la técnica, no existe evidencia de que los árboles originados de estacas adecuadamente enraizadas sean más suceptibles al volcamiento que los originados por semillas. 4. ¿Son las plantaciones clonales más susceptibles a epidemias? No, en tanto se maneje un número seguro de clones (>15) con una distribución apropiada. Es mejor la plantación en bloques monoclonales que en mezcla, ya que si aparece un problema en un clon, se puede cosechar y reemplazar, sin causar daño al resto de la plantación. Por otra parte, la heterogeneidad genética en plantas no clonales no parece ser una defensa efectiva contra la mayoría de las plagas (e.g. Meliáceas).

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2 Inicio de un programa de propagación

Selección de las especies:

• Aunque no existen restricciones al respecto, normalmente se incluirán en un programa de Propagación vegetativa las especies de mayor importancia actual o potencial (económica, ecológica, etc.).

• En teoría, cualquier especie puede ser propagada mediante enraizamiento

de estaquillas (aunque ciertamente algunas especies enraízan con mayor facilidad).

• Algunas especies requieren un período de investigación mayor para lograr

optimizar la técnica.

• Lo ideal sería alcanzar porcentajes de enraizamiento superiores al 70%.

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Selección de árboles: Una de las grandes ventajas de la propagación vegetativa es la capacidad de replicar el genotipo total del individuo. Por lo tanto no tiene sentido propagar árboles promedio o de inferior calidad. Se deben seleccionar los mejores exponentes de la especie.

Características ideales para una especie maderable: Recto, sano, sin bifurcaciones, con ramas delgadas, de dap y altura superiores al promedio, sin corteza espiral. Con copa pequeña y buena capacidad de autopoda (si aplica). Los estándares deben ajustarse a la arquitectura de la especie.

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Algunas características deberían ser absolutas (ej. rectitud, ausencia de bifurcación, sanidad). Para otras (dap, altura, diámetro de ramas, tamaño de copa), no se pueden fijar estándares fijos para la especie, sino que el árbol debe ser comparado con sus 4-5 vecinos más cercanos.

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Marcación del árbol: Los árboles seleccionados deben marcarse claramente (por ejemplo con dos anillos de pintura y/o el número) arriba del dap. También es buena idea marcar los árboles vecinos (por ejemplo, con un anillo de pintura), para facilitar la ubicación del árbol seleccionado una vez que sea talado (si se elige este método). Número de árboles: No existe un “número ideal” de árboles seleccionados. Dependiendo de la especie, objetivos, recursos, etc. se han utilizado desde 30 hasta 300 árboles iniciales, aunque si son demasiados (ej. >100), se reduce mucho el diferencial de selección. Lo importante es no finalizar con menos de 15 clones para fines operacionales. Propagación del árbol seleccionado: El método más eficiente a la fecha para iniciar la propagación de un árbol adulto es talar el árbol y cosechar posteriormente los brotes. Para prolongar la vida y vigor de los tocones, es necesario eliminar algunos de los árboles a su alrededor, con el fin de aumentar la entrada de luz, y mantener el tocón libre de malezas y trepadoras. También en cada cosecha se debe dejar al menos un rebrote en el tocón, para que continúe alimentando al sistema radical. Se pueden dejar secciones de la parte baja del árbol, o bien trasladarlas al invernadero, para aprovechar los brotes que saldrán de ellas,

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Si no es posible talar el árbol, una opción es remover una sección angosta de corteza en la base del fuste (puede ser en forma de V invertida), lo que en algunos casos estimula la formación de brotes. Esta técnica ha dado resultados variables, dependiendo de la especie. En algunos casos, no ha funcionado del todo.

En algunas especies (ej. teca), se ha utilizado la rama más baja para generar brotes. La rama se corta en segmentos de 75 cm de largo y se insertan en camas de arena dentro de un invernadero para promover su brotación. Es importante verificar si estos brotes han logrado adquirir la juvenilidad fisiológica y un crecimiento vertical normal. Si es así, pueden usarse como fuente para iniciar la clonación.

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Esta opción no es muy recomendable, porque justamente se estarían reproduciendo árboles que tienen el defecto de emitir ramas bajas. Si nada de lo anterior es posible, se pueden usar plántulas del árbol seleccionado. Sin embargo, con este método se pierde la ventaja principal del sistema, que es la duplicación del genotipo del árbol. Podría usarse simplemente como una forma de multiplicación de material. Cosecha y traslado de los brotes:

¡ El mantenimiento de la turgencia en brotes y estacas a lo largo de todo el proceso es crucial para un enraizamiento exitoso. Recuerde que una vez cortado el brote, este pierde su fuente de suministro de agua, pero continúa transpirando. Se deben tomar todas las previsiones necesarias para evitar la marchites del material hasta que la estaquilla restablezca su sistema radicular. Una vez que los brotes alcanzan 30 – 50 centímetros de longitud, están listos para la cosecha.

¡ Coseche solamente los brotes sanos y vigorosos. Haga el corte donde empieza la parte lignificada. Si es necesario, se puede hacer una poda preliminar de hojas en el campo. Recuerde dejar al menos un brote en el tocón o secciones de tallo con hojas.

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Coseche en forma ordenada, etiquetando claramente cada clon. Corte los brotes con tijeras de podar e introdúzcalos inmediatamente en un recipiente con agua o en una hielera. Nunca los deje expuestos al sol.

o Para el traslado a largas distancias lo mejor es usar hieleras.

o Se coloca una capa de hielo

en el fondo, se cubre con papel periódico, y luego se colocan de forma alterna capas de brotes y papel periódico húmedo.

o Si hay poco material por clon,

los brotes se pueden enrollar en papel húmedo y se atan con cuerda o con una banda elástica. No olvide identificarlos debidamente.

o Trasládelos lo más pronto posible al área de propagación.

Preparación de las estaquillas:

o Para la preparación de las estaquillas, se debe contar con un área cómoda y debidamente acondicionada, sombreada y fresca.

o Los rebrotes deben

mantenerse siempre húmedos, preferiblemente dentro de recipientes con agua.

o Puede ser necesario utilizar

algún producto en el agua, para la desinfección del material.

o Se debe trabajar con un clon a la vez, para evitar confusiones.

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Longitud de la estaca Generalmente se utilizan estacas de 6-8 cm de longitud. Con algunas especies (ej. Dipterix panamensis) se han utilizado con éxito estacas más largas (+30 cm). La ventaja de estas es que al enraizar ya tienen un buen tamaño para la plantación definitiva.

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Corte de la estaca: El corte debe hacerse justo arriba de un nudo. El tipo de corte (recto o inclinado) no tiene mayor influencia en el enraizamiento, excepto en unas pocas especies. Para lograr la longitud adecuada, se pueden usar estacas con uno o más entrenudos, pero en cualquier caso, normalmente se le deja solo la hoja superior. Poda de la hoja La poda de la hoja busca lograr un equilibrio entre los efectos positivos de la fotosíntesis y el efecto negativo de la transpiración. La cantidad que se le deje depende de varios factores (especie, ambiente de propagación), y deberá determinarse mediante ensayos. Por lo general se deja entre 30-50% de la hoja. Aplicación de auxinas Las auxinas, aplicadas en bajas cantidades, promueven y aceleran la formación de raíces en las estaquillas. Las más comunes son el AIA (ácido indolacético), AIB (ácido indolbutírico) y el ANA (ácido naftalenacético), ya sea solas o en mezclas.

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Pueden adquirirse puras, pero por lo general se utilizan ya diluidas en alguna de sus muchas presentaciones en polvo, líquido o gel.

