MA THESEAnnée 2012
HEURES CHEZ LES CARNIVORES DOMESTIQUES
THÈSE
LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL
le……………
par
Audrey PALMERO Née le 30 Avril 1985 à Drancy (Seine-Saint-Denis)
JURY
Président : Pr. Professeur à la Faculté de Médecine de CRETEIL
Membres
Directeur : Mme Christelle MAUREY - GUENEC
Maître de conférences à l’ENVA Assesseur : M. Sylvain BELLIER Maître de conférences à l’ENVA
LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT
Directeur : M. le Professeur MIALOT Jean-Paul
Directeurs honoraires : MM. les Professeurs MORAILLON Robert, PARODI André-Laurent, PILET Charles, TOMA Bernard
Professeurs honoraires: MM. et Mme : BRUGERE Henri, BRUGERE-PICOUX Jeanne, BUSSIERAS Jean, CERF Olivier, CLERC Bernard,
CRESPEAU François, DEPUTTE Bertrand, MOUTHON Gilbert, MILHAUD Guy, POUCHELON Jean-Louis, ROZIER Jacques
LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT
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Directeurs honoraires : MM. les Professeurs MORAILLON Robert, PARODI André-Laurent, PILET Charles, TOMA Bernard
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DEPARTEMENT D’ELEVAGE ET DE PATHOLOGIE DES EQUIDES ET DES CARNIVORES (DEPEC)
Chef du département : M. POLACK Bruno, Maître de conférences - Adjoint : M. BLOT Stéphane, Professeur - UNITE DE CARDIOLOGIE
Mme CHETBOUL Valérie, Professeur *
- UNITE DE CLINIQUE EQUINE
M. AUDIGIE Fabrice, Professeur
M. DENOIX Jean-Marie, Professeur
Mme MESPOULHES-RIVIERE Céline, Maître de conférences contractuel
Mme PRADIER Sophie, Maître de conférences
Melle DUPAYS Anne-Gaëlle, Assistant d’enseignement et de recherche
contractuel
Mme STAMBOULI Fouzia, Praticien hospitalier
- UNITE DE MEDECINE
Mme BENCHEKROUN Ghita, Maître de conférences contractuel
- UNITE DE MEDECINE DE L’ELEVAGE ET DU SPORT
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- DISCIPLINE : NUTRITION-ALIMENTATION
M. CHERMETTE René, Professeur *
M. GUILLOT Jacques, Professeur
M. HUBERT Blaise, Praticien hospitalier
M. BLAGA Radu Gheorghe, Maître de conférences (rattaché au DPASP)
- UNITE DE PATHOLOGIE CHIRURGICALE
M. MOISSONNIER Pierre, Professeur*
M. FAYOLLE Pascal, Professeur
M. NIEBAUER Gert, Professeur contractuel
Mme VIATEAU-DUVAL Véronique, Maître de conférences
Mme RAVARY-PLUMIOEN Bérangère, Maître de conférences (rattachée au
DPASP)
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- UNITE DE REPRODUCTION ANIMALE M. REMY Dominique, Maître de conférences (rattaché au DPASP)*
M. FONTBONNE Alain, Maître de conférences
M. NUDELMANN Nicolas, Maître de conférences
M. DESBOIS Christophe, Maître de conférences
Mme CONSTANT Fabienne, Maître de conférences (rattachée au DPASP)
Mme MASSE-MOREL Gaëlle, Maître de conférences contractuel (rattachée au
DPASP)
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(rattaché au DPASP)
DEPARTEMENT DES PRODUCTIONS ANIMALES ET DE LA SANTE PUBLIQUE (DPASP)
Chef du département : M. MILLEMANN Yves, Maître de conférences - Adjoint : Mme DUFOUR Barbara, Professeur
- DISCIPLINE : BIOSTATISTIQUES
- UNITE D’HYGIENE ET INDUSTRIE DES ALIMENTS D’ORIGINE
ANIMALE
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- UNITE DES MALADIES CONTAGIEUSES Mme DUFOUR Barbara, Professeur*
M. BENET Jean-Jacques, Professeur
Mme HADDAD/HOANG-XUAN Nadia, Professeur
Mme PRAUD Anne, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel,
- UNITE DE PATHOLOGIE MEDICALE DU BETAIL ET DES ANIMAUX
DE BASSE-COUR
M. BELBIS Guillaume, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel,
M. HESKIA Bernard, Professeur contractuel
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Mme GRIMARD-BALLIF Bénédicte, Professeur
M. COURREAU Jean-François, Professeur
M. BOSSE Philippe, Professeur
M. PONTER Andrew, Professeur
DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PHARMACEUTIQUES (DSBP)
Chef du département : Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Adjoint : Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences
- UNITE D’ANATOMIE DES ANIMAUX DOMESTIQUES
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Mme CREVIER-DENOIX Nathalie, Professeur
M. DEGUEURCE Christophe, Professeur
- DISCIPLINE : ANGLAIS
- UNITE DE BIOCHIMIE
- DISCIPLINE : EDUCATION PHYSIQUE ET SPORTIVE
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contractuel,
IMMUNOLOGIE
- UNITE DE PHARMACIE ET TOXICOLOGIE
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Mme ENRIQUEZ Brigitte, Professeur
- UNITE DE PHYSIOLOGIE ET THERAPEUTIQUE
M. TIRET Laurent, Maître de conférences*
Mme COMBRISSON Hélène, Professeur
- UNITE DE VIROLOGIE
M. ELOIT Marc, Professeur
* responsable d’unité
REMERCIEMENTS
A M. le Professeur à la Faculté de Médecine de Créteil, pour nous avoir fait
l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse,
Hommage respectueux.
