asociación de oreochromis niloticus y lactuca sativa bajo dos sistemas acuapónicos en nazareno...
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En México la acuacultura ha adquirido mayor importancia en los últimos años por los beneficios sociales y económicos que genera, ya que se percibe como la actividad que tiene el mayor potencial para enfrentar la demanda creciente de alimento acuático con un elevado valor nutricional (Álvarez et al., 1999). Sin embargo, una de las principales limitantes de la producción acuícola es la concentración de materia orgánica en los estanques de cultivo, como resultado de las excreciones de los peces, el alimento proporcionado, y otros insumos adicionados, tales como hormonas (Tacon y Forster, 2003), provocando que los efluentes contribuyan al deterioro de los cuerpos hídricos receptores. Por tal motivo, se plantean diferentes estrategias que contribuyan al no deterioro de los ecosistemas, basándose en sistemas amigables con el ambiente y que además sean sostenibles. Una de estas estrategias que ayudan a proteger los recursos naturales como el suelo y los cuerpos hídricos, es la acuaponia, definida como la combinación de la acuacultura con la hidroponía (Rakocy et al., 2004), es decir, constituye una integración entre un cultivo de peces y uno hidropónico de plantas.Por esta razón, se planteo este estudio en la granja acuícola de los Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R. L. ubicada en la población de Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Una de las problemáticas que presentó la sociedad cooperativa fue el inadecuado aprovechamiento del recurso hídrico. Las causas fueron la falta de capacitación técnica y de conocimientos sobre limpieza y reutilización del agua, por tal motivo al integrar un sistema acuapónico se redujo dichos impactos basándose en un sistema amigable con el ambiente y sostenible, protegiendo los recursos naturales como el suelo y los cuerpos de agua. En donde el objetivo principal fue establecer dos sistemas acuapónicos propuestos por Ramírez et al., (2008) y Rakocy et al., (2006), con dos técnicas hidropónicas diferentes: NFT (Cooper, 1976) y balsa flotante (Urrestarazu, 2000), donde se llevaron a cabo cultivos simultáneos de Tilapia (Oreochromis niloticus) y Lechuga (Lactuca sativa), para conocer el crecimiento de dichas especies durante 120 días y analizar los principales parámetros fisicoquímicos presentes en dichos sistemas como: oxígeno disuelto, temperatura, pH y las concentraciones de amoníaco iónico (NH4+), nitritos (NO2-) y nitratos (NO3-) disueltos en la entrada y salida de los componentes hidropónicos.TRANSCRIPT
DIRECCIÓN GENERAL DE EDUCACIÓN SUPERIOR TECNOLÓGICA
Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca
ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA
INFORME FINAL DE RESIDENCIA PROFESIONAL QUE PRESENTA:
Cesar Camilo Julián Caballero
Como requisito parcial para acreditar la Residencia Profesional de la Licenciatura en:
BIOLOGÍA
Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.
DIRECCIÓN GENERAL DE EDUCACIÓN SUPERIOR TECNOLÓGICA
Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca
ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA
INFORME FINAL DE RESIDENCIA PROFESIONAL QUE PRESENTA:
Cesar Camilo Julián Caballero
Como requisito parcial para acreditar la Residencia Profesional de la Licenciatura en:
BIOLOGÍA
Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.
El presente informe de residencia profesional titulado: ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA, fue realizado bajo la dirección del comité de asesores indicado, ha sido aprobado por el mismo y aceptado como requisito parcial para acreditar la residencia profesional de la Licenciatura en:
BIOLOGÍA
ASESOR INTERNO: ING. ROMEO CID FLORES
ASESOR EXTERNO: M. C. VÍCTOR MANUEL ORTIZ CRUZ
REVISOR: DR. SALVADOR LOZANO TREJO REVISORA: M. C. NOHEMÍ VIANNEY VICTORIA VILLA
Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.