El AIA es la auxina natural que se encuentra en todas las plantas. Tiene las desventajas de que es fotosensible y soluble en agua, por lo que se disuelve y se pierde más rápidamente del sitio de aplicación.

Los ápices de plantas, las semillas germinadas, el agua de coco, entre otras, contienen AIA, de ahí su uso en el pasado como materiales promotores del enraizamiento. No son muy efectivos. El ANA tiende a ser más tóxica que las otras dos, y se ha usado solo en casos muy particulares, generalmente en mezcla con el AIB.

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Por mucho, el AIB es la auxina más utilizada. No es fotosensible, no es soluble en agua, y ha probado ser efectiva en una gran cantidad de especies. La mayoría de las presentaciones comerciales están hechas a base de AIB, en diversas concentraciones. Para aplicar la auxina, basta con untar la base de la estaca en el polvo o la solución, e introducirla inmediatamente en el sustrato. Si se usa un preparado en polvo, sacuda el exceso que normalmente se adhiere a la estaca. No utilice el recipiente original de la auxina, sino una bandeja con una pequeña cantidad. No regrese el sobrante al recipiente original.

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La dosis óptima de auxina debe determinarse para cada especie mediante ensayos, antes de iniciar la propagación comercial. Para esto se pueden usar preparados comerciales en diversas dosis, o el producto puro, diluido a las diferentes dosis en talco neutro o alcohol. Una vez determinada la mejor dosis, lo más sencillo es buscar un producto comercial que contenga esa dosis. Algunas especies no requieren auxina externa (ej. Vochysia guatemalensis), y cualquier aplicación puede resultar nociva, pero estas son excepciones. En la mayoría de los casos, la auxina no solo ayuda a mejorar la calidad del sistema radical, sino que acelera su formación. La mayoría de las especies forestales enraizan bien con dosis de 0,2% (2000 ppm) a 0,3% (3000 ppm) de AIB, aunque algunas pueden requerir dosis mayores o menores.

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3 Sistemas de propagación

Ambiente de propagación: Independientemente del sistema que se utilice, el área de propagación debe cumplir los siguientes requisitos básicos:

1. Sombra parcial, que reduzca la intensidad lumínica y la temperatura pero que permita la fotosíntesis de las estaquillas.

2. Alta humedad relativa (>90%). 3. Sanidad.

Sistemas de propagación: Aspersión

• Los más utilizados a nivel mundial.

• Mantienen una humedad relativa alta.

• Mantienen húmedas las hojas, lo cual reduce aún más la transpiración.

• Las pequeñas gotas de agua ayudan a reducir la temperatura del aire.

• Idealmente el área debe ir

protegida con plástico, para proteger las estacas del viento y permitir el mantenimiento de una alta humedad relativa.

• Otra opción es utilizar micro

túneles (40-100cm de alto) para cubrir solo las camas donde van las estacas.

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Riego y sombra

• No es posible dar una recomendación única sobre la frecuencia del riego. Esta deberá establecerse de acuerdo a la experiencia, y dependerá del sistema utilizado, el sustrato, la especie y las condiciones climáticas.

• En cuanto a la sombra, se recomiendan niveles de 50-70%.

52

El sustrato de enraizamiento Existen varias posibilidades, dependiendo de si la estaca será sacada a raíz desnuda o en adobe. En el primer caso, se recomiendan sustratos porosos (arena fina, vermiculita, aserrín). Para trasplante en adobe, se pueden usar mezclas de estos materiales con tierra o turba.

Las estacas pueden ir directamente en camas, pero lo más común es usar bandejas con celdas individuales o pastillas ‘Jiffy’.

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Enraizamiento al aire. Con los sistemas de aspersión también se puede utilizar la técnica de enraizamiento al aire. Para esto, se utilizan bandejas normales pero con el fondo hacia arriba, y el hoyo de drenaje se usa entonces para introducir la estaquilla. Aspectos fitosanitarios:

• Cada vez que se saca una nueva cosecha de estacas enraizadas, toda el área y las bandejas deben limpiarse minuciosamente con agua y jabón y desinfectarse con alcohol o algún otro producto.

• Con especies muy sensibles a los patógenos, se recomienda también

realizar aplicaciones semanales de un fungicida/bactericida dentro del invernadero.

Sistema de subirrigación.

• Utilizado principalmente para operaciones a pequeña-mediana escala.

• Es igual de efectivo que los

sistemas de irrigación. Mantiene HR cercanas al 100%.

• Tiene las ventajas del bajo costo,

y que no requiere agua de cañería ni electricidad, lo que lo hace adecuado para condiciones rústicas.

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El nombre del sistema radica en que no se utiliza irrigación aérea, sino que se mantiene una reserva de agua en el fondo del propagador, y esta humedece el sustrato por efecto capilar. El ciclo del agua dentro del propagador, al evaporase y condensarse en la tapa y las paredes, ayuda a mantener una HR cercana al 100%. Se recomiendan niveles de sombra de 75-85%. Relación entre fotosíntesis e irradiación (PAR) en estacas de Cordia alliodora

en propagadores de subirrigación

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)

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Las estaquillas enraízan en camas, por lo que deben extraerse a raíz desnuda para su trasplante a contenedores.

Para facilitar la extracción de las estaquillas, se utilizan sustratos sueltos (arena fina, aserrín). Estos materiales son además fáciles de desinfectar. Puesto que la estaquilla será extraída apenas emita las raíces, no es necesario utilizar tierra o algún otro sustrato nutritivo. Tampoco es necesario fertilizar.

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Cuando se observe el crecimiento de musgo en el sustrato, simplemente se puede sacar y lavar, para reutilizarse, o bien se puede introducir nuevo sustrato. Si fuera necesario, se puede realizar aplicaciones de fungicidas o bactericidas dentro del propagador.

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Siempre que se abre la tapa del propagador (para inspecciones, etc.) la HR interna disminuye drásticamente. Por eso, antes de cerrar la tapa nuevamente, se recomienda asperjar las hojas con un riego fino de manguera o con un aspersor manual. En época calurosa también es aconsejable asperjar las hojas 1-2 veces al día.

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Tiempo (minutos)

Hum

edad

rela

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(%)

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Aclimatación de las estaquillas

• Independientemente del sistema de propagación que se utilice, las estaquillas deben tener un periodo de aclimatación una vez que salen del propagador.

• Recuerde que vienen de un ambiente de alta humedad y poca luz y

podrían incluso morir si se exponen bruscamente a un ambiente soleado y seco.

• En el área de aclimatación las estaquillas se mantienen con riegos

periódicos y preferiblemente protegidas del sol directo, durante un periodo de 2-3 semanas.

Para la mayoría de las especies, este tiempo es suficiente. Luego pueden recibir el tratamiento normal de vivero, o bien ser llevadas al sitio definitivo de plantación.

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4 Programas de investigación La capacidad de enraizamiento de las estaquillas se ve afectada por una gran cantidad de factores:

- Clon. - Nivel de irradiación, humedad, nutrición, tasa fotosintética de

las plantas donantes.

- Edad y grado de lignificación del brote, tipo de brote (ortotrópico, plagiotrópico).

- Ubicación de la estaquilla en el brote (ápice a base).

- Diámetro, longitud y área foliar de la estaquilla.

- Irradiación, humedad y temperatura en el área de propagación.

- Sustrato de enraizamiento clase, tipo y dosis de auxina.

- No es práctico evaluar más de tres factores de variación en cada

experimento, porque de lo contrario se obtendrán interacciones de cuarto orden que son difíciles de interpretar.

- Por lo general, se trata de incluir un máximo de tres factores por

experimento.

- Los mejores tratamientos en cada caso se usan como constantes para un siguiente experimento, donde se introducen otros 2-3 factores nuevos.