Au Docteur Christelle Maurey – Guenec, Maître de conférences à l’ENVA. Pour
son investissement, ses précieux conseils, et sa disponibilité,
Sincères remerciements.
Au Docteur Sylvain Bellier, Maître de conférences à l’ENVA. Pour sa
participation à ce projet, l’intérêt qu’il a bien voulu y porter et l’investissement
dont il a fait preuve dans son aboutissement final,
Sincères remerciements.
A mes parents, pour m’avoir guidée et permis d’arriver jusqu’ici.
Avec toute ma reconnaissance, et avec toute mon affection.
En particulier,
A mes grands - parents pour tout leur amour et leur accompagnement. Merci.
A Elodie et Vivien pour leur soutien sans faille. Vous êtes les meilleurs !
A Xouvath, pour son amour et sa patience. Que nos projets se réalisent !
A Jo, pour son soutien, sa présence et ses nombreux coups de pouce.
Aux Renaults, aux Nantais et aux Thaos : à tous les bons moments passés
ensemble et à ceux à venir.
A Christine et Béa : merci pour tout.
A mes amis, pour m’accepter et m’apprécier telle que je suis.
A Lina, Sophie, Stéphane, Jérôme, Glenn et Cyril, pour avoir rendu ces cinq
années d’école magiques et inoubliables. Que nos aventures continuent !
A Palmira, à tous nos bons moments passés en garde et ailleurs. A notre amitié !
A Lucky, Lotty, Rocky, Djinn, Loreleï, Apis, Cookie, Candi, Spirou et Althéa
pour leur participation à ma thèse.
1
Première partie : Indications, intérêts, limites et alternatives du recueil des
urines de 24 heures chez les carnivores domestiques………………………..15
I/ Rappels physiologiques : Élaboration de l’urine chez les carnivores
domestiques………………………………………………………………….17
1.1.1.1 Architecture générale…………………………………………………………….................18
1.1.1.3 Vascularisation sanguine du rein…………………………………………………………...22
a) Vascularisation artérielle………………………………………………………………...22
b) Vascularisation capillaire………………………………………………………………..23
c) Vascularisation veineuse ………………………………………………………………..24
1.1.2.1 Le tube urinaire……………………………………………………………………………..24
a) Le corpuscule de Malpighi……………………………………………………………...25
b) Le tube proximal………………………………………………………………………..27
c) La branche grêle de l’anse de Henlé…………………………………………................29
d) Le tube distal…………………………………………………………………................29
e) Le tube collecteur……………………………………………………………………….30
1.1.2.2 L’appareil juxta-glomérulaire ……………………………………………………………...31
a) Le segment modifié de l’artère glomérulaire afférente………………………………….31
b) Le segment modifié du tube contourné distal…………………………………………...31
c) Les cellules de Lacis……………………………………………………………………..32
1.1.2.3 Le tissus conjonctif interstitiel……………………………………………………………...32
2
1.2.1 Principes généraux sur l’origine de l’urine…………………………………...33
1.2.1.1 Production d’urine………………………………………………………………………….33
1.2.1.2 Mise en évidence des différents mécanismes à l’origine de la synthèse urinaire…………..35
1.2.2 Filtration glomérulaire……………………………………………………………….35
1.2.2.2 La pression de filtration…………………………………………………………………….36
1.2.2.3 La membrane filtrante……………………………………………………………...............37
a) Filtration glomérulaire selon la taille des molécules plasmatique………………………37
b) Filtration glomérulaire selon la charge ionique des molécules plasmatiques…………..38
1.2.2.4 Intégrité du filtre glomérulaire……………………………………………………………..38
1.2.3 Réabsorption tubulaire………………………………………………………………39
1.2.3.1 Concentration de l’urine et mécanisme de réabsorption dans le tube contourné
proximal………………………………………………………………………………….................40
b) Réabsorption des ions et de l’eau………………………………………………………..42
1.2.3.2 Les mécanismes de réabsorption dans l’anse de Henlé…………………………………….45
a) Système à contre-courant……………………………………………………………….45
b) Intérêt du système à contre-courant…………………………………………………….48
1.2.3.3 Les mécanismes de réabsorption dans le tube distal……………………………………….48
a) Réabsorption du sodium, chlorure et bicarbonate……………………………………….48
b) Réabsorption de l’eau……………………………………………………………………51
1.2.4 Sécrétion tubulaire………….……………………………………………………….55
1.2.4.1 Processus actifs de sécrétion : l’acidification de l’urine……………………………………56
a) Elimination des H+………………………………………………………………………56
b) Ammoniogenèse…………………………………………………………………………58
1.2.4.3 Mécanismes d’excrétion urinaire…………………………………………………………...61
a) Processus actifs d’excrétion……………………………………………………………..61
b) Processus passifs d’excrétion……………………………………………………………63
1.3 Composition de l’urine de 24 heures…………………………………… 64
1.3.1 Composition normale de l’urine …………………………………………………….64
3
1.3.1.2 Composés organiques de l’urine……………………………………………………………65
a) Produits du catabolisme………………………………………………………………….65
b) Composition de l’urine en minéraux…………………………………………………….66
c) Glucose…………………………………………………………………………………..66
1.3.2.1 Le volume urinaire…………………………………………………………………………67
1.3.2.2 La composition de l’urine…………………………………………………………………..68
1.4 Le nycthémère et variation de la composition urinaire……………….....69
1.4.1 Variation des concentrations hormonales au cours du cycle journalier……………..69
1.4.1.1 Variation du cortisol urinaire au cours de la journée……………………………................69
a) Origine du Cortisol de l’organisme……………………………………………………...69