ÍNDICE GENERAL
Página
ÍNDICE DE CUADROS …………………………………………………… v
ÍNDICE DE FIGURAS ………………………………………………….... vii ÍNDICE DEL ANEXO …………………………………………………… ix
Página
I. INTRODUCCIÓN …………………………………………………… 1
II. JUSTIFICACIÓN …………………………………………………… 3
2.1 Académica …………………………………………………………. 3
2.2 Técnica …………………………………………………………….. 3
2.3 Socio-Económica …………………………………………………. 4
2.4 Ecológica …………………………………………………………. 4
III. OBJETIVOS
…………………………………………………... 5
3.1 Objetivo general …………………………………………….. 5
3.2 Objetivos específicos …………………………………………….. 5
IV. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA
…………………………………… 6
4.1 Macrolocalización …………………………………………………. 6
4.1.1 Fisiografía …………………………………………………. 7
4.1.2 Clima …………………………………………………………… 7
4.1.3 Hidrología ……………………………………………………... 7
4.1.4 Edafología ………………………………………………….. 8
4.1.5 Tipos de vegetación ……………………………………….. 8
4.2 Microlocalización …………………………………………… 8
ii
V. PROBLEMAS A RESOLVER …………………………………….. 9
VI. ALCANCES Y LIMITACIONES
……………………………………..
11
6.1 Alcances ………………………………………………………. 11
6.2 Limitaciones ………………………………………………………. 12
VII. FUNDAMENTO TEÓRICO
………………………………………….
13
7.1 Definición de acuaponia …………………………………………. 13
7.2 Componentes de la acuaponia …………………………………. 14
7.2.1 Acuacultura …………………………………………………… 14
7.2.2 Hidroponía …………………………………………………… 15
7.3 Funcionamiento de un sistema acuapónico …………………… 15
7.3.1 Filtros mecánicos ……………………………………………... 16
7.3.2 Filtros biológicos ……………………………………………... 16
7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico ……………….. 18
7.4 Funcionamiento del componente hidropónico …………… 19
7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT) …………… 20
7.4.2 Técnica de la balsa flotante …………………………………. 21
7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus L. ……... 23
7.5. 1 Clasificación …………………………………………………. 24
7.5. 2 Descripción de Oreochromis niloticus ……………………... 24
7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L. …………… 26
7.6.1 Descripción de Lactuca sativa ……………………………...
26
7.6.2 Requerimientos climáticos ………………………………….. 28
7.6.4 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga …………………. 29
VIII. PROCEDIMIENTO …………………………………………………… 31
8.1 Construcción de las camas hidropónicas …………………….. 31
8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT …………………… 32
iii
8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante …………………… 33
8.2 Siembra de los cultivos …………………………………………. 34
8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L. ……………………………….. 34
8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola …………………………. 36
8.2.3 Siembra de Oreochromis niloticus y alimentación ……….. 37
8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos …………………. 39
8.3.1 Configuración del Sistema I …………………………………. 39
8.3.2 Configuración del Sistema II ……………………………... 42
8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa L. …………………………. 44
8.3.4 Construcción de los sumideros …………………………. 46
8.3.5 Sistema de bombeo ………………………………………... 47
8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos ……... 49
8.4.1 Muestreos biométricos ……………………………………….. 49
8.4.2 Muestreos de parámetros fisicoquímicos …………………. 54
8.5 Análisis estadístico ……………………………………………… 55
IX. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
……………………………………..
56
7.1 Crecimiento de tilapia (Oreochromis niloticus L.) ……………… 56
7.1.1 Evaluación de los parámetros biológicos …………………. 56
7.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus ……………... 58
7.1.3 Alimentación y parámetros de producción ………………… 60
7.2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa L.) ………………… 65
7.2.1 Longitud de la hoja …………………………………………… 65
7.2.2 Longitud de la raíz …………………………………………… 66
7.2.3 Peso fresco foliar …………………………………………… 67
7.2.4. Peso fresco de la raíz ……………………………………….. 68
7.2.5 Numero de hojas …………………………………………….. 69
iv
7.3 Análisis de los parámetros físicos ……………………………. 71
7.3.1 Oxígeno disuelto ……………………………………………… 71
7.3.2 Temperatura …………………………………………………. 73
7.3.3 pH …………………………………………………………….. 75
7.4 Análisis de los parámetros químicos …………………………. 77
7.4.1 Amoníaco iónico ……………………………………………… 77
7.4.2 Nitritos ……………………………………………………….. 78
7.4.3 Nitratos ……………………………………………………….. 79
X. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES …………………….. 82
10.1 Conclusiones
…………………………………………………… 82
10.2 Recomendaciones
…………………………………………….. 84
XI. REFERENCIAS
………………………………………………………. 86
XII. ANEXOS
………………………………………………………. 95
v
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Página
1 Coordenadas del área de estudio ..……………………. 8
2 Bacterias nitrificantes ……………………………………. 17
3 Taxonomía de Oreochromis niloticus L. ………………. 24
4 Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca………………………………….