- Al final se tendrá un PTC con los mejores tratamientos para cada uno de

los factores evaluados.

- En este momento se pueden evaluar otras interacciones de interés no incluidas anteriormente.

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Efecto del clon y posición de la estaquilla dentro del brote. En los inicios del programa posiblemente no haya suficiente material para discriminar por clon y por posición de la estaquilla en el brote. En esta situación, se puede usar una mezcla de clones y de tipos de estaca, teniendo el cuidado de no asignar un solo tipo a algún tratamiento en particular. La asignación debe ser aleatoria. Dosis de auxina, área foliar y sustrato están entre los factores más determinantes, de manera que normalmente son los primeros que se incluyen en el programa de investigación. Todos los otros factores se mantienen constantes. Por lo general, al inicio se usa un rango amplio de dosis de auxina (ej. 0, 0.2, 0.4, 0.6, 0.8 y 1.0%), para luego afinar la dosis alrededor de la que haya dado los mejores resultados (ej. 0.2, 0.3, 0.4, 0.5, 0.6%).

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La cantidad de área foliar que se deje en la estaca es muy relativa, dependiendo del tipo de especie. Normalmente, el área óptima estará entre 1/3 y ½ del área total. Con especies de hojas compuestas, se puede evaluar diferente número de foliolos. Si no se dispone de equipo óptico para medición de áreas, se puede dibujar el contorno de la hoja sobre papel milimétrico para estimar el área, y elaborar plantillas de cartón u otro material para hacer cortes iguales. Una vez fijados los mejores tratamientos, se pueden evaluar otros factores de interés, por ejemplo:

• Tipo de auxina (líquida, polvo, gel). • Longitudes de estaca.

• Grado de sombra en el propagador

(ej. 75, 50, 25%).

• Niveles de fertilización y luz aplicados a las plantas donantes.

No es sensato recomendar una secuencia única de investigación, porque esto dependerá en gran medida de las características particulares de cada especie, el material disponible y los resultados que se vayan obteniendo.

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Diseño de parcelas divididas Se utiliza cuando el fraccionamiento de tratamientos no es posible o no es práctico (niveles de luz, sustratos). Ejemplo: efecto de dos niveles de luz (baja, alta), dos sustratos (arena, aserrín) y cuatro dosis de AIB.

Etiquetado Al igual que con cualquier otro experimento, identifique claramente los tratamientos y mantenga varias copias del mapa del diseño, ya que las etiquetas podrían borrarse, perderse o ser cambiadas.

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Evaluaciones Usuales:

• Número promedio de raíces por estaca. • Porcentaje de estacas que enraízan, obtenido a partir de la variable

anterior (arcsen √%). • Porcentaje de estacas que forman callo (arcsen √%). • Porcentaje de estacas que botan sus hojas (arcsen √%). • Número de estacas que rebrotan. • Número de rebrotes por estaca. • Porcentaje de sobrevivencia.

Otros:

• Cambios en peso seco (muestreo destructivo). • Longitud de raíces (muy variable).

Mediciones en plantas donantes y estaquillas: Tasa fotosintética (IRGA)

Fluorescencia (estresómetro)

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Jueves 8 de mayo

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Práctica de campo

Instructivo para la práctica sobre enraizamiento de estaquillas en propagadores de subirrigación

Grupo 1 “CAOBA”

Luego de la demostración de parte de los instructores sobre la construcción y uso de los propagadores, cosecha y traslado del material a propagar y establecimiento de las estaquillas, se formarán seis grupos de 4-5 integrantes cada uno. Cada grupo trabajará con una especie de acuerdo con sus intereses particulares, y realizará las siguientes actividades:

1. Preparación de un propagador. 2. Cosecha y traslado de los rebrotes de la especie elegida al área de

propagación. 3. Preparación de las estaquillas, tratamiento hormonal, establecimiento

de las estaquillas en los propagadores, etiquetado. Una vez completado el trabajo, un vocero de cada grupo comentará brevemente al resto de los participantes sobre la especie asignada, tipo de material utilizado, sus peculiaridades, problemas encontrados y cualquier otro aspecto que considere relevante. Integrantes:

1. Chung Gutiérrez Jack Alexander 2. Egoavil Recuay Ángel Raúl 3. Guerra Arévalo Wilson 4. Mueras Coral Leisy 5. Villalobos Dávila Neyser Joel 6. Torres Ramírez Juan Carlos

Trabajo de práctica con la especie: “CAOBA” Swietenia macrophylla

La caoba es un árbol no deciduo, de 30-45 m de altura habitualmente, pero que puede alcanzar los 50 m y 2 m de DAP. Produce un fuste largo y recto, cilíndrico,

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libre de ramas en los primeros 12- 18 m, a menudo con grandes aletones. Las copas de los árboles mayores pueden alcanzar hasta 20 m de diámetro (Foto 1).

Foto 1: Árbol de caoba (foto: F. Mesén) Su distribución natural es amplia, desde la región Atlántica del sureste de México a través de América Central, hasta el norte de América del Sur (Colombia, Venezuela, Ecuador, Perú) y el sur de la cuenca del Amazonas en Bolivia y Brasil. Produce una de las maderas más conocidas y apreciadas del mundo y ha sido comercializada y utilizada internacionalmente por más de 400 años. Se ha plantado ampliamente en todos los trópicos en programas de reforestación. También se ha usado en sistemas agroforestales, donde además de la madera proporciona sombra. No se recomienda su plantación pura debido al ataque del barrenador de las Meliáceas (Hypsypila grandella), pero sí en combinaciones con otras especies agrícolas o maderables o en líneas de enriquecimiento en bosques y tacotales. La especie se sigue explotando intensamente en gran parte de su rango natural, pero la información sobre poblaciones naturales es escasa. La sobreexplotación amenaza su existencia en muchas áreas dentro de su rango nativo (Cordero y Boshier, 2003). Por las razones anteriores, ha sido seleccionada como una de las especies prioritarias para investigación dentro del proyecto PROVEFOR. Existe alguna experiencia previa en la propagación clonal de caoba utilizando propagadores de subirrigación (Mesén et al., 1992), que indica que la especie enraiza bien utilizando estaquillas de 6-8 cm de longitud con áreas foliares de aproximadamente 30 cm2, aunque de todas las especies evaluadas por dichos autores, es la que tardó más tiempo en emitir raíces (alrededor de 2 meses). En estos ensayos, se probaron sustratos con mezclas de arena:grava en diferentes proporciones (100:0, 75:25, 50:50, 25:75 y 0:100) y se obtuvieron porcentajes de

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enraizamiento cercanos al 60% en los tres primeros tratamientos, con reducciones significativas en los sustratos con mayor contenido de grava. Con respecto a la auxina, se probaron dosis de 0, 0.1, 0.2, 0.4 y 0.8% de AIB y se obtuvo un 39% de enraizamiento con el tratamiento testigo (0% AIB), mientras que con todas las demás dosis se obtuvieron porcentajes cercanos al 50%, sin diferencias significativas entre ellas. Estas pruebas indican la factibilidad de propagar caoba mediante estas técnicas, pero es obvio que se requiere más investigación a fin de perfeccionar la técnica. No existen referencias previas en Perú sobre el enraizamiento de estaquillas de esta especie. Para la práctica se utilizaron rebrotes jóvenes de un solo árbol ubicado en el vivero forestal del IIAP. Se utilizaron estaquillas de 5-6 cm de longitud, con dos foliolos podados al 50% de su área. Las estaquillas fueron tratadas con AIB en polvo a una concentración del 0,3%, y se pusieron a enraizar en arena en los propagadores de subirrigación.