b) Augmentation du cortisol urinaire la nuit……………………………………………….69
1.4.1.2 Augmentation de la sécrétion d’aldostérone et d’angiotensine II durant la nuit…………...70
a) Chez l’homme …………………………………………………………………………..70
b) Chez le chien…………………………………………………………………………….71
1.4.2 Rythme circadien et horloge biologique…………………………….........................72
1.4.2.1 Définition ………………………………………………………………………………….72
b) L’horloge biologique interne…………………………………………………………….73
1.4.2.2 Composition et structure de l’horloge biologique interne …………………………………73
1.4.2.3 Fonctionnement de l’horloge biologique interne…………………………………………..73
a) Rythme spontané………………………………………………………………………...74
1.4.2.4 Stimulation et régulation de l’horloge biologique interne……………………...........75
1.4.3 Variation hormonale et rythme circadien……………………………………………77
1.4.3.1 Généralités………………………………………………………………………………….78
4
II/ Intérêt de l’analyse urinaire en routine…………………………………...81
2.1 Indication de l’analyse urinaire en routine ……………………………...81
2.2 Les différentes étapes de l’analyse urinaire……………………………..81
2.3 Évaluation de la capacité rénale à concentrer les urines : mesure de la
densité urinaire………………………………………………………………82
2.3.1.1 Définition de la densité urinaire…………………………………………………................82
2.3.1.2 Le réfractomètre et mesure de la densité urinaire…………………………………………..83
a) Mécanisme physique…………………………………………………………………….83
b) Le réfractomètre…………………………………………………………………………83
2.3.3 Interprétation des valeurs de densité urinaire………………………………………..85
2.3.3.1 Terminologie……………………………………………………………………………….85
a) Concentration urinaire…………………………………………………………………..85
b) Dilution urinaire ………………………………………………………………………...86
2.3.3.3 Les valeurs de densité urinaire chez les chiots et chatons………………………………….86
2.3.3.4 Diminution de la densité urinaire…………………………………………………………..87
a) Diminution de la densité urinaire et augmentation de l’azotémie……………………….87
b) Diminution de la densité urinaire sans augmentation de l’azotémie………….................88
2.3.3.5 Augmentation de la densité urinaire………………………………………………………..88
2.4 L’examen physique des urines…………………………………………..88
2.4.1 La couleur de l’urine………………………………………………………...............89
2.4.1.1 Indication de l’examen…………………………………………………………….89
2.4.1.2 Interprétation……………………………………………………………................89
2.5.1 Les protéines………………………………………………………………...............91
c) La protéinurie pré-glomérulaire………………………………………………................92
d) La protéinurie d’origine rénale (glomérulaire ou tubulaire)…………………………….93
e) La protéinurie post-glomérulaire………………………………………………………...94
2.5.1.2 Méthodes de mesure……………………………………………………………………….94
a) Test colorimétrique par bandelette urinaire……………………………………………...94
b) Test de turbidimétrie à l’acide sulfosalicylique (ASS) et test de Heller………………...96
2.5.2 Le pH………………………………………………………………………………...97
a) Indication………………………………………………………………………………...97
2.5.2.2 Interprétation des valeurs du pH…………………………………………………………..100
a) Un pH acide…………………………………………………………………………….101
b) Un pH alcalin…………………………………………………………………………..101
2.5.3 Les nitrites………………………………………………………………………….101
2.5.4 Les leucocytes……………………………………………………………………...102
2.5.4.2 Interprétation……………………………………………………………...........................102
2.5.5.2 Interprétation……………………………………………………………………………...104
2.5.6.1 Indications et méthode de mesure………………………………………………………...104
2.5.6.2 Interprétation……………………………………………………………………………...105
2.5.7.1 Indication et méthode de mesure…………………………………………………………106
2.5.7.2 Interprétation……………………………………………………………………………...107
a) Faux positifs et Faux négatifs…………………………………………………………..107
b) Rappel physiologique des hématies, de l’hémoglobine et de la myoglobine………….108
2.5.8 Bilirubine…………………………………………………………………………...109
b) Intérêt de la recherche de bilirubinurie………………………………………………110
c) Méthode de mesure…………………………………………………………………..111
6
2.5.9 Urobilinogène ……………………………………………………………………...112
2.5.9.2 Interprétation……………………………………………………………...........................112
2.6.1 Indication…………………………………………………………………………...113
2.6.2 Les cellules.………………………………………………………………………...114
2.6.2.2 Signification de la présence de ces cellules épithéliales………………………………….115
2.6.3 Les cylindres……………………………………………………………………….115
2.6.3.2 Les différents types de cylindre…………………………………………………………...116
2.6.3.3 Signification de la présence des cylindres………………………………………………...117
2.7 Evaluation de la cristallurie…………………………………………………………..118
2.7.1 Indication…………………………………………………………………………................118
2.7.2 Interprétation………………………………………………………………………………..118
III/ Intérêt de l’analyse urinaire sur 24 heures……………………………..120
3.1 Les limites d’un prélèvement ponctuel………………………………...120
3.1.1 Interprétation de la densité urinaire sur un prélèvement ponctuel…………………120
3.1.1.1 Estimation du volume urinaire à partir d’un prélèvement ponctuel………………………120
a) Méthode de standardisation du calcul du volume urinaire sur 24 heures………………120
b) Interprétation de cette formule…………………………………………………………120
3.1.1.2 Variation du volume urinaire au cours des 24 heures…………………………………….121
a) Influence du cycle circadien de l’angiotensine et de l’aldostérone…………………….122