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Grupo 2 “CEDRO” Luego de la demostración de parte de los instructores sobre la construcción y uso de los propagadores, cosecha y traslado del material a propagar y establecimiento de las estaquillas, se formarán seis grupos de 4-5 integrantes cada uno. Cada grupo trabajará con una especie de acuerdo con sus intereses particulares, y realizará las siguientes actividades:


propagación. 3. Preparación de las estaquillas, tratamiento hormonal,

establecimiento de las estaquillas en los propagadores, etiquetado. Una vez completado el trabajo, un vocero de cada grupo comentará brevemente al resto de los participantes sobre la especie asignada, tipo de material utilizado, sus peculiaridades, problemas encontrados y cualquier otro aspecto que considere relevante. Integrantes:

1. Sifuentes Yepes David 2. Soplin Ríos Julio 3. Urtecho Tello Erick Jackson 4. Vargas Reátegui Jarani 5. Yepes Alza Federico Fernando 6. Mori Vásquez Jorge

Trabajo de práctica con la especie: “CEDRO” Cedrela odorata

El cedro es una especie maderable que alcanza alturas de hasta 30-40 m y 100-300 cm de DAP, de fuste cilíndrico y libre de ramas en la mayor parte de su longitud (Foto 2). Es una especie exigente de luz, que se encuentra en las zonas de vida bosque húmedo tropical, bosque húmedo subtropical y bosque seco tropical. Crece de manera natural desde México a Bolivia y norte de Argentina, y en el Caribe. Debido a su amplia distribución en América tropical, forma parte de la flora nativa de la mayoría de países latinoamericanos, a excepción de Chile.

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Foto 2. Árbol típico de cedro (foto: F. Mesén) Sin duda, su principal producto es la madera de excelente calidad, que se conoce, usa y comercializa desde hace mucho tiempo, de modo que en muchos países ha sido sobreexplotada. Ha ocupado uno de los primeros lugares de maderas exportables en muchos países donde se encuentra de forma natural. Las condiciones óptimas para la regeneración natural de la especie están desapareciendo, por lo que a menudo el árbol se encuentra aislado entre otras especies arbóreas del bosque, o en linderos o campos de cultivo. Esto la hace una especie de interés prioritario para la conservación y reforestación. No se recomienda su plantación pura debido al ataque del barrenador, pero sí en combinaciones con otras especies agrícolas o maderables o en líneas de enriquecimiento en bosques y tacotales (Cordero y Boshier, 2003). El cedro es una de las especies prioritarias incluidas en el programa de investigación del proyecto PROVEFOR. En ensayos de enraizamiento con esta especie en Costa Rica se han obtenido porcentajes superiores al 70%, utilizando cámaras de subirrigación (Díaz et al., 1992). En estos ensayos se probaron diferentes longitudes de estaquillas (4, 6 y 8 cm), áreas foliares (25, 50 y 100 cm2), sustratos (arena, grava, mezcla 50:50 de ambos) y dosis de AIB (0, 0.2, 0.4, 0.8 y 1.6%). Los mejores resultados al término de 6 semanas fueron obtenidos con estacas de 6 y 8 cm de longitud, tratadas con AIB al 0.2% y puestas a enraizar en arena. La mejor área foliar fue la de 100 cm2, aunque no difirió estadísticamente de las otras dos áreas probadas. Las estacas sin tratamiento hormonal alcanzaron un 58% de enraizamiento, y las dosis más altas evidenciaron problemas de toxicidad, con una reducción de los porcentajes de enraizamiento a 50% con la dosis de 0.8% y 30% con la dosis de 1.6%. Esta última dosis además presentó el menor número promedio de raíces por estaca.

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En Perú no hay antecedentes sobre el uso de estaquillas en la propagación de esta especie, por lo que vale la pena validar y adaptar la metodología a las condiciones locales. Para la práctica se utilizaron rebrotes de plantones de una pequeña área de jardín de multiplicación en el vivero del IIAP. Se utilizaron estaquillas de 6 cm de longitud, con dos foliolos podados al 50% de su área, y se trataron con AIB en formulación en polvo al 0,3%. Las estaquillas se pusieron a enraizar en arena fina en propagadores de subirrigación.

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Grupo 3 “UÑA DE GATO”





1. Guerra Arévalo Hector 2. Lino Zevallos Karen Araceli 3. Pérez Leal Fernando 4. Ríos Sánchez Kary Johanna 5. Flores López Floriel

Trabajo de práctica con la especie: “UÑA DE GATO” Uncaria tomentosa

La uña de gato (Foto 3) es un enredadera perenne que alcanza hasta 30 m de altura. Sus tallos son leñosos, provistos de espinas curvadas en forma de uñas que dan origen a su nombre. Las hojas son pecioladas, aovadas, de hasta 17 cm de longitud, y sus flores de color blanco amarillento, reunidas en racimos axilares.

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Foto 3. Detalles del tallo de uña de gato (Foto: FAO)

Es una de las plantas medicinales peruanas de mayor importancia. En el 1er Congreso Internacional sobre esta especie patrocinado por la Organización Mundial de la Salud (OMS) se catalogó el redescubrimiento de esta planta amazónica, como el más importante desde el descubrimiento de la quinina del árbol peruano de la quina en el siglo XVII. Los nativos de la selva amazónica como los Ashaninkas, Campas y Amueshas, vienen utilizando esta planta desde hace mucho tiempo para curar una serie de dolencias.

Actualmente existen innumerables estudios científicos que comprueban sus bondades. Se ha identificado una serie de alcaloides, glicósidos del ácido quinóvico, triterpenos, esteroles, entre otros compuestos fitoquímicos que generan los efectos terapéuticos. Se utiliza principalmente como anti-inflamatorio natural de gran ayuda en el tratamiento de ciertos tipos de cáncer. Se argumenta que debido a su acción citostática, ésta estimula el sistema inmunológico incrementando la producción de glóbulos blancos y leucocitos que bloquean el avance de la enfermedad. También se ha recomendado para combatir enfermedades como artritis reumatoide, osteoartritis, SIDA, tumores, entre otros (Botanical-online, 2008).

Debido al interés e importancia de esta planta, en el IIAP se ha venido realizando una serie de pruebas para el enraizamiento de estaquillas que han mostrado porcentajes de éxito de hasta 97%, y han permitido el establecimiento de los primeros rametos en un jardín de multiplicación (Soudre, 2006 y Comunicación Personal, 2008). Para demostrar la técnica a los participantes del curso, se decidió incluir esta especie en la práctica de propagación, utilizando material vegetativo del jardín clonal. Se utilizaron estaquillas de 6-8 cm de longitud, con áreas foliares de 20-25 cm2, tratadas con AIB en formulación en polvo al 0,3%, y se pusieron a enraizar en arena en los propagadores de subirrigación.

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Será importante darle seguimiento a estos ensayos, que si bien no se ajustan estrictamente a un diseño experimental, las observaciones serán muy útiles para el establecimiento futuro de ensayos formales. Se recomienda hacer evaluaciones periódicas para documentar, entre otros, porcentaje de enraizamiento, número promedio de raíces por estaca, porcentaje de estacas que forman callo, porcentaje de estacas que botan sus hojas, porcentaje de estacas que rebrotan y número de rebrotes por estaca. Las estacas enraizadas pueden ser establecidas en macetas grandes o en un área definitiva cerca de los propagadores, las cuales pueden servir eventualmente como fuente de material para nuevos ensayos, incluyendo evaluación de la capacidad de emisión de rebrotes y producción de estaquillas bajo diferentes tratamientos.