b) Influence du rythme nycthéméral de l’individu……………………………………….122
3.1.2 Interprétation de la protéinurie sur un prélèvement ponctuel………………………122
3.1.3 Interprétation de la cétonurie sur un prélèvement ponctuel………………………..123
3.1.4 Interprétation de la glucosurie sur un prélèvement ponctuel………………………123
3.1.5 Interprétation des éléments figurés sur un prélèvement ponctuel……….................123
7
3.2 Analyses urinaires quantitatives : la nécessité du recueil des urines de 24
heures……………………………………………………………………….124
3.3 Les cibles de l’analyse sur un prélèvement de 24 heures………………125
3.3.1 Le volume urinaire…………………………………………………………………125
3.3.2 Evaluation de la capacité de concentration : Test de restriction hydrique…………126
3.3.2.1 Principe du test de restriction hydrique…………………………………………………...126
3.3.2.2 Recommandation………………………………………………………………………….126
3.3.2.3 Méthode…………………………………………………………………………………...127
a) Concentration protéique urinaire normale ……………………………………………..128
b) Evaluation de la protéinurie et prélèvement urinaire de 24 heures…………………….129
3.3.3.2 Les électrolytes urinaires………………………………………………………………….131
a) Indication de la mesure des concentrations urinaires en électrolytes…………………..131
b) Evaluation des concentrations urinaires en électrolytes ……………………………….132
3.3.3.3 Catécholamines……………………………………………………………………………134
a) Généralité ……………………………………………………………………………...134
3.3.3.4 La sursaturation urinaire…………………………………………………………………..136
a) Indication de la mesure de la sursaturation……………………………………………..136
b) Evaluation quantitative des électrolytes………………………………………………...137
3.4 Les différentes méthodes du recueil urinaire de 24 heures………….....142
3.4.1 La miction spontanée………………………………………………………………142
3.4.1.1 Définition………………………………………………………………………………….142
3.4.1.2 Technique………………………………………………………………………................143
a) Avantages………………………………………………………………………………143
b) Inconvénients…………………………………………………………………………..144
3.4.1.4 Applications……………………………………………………………………………….144
3.4.2.1 Définition………………………………………………………………………………….145
3.4.2.2 Technique…………………………………………………………………………………145
a) Avantages………………………………………………………………………………146
3.4.3.1 Définition………………………………………………………………….........................148
3.4.3.2 Technique…………………………………………………………………………………148
a) Généralités……………………………………………………………………………...148
3.4.3.3 Avantages et inconvénients……………………………………………………………….150
a) Avantages………………………………………………………………………………150
b) Inconvénients…………………………………………………………………………..150
3.4.3.4 Applications………………………………………………………………….....................150
3.4.4.4 Applications……………………………………………………………………………….153
3.4.5.1 Principe……………………………………………………………………........................153
a) Avantages………………………………………………………………………………154
b) Inconvénients…………………………………………………………………………..154
3.4.5.3 Applications……………………………………………………………………………….155
4.1 Généralités……………………………………………………………...157
a) Définition………………………………………………………………………………158
c) Variation de la clairance………………………………………………………………..159
4.1.1.2 Clairances fractionnées …………………………………………………………………...160
4.1.1.3 Rapport substance Xu / Créatinurie……………………………………………………….160
4.1.2 La créatinine………………………………………………………………………..161
a) Origine de la créatinine………………………………………………………………...162
b) Distribution de la créatinine dans l’organisme…………………………………………162
c) Elimination de la créatinine dans l’urine……………………………………………….163
4.1.2.2 Facteurs influençant la concentration plasmatique en créatinine…………………………165
a) Sa production…………………………………………………………………………...165
4.1.2.3 Valeurs normales de la créatinine…………………………………………........................167
4.1.3 Le débit de filtration glomérulaire………………………………………………….168
4.1.3.1 Définition………………………………………………………………………………….168
a) Généralité………………………………………………………………………………168
b) Mesure de la clairance de la créatinine endogène……………………………………...169
c) Mesure de la clairance de la créatinine exogène……………………………………….171
d) Test de la clairance plasmatique de la créatinine exogène (TCPCE)…………………..171
4.2 Le RPCU…………………………………………………………….....173
4.2.1.1 Définition…………………………………………………………………………………173
a) Principe…………………………………………………………………………………..174
c) Heure du prélèvement urinaire…………………………………………………………..175
4.2.2 Interprétation……………………………………………………………………….176
4.2.2.2 Les limites de la protéinurie………………………………………………………………177
a) Modification de la protéinurie lors d’hémorragie……………………………………...177
b) Modification de la protéinurie lors d’une infection……………………………………177
c) Modification de la protéinurie lors d’inflammation……………………………………177
10
d) Modification de la protéinurie par l’action de certains médicaments………………….177
4.2.2.3 Les limites de l’interprétation…………………………………………………………….178
a) Variation inter-essai…………………………………………………………………….178
b) Variation intra-essai…………………………………………………………………….180
4.2.3 Application pratique………………………………………………………………..182
4.2.3.2 RPCU et pronostic………………………………………………………………………...183
4.2.3.3 RPCU : amyloïdose vs glomérulonéphrite………………………………………………..184
4.2.3.4 Intérêt du RPCU dans le diagnostic des maladies rénales du chiot……………………….185
4.3 Les Fractions d’excrétion………………………………………………187