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Instructivo para la práctica sobre enraizamiento de estaquillas en

propagadores de subirrigación

Grupo 4 “CAMU CAMU”





1. Oliva Cruz Carlos Alberto 2. Pérez Dávila Diana Lizbeth 3. Campos Pérez Jorge 4. Gonzáles Coral Agustín 5. Ríos Vela Rodolfo

Trabajo de práctica con la especie: “CAMU-CAMU” Myrciaria dubia

El camu-camu es un arbusto que puede alcanzar 4-5 m de altura. Es nativa de la Amazonía Peruana, donde crece en forma silvestre en los suelos aluviales que son inundados durante la época de lluvias. Su uso principal es el fruto, de agradable sabor ácido, globoso, de unos 3 cm de diámetro, semejante a la cereza (Foto 4).

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Foto 4. Fruto del camu-camu (foto: Cedecam)

Este frutal amazónico está mereciendo cada vez más atención por el altísimo contenido de vitamina C que contiene, que llega a 2,700 mg por 100g de pulpa, más alto que el de cualquier otra fruta conocida. Además contiene tiamina, riboflavina, niacina y es rico en bioflavonoides. Su mayor concentración de poblaciones y de diversidad se encuentra en la Amazonía peruana, a lo largo de los ríos Ucayali y Amazonas y sus afluentes, en el sector ubicado entre las localidades de Pucallpa (sobre el río Ucayali) y Pebas (sobre el río Amazonas) (Portal Agrario, 2008).

Algunas pruebas preliminares indican que es factible su enraizamiento utilizando estaquillas suculentas, pero los porcentajes de enraizamiento obtenidos son muy bajos, alrededor del 25% (Oliva, 2006 y Comunicación Personal, 2008). Por tales motivos se incluyó en la práctica de propagación. Se utilizaron estaquillas de aproximadamente 5 cm de longitud, con dos hojas podadas parcialmente para dejar un área foliar de alrededor de 6 cm2, tratadas con AIB en formulación en polvo al 0,3%, y se establecieron en sustrato arena en los propagadores de subirrigación. Los rebrotes fueron obtenidos de un solo árbol que había sido talado recientemente, dentro de los terrenos de la Estación del IIAP.

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Grupo 5 “SACHA INCHI” Luego de la demostración de parte de los instructores sobre la construcción y uso de los propagadores, cosecha y traslado del material a propagar y establecimiento de las estaquillas, se formarán seis grupos de 4-5 integrantes cada uno. Cada grupo trabajará con una especie de acuerdo con sus intereses particulares, y realizará las siguientes actividades:




1. Bartra Ramirez Javier 2. Cachique Huansi Danter 3. Ruiz Solsol Henry 4. Vallejos Torres Geomar 5. Garcia Sanchez Marco Antonio

Trabajo de práctica con la especie:

“SACHA INCHI” Plukenetia volubilis

El Sacha Inchi, o “maní del Inca”, es una planta dioica, trepadora, semi-leñosa y perenne, de abundantes hojas y ramas, que puede alcanzar la altura del tutor que la soporta, aunque normalmente se maneja a alturas menores de 2 m. Los frutos son cápsulas de 3 a 5 cm de diámetro, dehiscentes, de color verde que cuando maduran se tornan de color marrón negruzco (Foto 5).

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Foto 3. Detalles de la planta de Sacha Inchi (foto: Agrosanmartin)

Es una planta de la Amazonía Peruana conocida por los nativos desde hace miles de años. Sin embargo, la primera mención científica del Sacha Inchi fue hecha en 1980 a consecuencia de los análisis de contenido graso y proteico realizados por la Universidad de Cornell en USA, los que demostraron que las semillas del Sacha Inchi tienen alto contenido de proteínas (33%) y aceite, que en promedio representa un 49% pero puede llegar hasta 54% en algunas variedades seleccionadas. De todas las fuentes naturales conocidas, el aceite de Sacha Inchi tiene el mayor contenido de Omega 3, en comparación a los aceites de todas las semillas oleaginosas utilizadas en el mundo, el más rico en ácidos grasos insaturados, el de mayor contenido de polinsaturados, y el más bajo contenido de ácidos grasos saturados. Esto lo convierte en un producto de altísima calidad, con diversos usos en alimentación humana, y aplicaciones en salud, cosmética y medicina (Minag, 2008; FAO, 2008)

Por la importancia de este cultivo dentro de los programas del IIAP, fue incluido dentro de la práctica de propagación vegetativa, además de que no existen antecedentes sobre su propagación mediante el uso de esta metodología. El material vegetativo se obtuvo de una colección de plantas ubicadas a la entrada de la Estación del IIAP, en Pucallpa. Se utilizaron estaquillas de 6 y 10 cm de longitud, con áreas foliares de aproximadamente 15-25 cm2, más un grupo testigo sin hoja, tratadas con una formulación en polvo de AIB al 0,3%, las cuales se pusieron a enraizar en sustrato de arena fina en los propagadores de subirrigación.

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Viernes 9 de mayo

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5 Jardines Clonales Una vez que se ha iniciado el proceso de propagación, es impráctico seguir usando los tocones originales como fuente de material. Las primeras cosechas de estaquillas deberían usarse para el establecimiento de jardines clonales, en un sitio debidamente acondicionado y cercano al área de propagación.

El jardín clonal es un área donde se mantienen todos los clones identificados y ordenados, y constituyen la fuente continua de material vegetativo para el programa de propagación.

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Tipos de jardín: Jardín directamente en el suelo

Jardín en macetas

Jardines directamente en el suelo El jardín es la fuente de material para el programa de propagación, y debe verse como un cultivo de manejo intensivo. Para el área del jardín debe seleccionarse un sitio de alta fertilidad, buen drenaje, disponibilidad de agua, protegido contra el ingreso de animales, de fácil acceso todo el año, y preferiblemente, cercano al área de propagación. Establecimiento

Dependiendo de la especie, el hábito de crecimiento y el tipo de material requerido, se utilizan espaciamientos de 30-50cm entre plantas.

Se debe planear de antemano la ubicación de los clones, de manera que estos queden debidamente ordenados y agrupados por parcelas.

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Mantenimiento El jardín es un área de cosechas intensivas (cada 2-3 semanas), de manera que se debe fertilizar de manera periódica para no agotar el sitio. No existen recetas fijas, ya que el régimen de fertilización dependerá de la intensidad de producción, el tipo de suelo, la especie, la época y otros factores. Se debe mantener una vigilancia continua para observar síntomas de deficiencia, así como problemas fitosanitarios o de otra índole. Periódicamente se debe hacer una eliminación de hojas viejas o enfermas (generalmente basales). La experiencia y la investigación irán dictando el mejor régimen de fertilización para el jardín clonal. El tipo de fertilización de las plantas donantes puede incidir grandemente en el enraizamiento de las estacas.

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Baja Baja Alta Alta

Irradiación

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Área de jardín El área necesaria de jardín clonal depende de:

• Área anual a plantar • Número de plantas necesarias • Número de meses disponibles para realizar la plantación • Número de clones del programa • Producción de estacas por planta donante • Porcentaje de enraizamiento de las estacas

Una vez hechos los cálculos, por seguridad se debe sumar un 20% más de material. El área de jardín se estima con base en el número de rametos necesarios y el espaciamiento entre ellos, más un 50% adicional para entrecalles. Ejemplo de cálculo de rametos por clon y área de jardín Se requiere plantar 50 ha por mes a un espaciamiento de 4 x 4m (625 plantas ha-1) durante 4 meses, y se tienen 30 clones. Mensualmente se requieren: 625x50=31250 plantas, más un 20% por seguridad=37500; 37500/30 clones=1250 plantas por clon por mes. Si cada planta donante produce 10 estaquillas por mes, ocuparemos: 1250/10=125 plantas donantes por clon. Con un enraizamiento del 70%, este número aumenta a: 125 x 1,43 = 180 plantas donantes por clon. Como son 30 clones, en total se ocuparán: 180 x 30 clones = 5400 plantas donantes. A un espaciamiento entre rametos de 0,4 x 0,4 m, se ocupará 5400 x 0,16 = 864 m2 de jardín, más un 50% de entrecalles = 1300 m2 de jardín.