4.3.1 Définition et technique de mesure………………………………………………….187
4.3.1.1 Définition………………………………………………………………………………….187
4.3.2 Interprétation……………………………………………………………………….188
4.3.2.1Variations inter-individuelles……………………………………………………………...189
4.3.2.2 Variations intra-individuelles……………………………………………………………..191
b) Influence du repas……………………………………………………………………...191
c) Influence de l’âge du patient…………………………………………………………...191
4.3.3 Application pratique……………………………………………………………......192
a) Utilisation des fractions d’excrétion en sodium………………………………………..193
b) Utilisation des fractions d’excrétion de l’urée…...…………………………………….194
4.3.3.3 Détection de l’IRC………………………………………………………………………...194
4.3.3.4 Diagnostic du syndrome de Fanconi……………………………………...........................195
a) Définition………………………………………………………………………………195
b) Mesure des fractions d’excrétion dans le diagnostic du syndrome de Fanconi……….195
4.4 Endocrinopathie………………………………………………………...196
4.4.1 RCCU………………………………………………………………………………196
11
4.4.1.2 Interprétation ……………………………………………………………………………..198
4.4.1.3 Application pratique………………………………………………………………………201
a) RCCU et diagnostic de l’hypercorticisme chez le chien……………………………….202
b) RCCU et suspicion d’hyperthyroïdie chez le chat……………………………………..204
4.4.2 Cathécolamines urinaires / créatinine urinaire……………………………………..205
4.4.2.1 Définition et techinique de mesure………………………………………………………..205
a) Définition………………………………………………………………………………..205
4.4.2.2 Application………………………………………………………………………………..207
phéochromocytome……………………………………………………………………………….207
Deuxième partie : Partie expérimentale ; Étude préliminaire sur la faisabilité
du recueil des urines de 24 heures par les propriétaires……………………211
I/ Objectifs………………………………………………………………….213
2.1 Population d’étude : sélection des cas………………………………….213
2.1.1 Critères d’inclusion………………………………………………………………...213
2.1.2 Examen clinique……………………………………………………………………213
2.2.1.1 Recueil urinaire par miction spontanée chez la femelle…………………………………..214
12
2.2.1.2 Recueil urinaire par miction spontanée chez le mâle……………………………………..214
2.2.2 Nombre de recueil………………………………………………………………….214
2.2.3 Stockage des urines………………………………………………………………...215
2.2.4 Traitement des urines………………………………………………………………215
2.3 Statistiques……………………………………………………………...215
III/ Résultats………………………………………………………………..216
3.2 Le volume urinaire……………………………………………………..217
3.3 Le pH urinaire………………………………………………………….218
3.4 La densité urinaire……………………………………………………..219
IV/ Discussion……………………………………………………………..220
13
INTRODUCTION
L’urine est un produit terminal du catabolisme qui témoigne de l’homéostasie.
Au même titre que l’analyse sanguine, l’analyse urinaire permet de détecter, suivre des
maladies du tractus urinaire mais aussi plus largement des maladies de système telles que
des endocrinopathies (Diabète sucré, diabète insipide, syndrome de Cushing, etc.).
Dès l’antiquité, de nombreux penseurs et philosophes se sont intéressés à l’examen des
urines pour détecter des maladies humaines.
Le papyrus égyptien d’Ebers (1 500 avant J.-C.) est le plus ancien document concernant les
urines. Les Hindous et les chinois ont aussi étudié cet excretum et les maladies que son
examen peut déceler. Il en est de même pour les Grecs et les Romains ; d’Hippocrate à
Actuarius, en passant par Pline, Celse, Galien, et bien d’autres.
Par exemple, le diabète est signalé dès la plus haute antiquité. Le papyrus d’Ebers décrit
une maladie caractérisée par l’abondance anormale des urines. Le terme « diabète » formé
à partir du grec signifie d’ailleurs « passer à travers » par référence à la polyurie : « les
corps étaient traversés par l’eau sans pouvoir la retenir » (Praxagoras de Cos 384-322
avant.J.C ; Dezeimeris, 1834).
Aristote (384-322 avant. J.C), le troisième après Socrate et Platon de la grande lignée des
philosophes grecs classiques, fut un pionnier de la biologie et le rein n'échappa pas à son
attention. Dans son "Historia Animalium" il décrivit l'anatomie animale et énonça les
concepts physiologiques qu'elle lui évoquait (Dezeimeris, 1834).
Aristote incluait le rein dans le système d'excrétion des substances nocives, tout comme la
bile et la sueur. Selon lui, l’urine était le reflet de la santé de l’animal. Il découvre la
glycosurie en goutant l’urine. Il décrit le caractère poisseux des urines et leur saveur sucrée
douée de la propriété d’attirer les fourmis (Barthélémy Saint Hilaire, 1863 ; Guyotjeannin,
1951 ; Lombard, 2004). Mais, l’histoire de l’analyse urinaire ne s’arrête pas là.
Avec la Renaissance, on essaie de séparer les parties élémentaires de l’urine pour en tirer
des bases de diagnostic. L’urologie sert de trait-d’union entre l’alchimie du Moyen-âge et
la chimie moderne. Peu à peu, celle-ci aidée de la physique, permet de déterminer et doser
14
les éléments normaux et anormaux de l’urine. Enfin, l’arrivée du microscope permet de
mettre en évidence les éléments figurés de l’urine : les cristaux et sédiments urinaires
(Guyotjeannin, 1951). Depuis cent cinquante ans, les méthodes proposées et utilisées pour
l’ensemble de ces investigations biochimiques, ont été patiemment établies par d’éminents
chercheurs.
Aujourd’hui, il existe, en médecine vétérinaire, des tests d’examen physique et chimique
urinaire simples, peu coûteux et rapides qui devraient faire partie intégrante de tout examen
clinique (Osborne, Stevens, 1999). Néanmoins, l’étape première de l’exploration urinaire
de routine devrait pouvoir débuter par la mesure de la diurèse de 24 heures (Osborne,
Stevens, 1999). En effet, l’exploration des constituants urinaires est à interpréter en
fonction du volume urinaire (Osborne, Stevens, 1999). Les substances endogènes (acide
urique, acide aminé, hormones, électrolytes, etc.) subissent des variations de
concentrations tout au long de la journée (Touitou, 2001). Le cycle circadien influence leur
excrétion dans l’urine (Gosselin et al., 1990). De ce fait, les analyses urinaires sur un seul
échantillon d’urine peuvent être faussées. Il est donc indispensable de recueillir les urines
de 24 heures pour toute analyse urinaire.
Cependant, ce recueil est difficile en clientèle courante et non réalisé en pratique.
Après avoir rappelé la formation et la composition de l’urine par le rein, nous présenterons
les intérêts et limites de l’analyse urinaire unique. Nous essaierons ensuite de démontrer
l’intérêt de l’analyse urinaire sur les urines de 24 heures en soulignant les limites des
méthodes d’extrapolation. Enfin, nous nous intéresserons à la faisabilité du recueil des
urines de 24 heures chez le chien.
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carnivores domestiques
I/ Rappels physiologiques : Elaboration de l’urine chez les carnivores
domestiques
Le rein est un organe indispensable à la vie : la bi-néphrectomie est rapidement mortelle
plus ou moins selon les espèces (Leib et Monroe, 1996). L’espérance de vie est de 8 à 10
jours chez les ruminants mais elle est beaucoup plus courte chez les carnivores
domestiques (3-4 jours) (Leib et Monroe, 1996).
Lors de privation des fonctions rénales, on observe une élévation de l’urée sanguine, une
augmentation de la kaliémie et une diminution de la natrémie (Leib et Monroe, 1996). Le
rein est responsable de la production de l’urine dont le but principal est l’élimination des
déchets de l’organisme.
1.1 Anatomie et histologie rénale
Les fonctions rénales sont étroitement dépendantes de la morphologie de l’organe, surtout
de son architecture à l’échelle macro-microscopique. L’étude du fonctionnement rénal et
donc des mécanismes d’élaboration de l’urine ainsi que de sa régulation nécessite une
connaissance préalable de ces données morphologiques.
1.1.1 Anatomie du rein des carnivores domestiques
Chez les carnivores domestiques l’appareil urinaire est constitué des reins, des uretères, de
la vessie et de l’urètre (cf. Figures 1 et 2). L’urine est synthétisée par l’unité fonctionnelle
du rein : les néphrons. Puis, elle est acheminée dans les uretères jusqu’à la vessie. Lors de
la miction, la vessie se vidange et l’urine passe dans l’urètre avant d’être émise dans le
milieu extérieur.
La diurèse désigne donc les processus qui réalisent l’élaboration de l’urine, elle concerne le
rein. La miction, elle, est l’évacuation de l’urine dans le milieu extérieur. Elle concerne les
voies urinaires inférieures : la vessie et l’urètre (Osborne et Finco, 1995 ; Osborne et
Steven 1999).
Le rein est l’organe excréteur chargé de l’élaboration de l’urine.
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Figure 1 : Appareil urinaire d’un chat mâle (Osborne et Finco, 1995).
Figure 2 : Appareil urinaire d’un chat femelle (Osborne et Finco, 1995).
1.1.1.1 Architecture générale
Le rein lisse est entouré par une capsule conjonctive. De forme grossièrement ovoïde et
discrètement aplati sur les côtés, il présente une dépression par où pénètre l’artère rénale et
d’où partent la veine rénale et l’uretère : le hile.
L’uretère communique avec le bassinet qui collecte des expansions diverticulées : les
calices.
Sur une coupe sagittale (cf. Photo 1), on constate que l’organe comporte une zone corticale
périphérique qui occupe environ 1/3 de la hauteur et une zone médullaire 2 fois plus
épaisse (Hall et Freeman, 1983 ; Bovée, 1984 ; Osborne et Finco 1995).
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Photo 1 : Coupe sagittale d’un rein de chien de race de taille moyenne. C : Cortex rénal,
O : médulla externe, M : médulla interne, : le bassinet. Coloration acide périodique de
Schiff (Leib et Monroe, 1996).
a) La zone médullaire
La médulla est formée de plusieurs pyramides de Malpighi accolées par leurs côtés, dont
les bases marquent la limite cortico-médullaire.
b) La zone corticale
Le cortex comporte de multiples structures coniques effilées reposant par leur base sur les
pyramides de Malpighi et dont la pointe s’oriente vers la surface de l’organe : les
pyramides de Ferrein. Le reste de la corticale constitue le labyrinthe. Le rein est divisé en
10 à 18 unités appelées les lobes rénaux.
1.1.1.2 Le lobe rénal
Le lobe rénal regroupe une pyramide de malpighi et le parenchyme rénal qui l’entoure. On
désigne sous le nom de lobule rénal une pyramide de Ferrein et la portion de parenchyme
tant cortical que médullaire qui lui correspond (Hall et Freeman, 1983 ; Bovée, 1984).
Finalement chaque lobe est constitué par de multiples lobules au sein desquels se
développent les tubes urinaires (cf. Figure 3).