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Jardines en macetas Esta opción tiene algunas ventajas...

• Se evitan problemas de suelo (baja fertilidad, problemas de drenaje, fitopatológicos, de malezas, etc).

• Los potes pueden ser

reubicados o trasladados fácilmente.

• Un rameto enfermo puede ser

aislado o eliminado rápidamente.

...y desventajas:

• La vida útil del rameto es menor (se estima en +3 años). • Se requiere la inversión en macetas y sustrato para su llenado.

Efectos del origen de las estaquillas. El sitio de donde se tomen las estaquillas puede tener efectos importantes sobre el enraizamiento. En un brote existen gradientes de desarrollo y diferenciación celular, lignificación, iluminación, agua, hormonas, nutrientes, reservas, y otros. En algunas especies, las estaquillas apicales han mostrado mejor enraizamiento. Esto ha sido atribuido a la mayor presencia de sustancias promotoras del enraizamiento (originadas en el ápice), a una menor diferenciación celular y a una mejor calidad anatómica de la estaca.

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En otras especies, el mejor enraizamiento se ha obtenido a partir de estaquillas basales. Estas estaquillas mostraban mayor cantidad de raíces preformadas y mayor cantidad de reservas que las estaquillas apicales. “Estos son aspectos que deben investigarse para cada especie en particular”. Ortotropismo y plagiotropismo

• Ortotropismo es la calidad de crecer en forma vertical, mientras que plagiotropismo se refiere al crecimiento horizontal, como en las ramas.

• En algunas especies se puede utilizar indistintamente material del tallo o

las ramas y ambos crecerán verticalmente (ej. E. grandis), mientras que en otras, este comportamiento jamás se revierte (Araucarias, Guaiacum sanctum). En estos casos, si se usan estaquillas de ramas, las plantas seguirán creciendo como ramas.

“Estos aspectos deben ser investigados para cada especie”.

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6 Silvicultura clonal Validación de clones Al igual que en un programa tradicional de selección, en silvicultura clonal también es necesario evaluar el desempeño de los clones en el campo, para seleccionar los 15-20 mejores clones para reforestación. Diseño de los ensayos: Un diseño apropiado podría ser BCA con al menos 3 bloques y parcelas de 3 x 6 árboles por clon, donde se evalúan los 4 árboles centrales. Para tres bloques se requieren 54 árboles por clon. En el caso de 50 clones, usando un espaciamiento de 3 x 3m se requieren 0,8ha por bloque, aproximadamente 2,5ha para el ensayo total. Es conveniente incluir un testigo de plantas de semilla.

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Número de ensayos Idealmente se debería establecer una repetición completa del ensayo en cada sitio representativo del área o región a reforestar, ya que los mejores clones para un sitio pueden no serlo para otros.

Estrategias alternativas La empresa Cartón de Colombia utiliza parcelas lineales de 10 árboles por clon, sin bordes internos. Para 50 clones, se requiere un área de 0,45ha por bloque. La competencia desigual por falta de bordes se compensa con un mayor número de repeticiones (en un área de 2,5ha caben casi 6 bloques). Después de las primeras evaluaciones, uno o más bloques pueden ser talados y utilizados como fuente de rebrotes.

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La empresa Florestas Río Doce en Brasil no establece ensayos, sino que todos los clones se usan inicialmente para plantación comercial, en bloques. Aunque no siguen un diseño experimental, las plantaciones se utilizan también para evaluar y seleccionar los mejores clones. Después de la cosecha, los bloques de los mejores clones se manejan como jardines clonales. Ensayos de espaciamiento Las plantaciones clonales requieren un enfoque de manejo diferente a las plantaciones por semilla. Como todos los individuos de un bloque son prácticamente idénticos y de alta calidad, los raleos serán necesarios únicamente para el manejo de la densidad, y pueden realizarse de manera sistemática. Por estas razones, es importante realizar ensayos de espaciamiento que maximicen el rendimiento de los clones.

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Diseño de los ensayos de espaciamiento Un diseño apropiado contempla el uso de parcelas de 81 árboles (9x9) por cada espaciamiento, con una parcela útil central de 25 árboles (5x5), dejando dos árboles de borde. Se puede utilizar un clon por bloque, de manera que cada clon será considerado como un bloque.

Evaluaciones Además de evaluar las variables silviculturales tradicionales (dap, altura, calidad del fuste), en los diseños de espaciamiento se debe evaluar:

• Costo de establecimiento • Costos de insumos • Frecuencia y costo de control de

malezas • Frecuencia y costo de podas y

deshijas

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La idea es encontrar el espaciamiento que optimice costos, crecimiento y calidad del producto. Bancos clonales Aún cuando ciertos clones no califiquen como superiores en los ensayos, no deben desecharse totalmente. Estos pueden mantenerse en pequeños números en bancos clonales, como una reserva ante cualquier eventualidad. Diseño de plantaciones Por lo general, en silvicultura clonal se acepta que la plantación debe ser en bloques monoclonales, en vez de mezclas de clones.

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Ventajas de la plantación en bloques:

• Se optimiza el crecimiento, ya que no habrá árboles suprimidos por competencia desigual.

• Se facilita el seguimiento al comportamiento de cada clon.

• Se facilita la realización de raleos.

• Se facilita la extracción de clones inferiores o atacados por

enfermedades/plagas y su reemplazo.

• Se simplifica la cosecha final y la comercialización.

• Es posible el uso de las parcelas monoclonales como jardín clonal.

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7 Problemas y soluciones

Problema Posibles soluciones

1. Marchites de las estacas

o Coseche en horas más frescas o No exponga el material al sol o Pode las hojas de los brotes antes del traslado o Verifique que el material se mantenga fresco y

húmedo durante el traslado y preparación de las estaquillas.

o Verifique que haya una alta humedad en el propagador.

o Aumente la sombra en el área de propagación. o Use material menos suculento.

2. Caída de las hojas en las estacas

o Revise las mismas condiciones de punto 1. o Use estaquillas más jóvenes, más largas. o Verifique las condiciones de manipulación de las

estaquillas.

3. Pudrición

o Desinfecte el material antes de introducirlo al propagador.

o Cambie el sustrato, reduzca la dosis de auxina. o Use otro tipo de auxina. o Use fungicidas. o Verifique que no haya exceso de humedad o de

sombra en el propagador. o Inserte la estaquilla a menor profundidad.

4. Exceso de callo y no raíces

o Pruebe otras dosis de auxina. o Pruebe otras auxinas. o Pruebe otras mezclas de auxinas. o Haga incisiones en el callo. o Use estaquillas más jóvenes.

5. Pocas raíces

o Pruebe otras dosis de auxina. o Pruebe otros sustratos. o Pruebe estaquillas más jóvenes, más largas. o Pruebe hojas más grandes. o Use más luz en el propagador. o Haga el corte de manera horizontal en la

estaquilla.

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6. Poco crecimiento de las raíces

o Pruebe con más luz en el propagador. o Pruebe otras dosis de auxina. o Pruebe estaquillas más largas. o Pruebe hojas más grandes. o Pruebe otros sustratos. o Realice un mejor manejo de las plantas donantes.

7. Muchos rebrotes en la estaquilla

o Remueva los rebrotes inferiores. o Pruebe otros clones. o Use solo estaquillas apicales.