Chaque tube urinaire comprend :
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1) Un corpuscule de Malpighi : Un élément sphérique de 150 à 200 µm de diamètre
qui forme le premier segment du tube urinaire. Les corpuscules de Malpighi sont
situés dans le cortex profond entre les pyramides de Ferrein (Hall et Freeman,
1983 ; Bovée, 1984).
2) Des segments tubulaires de disposition et de morphologie distincte :
♦ Tube contourné proximal : Tube circonvolutionné de diamètre large situé après le
glomérule. Il se dispose dans le labyrinthe.
♦ Anse de Henlé : Portion rectiligne recourbée en anse, formée de 4 segments successifs de
calibre distinct.
- La branche descendante large, située dans les pyramides de Ferrein et se
prolongeant dans la partie externe de la médulla.
- La branche descendante grêle, qui prolonge la branche descendante
large en s’enfonçant dans la médulla.
- La branche ascendante grêle, court segment qui remonte vers la
corticale.
- La branche ascendante large, qui fait rapidement suite à la branche
ascendante grêle et remonte vers la corticale, jusque dans la pyramide de
Ferrein.
♦ Tube contourné distal : segment circonvolutionné large situé dans le labyrinthe. Il s’unit
par un segment droit et court au tube collecteur. Le TCD repasse au contact du glomérule
du même néphron, il constitue un appareil juxta-glomérulaire.
♦ Tube collecteur : Chaque tube draine plusieurs tubes contournés distaux. Il s’enfonce
dans la zone médullaire. Les tubes collecteurs fusionnent à leur tour, une dizaine de fois,
en région profonde pour constituer des tubes de plus fort calibre : les tubes de Bellini
lesquels s’ouvrent dans le bassinet. Chaque tube collecteur draine environ 3 000 néphrons
(Hall et Freeman, 1983 ; Bovée, 1984).
Au final, on comprend donc que le labyrinthe est constitué de l’ensemble des tubes
contournés (distaux et proximaux) ainsi que des corpuscules de Malpighi.
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Les pyramides de Ferrein, sont, elles, les territoires où cheminent les segments tubulaires
rectilignes de la corticale : branches larges de l’anse de Henlé et tube collecteur.
Figure 3 : Organisation d’un lobule rénal et de son tube urinaire. Glomérule sanguin : G,
Tube proximal : PT, Anse de Henlé : LH, Tube distal : DT (Osborne et Finco, 1995).
Enfin, tous les néphrons possèdent les mêmes éléments de structures. Cependant il existe 2
populations de néphrons.
1) Les néphrons courts : Ils représentent 80 à 90% de la totalité des néphrons. L’anse
de Henlé est courte à segments grêles réduits. Les néphrons courts ont une faible
capacité de réabsorption : on parle de néphrons « perdeurs de sel ».
2) Les néphrons longs : Ils représentent 10 à 20% de la totalité. Leur anse de Henlé est
longue, à segments grêles développés. Ces néphrons ont une capacité de filtration et
de réabsorption importante. Ils participent à la constitution du gradient osmotique
cortico-papillaire. Ils sont dits : néphrons « rétenteurs de sel » (Osborne et Finco,
1995).
Le rein possède donc une organisation structurale particulière qui, pour bien fonctionner
est richement vascularisée.
a) Vascularisation artérielle
L’artère rénale pénètre au niveau du hile. Elle se divise en artères interlobaires qui longent
les pyramides de Malpighi et qui se recourbent à la limite cortico-médullaire pour
constituer les artères arciformes (cf. Figure 4). A partir de celles-ci se forment les artères
interlobulaires qui cheminent dans la corticale en direction de la périphérie du rein entre les
pyramides de Ferrein (Osborne, et Finco, 1995).
La vascularisation est de type terminal : les ramifications des artères interlobaires puis
interlobulaires de l’artère rénale ne contractent pas d’anastomoses entre elles.
Figure 4 : Vascularisation rénale artérielle. E : Artériole efférente. A : Artériole afférente
(Osborne et Finco, 1995).
Sur leur trajet, les artères interlobulaires assurent l’irrigation des différents segments du
tube urinaire par 2 réseaux de capillaires situés en continuité :
1) Le premier réseau capillaire est de type admirable. Il assure l’irrigation des
glomérules. Il est constitué par : une artériole afférente au glomérule, ramification
de l’artériole interlobulaire, un réseau de capillaires glomérulaires, qui assure
l’irrigation du glomérule et une artériole efférente qui fait suite au réseau capillaire.
2) Le deuxième réseau capillaire est de type classique et fait suite à l’artériole
glomérulaire efférente.
Le devenir de l’artériole efférente dépend de la situation anatomique du glomérule.
1) Les artérioles issues des glomérules en situation profonde s’enfoncent directement
dans la médullaire sous forme d’artérioles droites qui forment un deuxième réseau
capillaire qui irrigue les portions médullaires droites du tube urinaire. Puis un
système de veines droites superposables se jettent dans des veines arciformes inter-
cortico-médullaires.
2) Les artérioles issues des glomérules situés en région moyenne forment un
deuxième réseau capillaire qui irrigue les portions corticales du tube urinaire.
Ensuite, ce réseau rejoint les veines arciformes comme précédemment.
3) Les artérioles issues des glomérules situés en région superficielle, constituent un
deuxième réseau capillaire qui donne naissance aux veines corticales
superficielles. Puis un réseau sous-capsulaire des veines étoilées fusionnent pour
constituer des veines interlobulaires parallèles aux artérioles. Enfin, ces dernières
rejoignent les veines arciformes (Osborne et Finco, 1995).