8. Muerte durante la aclimatación

o Aplique riegos más frecuentes. o Aumente la sombra. o Verifique las condiciones del trasplante. o Verifique el sustrato de los contenedores. o Use enraizamiento en adobe.

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9. Ausencia de rebrotes en la estaquilla

o Verifique que el corte no esté dañando las yemas. o Use solo estaquillas apicales.

10. Producción de rebrotes y no raíces

o Reduzca la temperatura ambiental. o Aumente la temperatura del sustrato. o Aumente la dosis de auxina.

11. Poco crecimiento en vivero

o Verifique las condiciones de luz, riego sustrato,

fertilización. o Verifique la necesidad de micorrizas, condiciones

fitosanitarias, origen de la estaca. o Verifique la calidad del sistema radical.

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Asesoría a tesistas y creación de red temática o Asesoría a tesistas Como parte del desarrollo del curso, el Dr. Mesen tuvo la oportunidad de realizar una sesión de trabajo con varios tesistas para conocer sus proyectos de tesis, y responder preguntas y dudas sobre los programas de investigación, diseños experimentales, y consultas generales sobre cualquier otro aspecto relacionado. Los tesistas, las instituciones a que pertenecen y los temas de investigación se enlistan a continuación:

1. Jarani Vargas Reátegui, UNAP, Iquitos - Loreto. Propagación vegetativa de cedro.

2. Jack Chung Gutiérrez, UNAP, Iquitos – Loreto. Propagación vegetativa

caoba.

3. Leisy Mueras Coral, UNU, Pucallpa – Ucayali. Propagación vegetativa de tornillo.

4. David Sifuentes Yepes, UNALM, Lima – Lima. Propagación vegetativa

ishpingo. 5. Neyser Villalobos Dávila, UNC, Jaén – Cajamarca. Micropropagación in

vitro de Cordia iguaguana. 6. Geomar Vallejos Torres, UNSM, Tarapoto - San Martín. Enraizamiento de

Sacha Inchi. 7. Marco García Sánchez, UNSM, Tarapoto - San Martín. Propagación

vegetativa por injertos de Plukenetia volubilis L. empleando patrones interespecíficos e interespecíficos de Euphorbiaceae.

8. Javier Bartra Ramírez, UNSM, Tarapoto - San Martín. Dosis de ácido Indol

Butírico en el enraizamiento de estacas de Sacha Inchi (Plukenetia volubilis L.) en diferentes sustratos.

9. Henry Ruíz Solsol, UNSM, Tarapoto - San Martín. Efectos de tipos de

estacas y dosis de AIB en el enraizado de Sacha Inchi (Plukenetia volubilis L.) en San Martín.

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o Reunión final para la creación de Red Amazónica de

Propagación Vegetativa

Pucallpa 09 de mayo del 2008

Siendo las 15:00 pm, se dio inicio a la primera sesión de creación de la red temática de propagación vegetativa; se llevó a cabo en el Auditorio del Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana (IIAP)-Pucallpa. La reunión fue a manera de plenaria con la participación de todos los cursistas. Se tomaron los siguientes acuerdos:

1. El grupo tendrá la siguiente denominación: “RED AMAZONICA DE PROPAGACION VEGETATIVA” (RAPVE).

2. La red involucrará a todos los participantes de este evento, quienes serán

miembros fundadores.

3. Los objetivos de la red son los siguientes:

• Mantener contacto permanente entre los usuarios de RAPVE. • Administrar (recibir, distribuir e intercambiar metodologías y

resultados de propagación vegetativa de especies amazónicas) el banco de conocimientos digitales de RAPVE.

• Generación de propuestas de proyectos que fortalezcan la sostenibilidad de RAPVE.

• Fomentar las publicaciones y proponer eventos de intercambio de experiencias (reuniones anuales de encuentros de los miembros de RAPVE).

4. Se designo por unanimidad, como coordinador general de RAPVE al Ing.

Manuel Soudre Zambrano, Consultor Forestal del IIAP, con sede en Ucayali; como director técnico al Dr. Dennis del Castillo, director del Programa de Ecosistemas Terrestes del IIAP y como asesor científico al Dr. Francisco Mesen, consultor internacional.

Están pendientes las siguientes tareas: El Dr. Dennis Del Castillo, se encargará de contactar con los especialistas en informática acerca de la creación de un Link de RAPVE, al interior de la página Web del IIAP.

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Informar al grupo de trabajo para estar al tanto de fuentes cooperantes, recursos económicos y presentar propuestas; formar alianzas estratégicas ó consorcios como grupo.

Hacer llegar los correos electrónicos de cada participante

Solo deben tratarse temas científicos y técnicos específicos relacionados a RAPVE, no esta permitido usar la red para temas de diferente índole. Se sugiere no fraccionar la red temática, ya que forma parte de un interés común (Propagación vegetativa), pero si nombrar lideres de área que manifestaran algún interés específico. 1. Grupo Sacha inchi: Danter Cachique Huansi 2. Grupo Camu camu: Oliva Cruz Carlos 3. Grupo Uña de gato: Fernando Pérez Leal 4. Grupo Forestales: Manuel Soudre Zambrano 5. Grupo Frutales nativos: Gonzáles Coral Agustín 6. Grupo Biocombustibles (Piñón blanco): Pérez Dávila Diana

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Clausura del evento

Palabras de Clausura. Realizadas por el Dr. Dennis Del Castillo Torres, quien dio por concluido el curso y agradeciendo la participación.

Entrega de certificados. Fueron entregados 33 certificados de participación del evento a cada uno de los participantes, menciones especiales y premiaciones. Velada cultural. Estuvo a cargo del grupo de danza folklórica perteneciente a la Universidad Alas peruanas.

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Bibliografía, Lista de participantes, documentos entregados (nombres de especies).

Bibliografía: Cordero J y Boshier D (Eds.) 2003. Árboles de Centroamérica, un Manual para

Extensionistas. Oxford Forestry Institute, CATIE. 1079 pp. Díaz ERA, Salazar R, Mesén F. 1991. Enraizamiento de estacas juveniles de

Cedrela odorata L. Silvoenergía, 51. 4 p. Mesén F. 1998. Enraizamiento de estacas juveniles de especies forestales: uso de

propagadores de sub-irrigación. CATIE, Serie Técnica, Manual Técnico No. 30, 36p.

Mesén F, Leakey RRB, Newton AC. 1992. Hacia el desarrollo de técnicas de silvicultura clonal por el pequeño finquero. El Chasqui, 28:6-18.

Murillo O, Rojas JL, Badilla Y. 2001. Reforestación clonal. Instituto Tecnológico

de Costa Rica, Cartago, Costa Rica. 31 p. Oliva, C. 2006. Propagación de estaquillas de camu-camu arbustivo, mediante la

aplicación de hormonas en cámaras de propagación con sub irrigación. Memoria 2006 IIAP. Ucayali - Perú. 49 p.

Soudre, M. 2006. Requerimientos nutricionales en clones de Uncaria tomentosa

bajo condiciones controladas. Subproyecto producción de Uña de gato y Sangre de grado en Ucayali. IT. PET. IIAP. 11p.

www.minag.gob.pe/agricola/pro_ama_sacha.shtml, 2008. www.fao.org/AG/aGL/agll/rla128/inia/inia-i5/inia-i5-01.htm#TopOfPage, 2008. www.portalagrario.gob.pe/rrnn_camu.shtml, 2008. www.botanical-online.com/medicinalsunadegato.htm, 2008.

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Lista de participantes: 1. Bartra Ramírez Javier, UNSM, Tarapoto - San Martín. Tesista 2. Cachique Huansi Danter, IIAP, Tarapoto - San Martín. Investigador 3. Campos Pérez Jorge, UNAP, Iquitos – Loreto. Tesista 4. Chung Gutiérrez Jack, UNAP, Iquitos – Loreto. Tesista 5. Del Castillo Torres Dennis, IIAP, Iquitos – Loreto. Director de investigación 6. Egoavil Recuay Angel, EMPRESA SFM-SAC, Pucallpa – Ucayali. Extensionista 7. Flores López Floriel, IIAP, Pucallpa – Ucayali. Técnico forestal 8. García Sánchez Marco, UNSM, Tarapoto - San Martín. Tesista 9. Gómez Cabrera Julio, UNU, Pucallpa – Ucayali. Tesista 10. Gonzáles Coral Agustín, IIAP, Iquitos – Loreto. Investigador 11. Guerra Arévalo Hector, IIAP, Pucallpa – Ucayali. Investigador 12. Guerra Arévalo Wilson, PRA-USAID, Pucallpa – Ucayali. Consultor forestal 13. Lino Zevallos Karen, UNU, Pucallpa – Ucayali. Tesista 14. Mori Vásquez Jorge, UNU, Pucallpa – Ucayali, Catedrático - Investigador 15. Mueras Coral Leisy, UNU, Pucallpa – Ucayali. Tesista 16. Oliva Cruz Carlos, IIAP, Pucallpa – Ucayali. Consultor 17. Pérez Dávila Diana Lizbeth, IIAP, Pucallpa – Ucayali. Investigador 18. Pérez Leal Fernando, UNU, Pucallpa – Ucayali. Catedrático - Investigador 19. Ríos Sánchez Kary, UNU, Pucallpa – Ucayali. Practicante 20. Ríos Vela Rodolfo, EMPRESA CAMUCAMUSAC, Pucallpa – Ucayali. Empresario 21. Ruíz Solsol Henry, UNSM, Tarapoto - San Martín. Tesista 22. Sifuentes Yepes David, UNALM, Lima – Perú. Tesista 23. Soplín Ríos Julio, UNAP, Iquitos – Loreto. Catedrático - Investigador 24. Soudre Zambrano Manuel, IIAP, Pucallpa – Ucayali. Consultor forestal 25. Tello Cabrera Orlando, UNU, Pucallpa – Ucayali. Asesor Técnico 26. Torres Ramírez Juan, AIDER (ONG), Pucallpa – Ucayali. Tesista 27. Urtecho Tello Erick, IIAP, Iquitos – Loreto .Investigador 28. Vallejos Torres Geomar, UNSM, Tarapoto - San Martín. Tesista 29. Vargas Clemente Víctor, INIA, Pucallpa – Ucayali. Investigador 30. Vargas Reátegui Jarani, UNAP, Iquitos – Loreto. Tesista 31. Villalobos Dávila Neyser, UNC, Jaén – Cajamarca. Tesista 32. Yepes Alza Federico, IIAP, Iquitos – Loreto. Consultor forestal 33. Vizalote Muñoz Fosther, Municipio Sarayacu, Pucallpa – Ucayali. Asesor Tec.

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Documentos entregados: Badilla VY, Murillo O. 2005. Enraizamiento de estacas de especies forestales.

Kurú: Revista Forestal (Costa Rica) 2(6). Badilla VY, Murillo O. 2005. Establecimiento de jardines clonales. Kurú: Revista

Forestal (Costa Rica) 2(6). Díaz ERA, Salazar R, Mesén F. 1991. Enraizamiento de estacas juveniles de

Gmelina arborea Linn. Silvoenergía, 49. 4 p. Díaz ERA, Salazar R, Mesén F. 1991. Enraizamiento de estacas juveniles de

Cedrela odorata L. Silvoenergía, 51. 4 p. Gutiérrez UAM, Mesén F, Villalobos SR. 2004. Propagación del burío: Un recurso

no maderable del bosque tropical, útil para el procesamiento de dulce y azúcar orgánicos. Recursos Naturales y Ambiente 41:80-87.

Leakey RRB, Mesén F, Tchoundjeu Z, Longman KA, Dick JMcP, Newton A, Matin A,

Grace J, Munro RC, Mutoka PN. 1990. Low-technology techniques for the vegetative propagation of tropical trees. Commonwealth Forestry Review 69(3):247-257.

Mesén F, Leakey RRB, Newton AC. 1992. Hacia el uso de la silvicultura clonal por

el pequeño finquero. El Chasqui, 28:6-18. Mesén, F. 1997. Propagación vegetativa de Cordia alliodora. In: Boshier DH and

Lamb AT (eds), Cordia alliodora, Genética y Mejoramiento de Árboles. Tropical Forestry Papers No. 36, Capítulo 8, pp. 77-86.

Mesén F, Víquez E. 2003. Propagación vegetativa de Bombacopsis quinata. In:

Cordero J y Boshier DH (eds), Bombacopsis quinata, un árbol maderable para reforestar, Tropical Forestry Papers 39, Oxford Forestry Institute, Department of Plant Sciences, University of Oxford. Capítulo 7, pp. 89-96.

Mesén F, Trejos E. 1997. Propagación vegetativa de San Juan (Vochysia

guatemalensis Donn. Smith) mediante enraizamiento de estacas juveniles. Revista Forestal Centroamericana, 21:19-24.

Mesén F, Newton AC, Leakey RRB. 1997. The effects of propagation environment

and foliar areas on the rooting physiology of Cordia alliodora (Ruiz & Pavon) Oken cuttings. Trees, 11:401-411.

Mesén F, Newton AC, Leakey RRB. 1997. Vegetative propagation of Cordia alliodora

(Ruiz & Pavon) Oken: the effect of IBA concentration, propagation medium and cutting origin. Forest Ecology and Management, 92:45-54.

103

Mesén F. 1998. Enraizamiento de estacas juveniles de especies forestales: uso de

propagadores de sub-irrigación. CATIE, Serie Técnica, Manual Técnico No. 30, 36p.

Mesén F, Leakey RRB, Newton AC. 2001. The influence of stockplant environment

on morphology, physiology and rooting of leafy stem cuttings of Albizia guachapele. New Forests, 22:213-227.

Núñez Y, Mesén F. 1999. Propagación vegetativa mediante el enraizamiento de

estacas juveniles. Boletín Mejoramiento Genético y Semillas Forestales, Anexo de Revista Forestal Centroamericana, 28:1-6.

Nombres científicos y comunes de las especies mencionadas en el documento: Nombre común Nombre científico

Caoba Swietenia macrophylla

Camu camu Myrciaria dubia

Cedro Cedrela odorata

Ishpingo Amburana cearensis

Marupa Simarouba amara

Sacha Inchi Plukenetia volubilis

Tornillo Cedrelinga cateniformis

Uña de gato Uncaria tomentosa

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Anexo

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Documentos Adjuntos: 1. Badilla Y, Murillo O. 2005. Enraizamiento de estacas de especies forestales

(Adjunto PDF). 2. Badilla Y, Murillo O. 2005. Establecimiento de jardines clonales

(Adjunto PDF). 3. Mesén F. 1998. Enraizamiento de estacas juveniles de espécies forestales: Uso

de propagadores de sub-irrigación (Adjunto PDF). 4. Gutierrez A, Mesén F y Villalobos R. 1998. Propagación del burío; Un recurso

no maderable del bosque tropical, útil para el procesamiento de dulce y azúcar orgánicos (Adjunto PDF).

5. Badilla Y, Murillo O. 2004. Propagación vegetativa de la Teca en Costa Rica

(Adjunto PDF).

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Difusión

"bases tÉcnicas para la propagaciÓn vegetativa de Árboles tropicales mediante enraizamiento...

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