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c) Vascularisation veineuse
Les veines arciformes drainent l’ensemble du sang veineux cortical et médullaire. Elles
forment des arcs veineux volumineux situés à la limite entre la corticale et la médullaire
(cf. Figure 5). Elles se prolongent par les veines interlobaires, puis par la veine rénale dont
le trajet est superposable à celui des artères (Osborne et Finco, 1995).
Figure 5 : Vascularisation rénale veineuse (Osborne et Finco, 1995).
On constate donc que la topographie du parenchyme rénal présente une polarité très
marquée. Les anses des Henlé, les tubes collecteurs et certains vaisseaux sanguins (artères
et veines droites) cheminent parallèlement les uns aux autres. Cette disposition a des
conséquences particulières dans la physiologie de l’organe. Mais, afin de comprendre la
physiologie de cet organe, intéressons-nous à son organisation histologique.
1.1.2 Histologique du rein des carnivores domestiques
L’unité anatomique et fonctionnelle du rein est le néphron. Ce dernier se compose du tube
urinaire et de l’appareil juxta-glomérulaire.
1.1.2.1 Le tube urinaire
Le tube urinaire se compose du corpuscule de Malpighi, du tube proximal, de l’anse de
Henlé, du tube distal et du tube collecteur (cf. Figure 6).
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Figure 6 : Le tube urinaire et ses différentes parties (Combrisson, 2007).
a) Le corpuscule de Malpighi
Le corpuscule de Malpighi (CDM) est une formation sphérique d’environ 80 µm de
diamètre chez le rat contre 100 µm de diamètre chez le chat et 250 µm de diamètre chez le
cheval. Il se compose de 2 parties étroitement associées :
1) Un peloton de vaisseaux capillaires développé entre 2 artérioles et maintenu par un
tissu conjonctif lâche, le mésangium (Osborne et Finco, 1995). Au sens strict cet
ensemble est nommé glomérule rénal. En pratique le terme de glomérule est souvent
employé comme synonyme de corpuscule de Malpighi.
2) Une enveloppe périphérique, la capsule de Bowman, dont le double feuillet délimite
autour du glomérule la chambre glomérulaire.
Le point de pénétration de l’artère glomérulaire afférente et celui de sortie de l’artère
glomérulaire efférente correspondent au pôle vasculaire du CDM.
A l’opposé du pôle vasculaire, la chambre glomérulaire débouche dans le tube contourné
proximal. C’est à ce point de raccordement que l’on parle de pôle urinaire du CDM.
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♦ Le glomérule
L’artère glomérulaire afférente forme une vingtaine d’anses capillaires ; les flocules,
lesquelles sont collectées par une artère glomérulaire efférente. Le noyau des cellules
endothéliales des capillaires glomérulaires est toujours tourné à l’opposé de la chambre
glomérulaire. La basale du capillaire est commune avec celle sur laquelle reposent les
cellules du feuillet interne de la capsule de Bowman.
Les capillaires glomérulaires sont soutenus par un tissu conjonctif peu abondant, riche en
cellules mésangiales (Osborne et Finco, 1995).
♦ La capsule de Bowman
Cette capsule comporte un feuillet interne et un feuillet externe.
Le feuillet interne se moule étroitement sur les capillaires et partage sa basale avec eux.
Le feuillet externe, en continuité avec le précédent, est tapissé par un revêtement
pavimenteux reposant sur une lame basale et dont les noyaux sont saillants dans la
chambre glomérulaire. Ce feuillet est en continuité avec le tube contourné proximal (cf.
Figure 7). La transition entre le revêtement pavimenteux et l’épithélium prismatique de ce
TCP est progressive.
Figure 7 : Le corpuscule de Malpighi ; le glomérule sanguin et la capsule de Bowmann. A :
Artériole afférente, E : Artériole efférente, DT : Tube distale, BS : espace de la capsule de
Bowmann, GC : capillaire glomérulaire, PT : tube proximal (Osborne et Finco, 1995).
Les cellules du feuillet interne de la capsule de Bowman ont une morphologie très
particulière. Ces cellules aplaties et très étendues reposent sur la basale glomérulaire par
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l’intermédiaire de fins prolongements cytoplasmiques imbriqués les uns avec les autres ;
les pédicelles. Ces cellules sont, pour cette raison, nommées podocytes (cf. Figure 8).
Les très fins espaces (quelques centaines A°) qui existent entre les pieds de ces podocytes
sont nommés fentes de filtration.
Au final, la barrière qui existe entre le sang et la chambre glomérulaire au travers de
laquelle s’effectue la filtration glomérulaire comporte :
-la lame cytoplasmique percée de pores des cellules endothéliales.
-la basale glomérulaire épaisse et continue.
-le revêtement podocytaire ménageant des fentes de filtration qui communiquent dans
l’espace avec la chambre glomérulaire.
La membrane cytoplasmique des pédicelles est porteuse de charges électronégatives de
surface qui jouent un rôle essentiel dans le mécanisme de la filtration glomérulaire.
Figure 8 : Structure histologique du feuillet interne de la capsule de Bowman (Wyers et
Gallas, 1995).
La portion tubulaire qui suit le corpuscule de Malpighi est le tube proximal.
b) Le tube proximal
Le tube proximal se compose du tube contourné proximal et de la branche descendante
large de Henlé. Ces 2 éléments possèdent la même structure.
Le tube proximal forme un tube de 40 à 60 µm de diamètre limité en périphérie par une
basale et tapissé par un épithélium simple constitué de grandes cellule pyramidale : les
néphrocytes (cf. Figure 9).
-des limites intercellulaires floues
-de nombreuses mitochondries
Figure 9 : Structure du tube contourné proximal en coupe transversale (Wyers et