28
5 Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”……... 30
6 Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus ………………….........................
51
7 Variables de evaluación de Lactuca sativa L. ………… 53 8 Parámetros biológicos en longitud (cm) de las
poblaciones de O. niloticus de los estanques durante 120 días de cultivo ……………….................................. 56
9 Parámetros biológicos en peso (g) de las poblaciones de tilapias de los estanques durante 120 días de cultivo ……………………………………………………… 57
10 ANOVA para la variable longitud (cm) alcanzada en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días …………………………………………………… 57
11 ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días ………………………………………………………... 57
12 Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de O. niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®) ……………………………………….. 60
13 Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo ……………………………………………………
62
14 Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus ………………... 64
vi
15 Valores de O. D. (mg/L) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………………………..
71
16 Valores de Temperatura (°C) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………
73
17 Valores de pH registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ……………………………….. 75
18 Valores de amoniaco iónico (NH4+), expresado en
mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos, NFT y Balsa flotante durante 18 semanas ……………………………………..
77
19 Valores de nitrito (NO2-), expresado en mg/L,
registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas ………………………………………………….. 79
20 Valores de nitrato (NO3-), expresado en mg/L,
registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas …………………………………….. 80
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Página
1 Macrolocalización del área de estudio ……………………….. 6
2 Configuración típica de un sistema acuapónico …………….. 19
3 Esquema básico del sistema raíz flotante…………………….. 23
4 Adulto de Oreochromis niloticus ……………………………… 25
5 Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” ………………. 29
6 Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación ……………………………………………………..
32
7 Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama ………………………………………………………………
32
8 Vivero de investigación terminado y revestido con tela …….. 33
9 Cama hidropónica de la balsa flotante ……………………….. 34
10 Siembra de Lactuca sativa …………………………………….. 35
11 Plántulas germinando del sustrato ……………………………. 35
12 Infraestructura del cultivo acuícola ……………………………. 36
13 Llenado de los estanques ……………………………………… 37
14 Recepción de alevines de Oreochromis niloticus …………… 37
15 Alimentación de Oreochromis niloticus ………………………. 38
16 Filtro mecánico ………………………………………………….. 39
17 Filtro biológico …………………………………………………… 40
18 Técnica del flujo laminar de nutrientes ……………………….. 41
19 Filtro mecánico del sistema II …………………………………. 42
20 Técnica de la balsa flotante ……………………………………. 43
viii
21 Vaciado de la balsa flotante …………………………………… 43
22 Trasplante de Lactuca sativa ………………………………….. 44
23 Trasplante en la técnica NFT ………………………………….. 45
24 Trasplante en la técnica de la balsa flotante ………………… 46
25 Construcción de los sumideros ………………………………... 47
26 Localización de los sumideros ………………………………… 47
27 Sistema de bombeo …………………………………………….. 48
28 Bomba de ½ HP para reiniciar los sistemas …………………. 48
29 Obtención de la muestra .………………………………………. 49
30 Biometría realizada durante el experimento …………………. 50
31 Biometrías de Lactuca sativa L ……………………………….. 52
32 Evaluación de parámetros físicos …………………………….. 54
33 Evaluación de parámetros químicos ………………………….. 55
34 Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque A ………………………………………………………. 59
35 Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque B ………………………………………………………. 59
36 Comportamiento del consumo de alimento en el estanque A …………………………………………………………………... 61
37 Comportamiento del consumo de alimento en el estanque B …………………………………………………………………... 61
38 Longitud de la hoja (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ………………………………………
65 39 Longitud de la raíz (cm) de Lactuca sativa cultivada en las
dos técnicas hidropónicas ……………………………………… 66
40 Peso fresco foliar (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas …………………………………………...
68 41 Peso fresco de la raíz (g) de Lactuca sativa cultivada en las
dos técnicas hidropónicas …………………………………… 69
42 Número de hojas presentadas en Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ……………………………… 70
ix
ÍNDICE DEL ANEXO
Anexo Página
1 Fechas de los muestreos biométricos y parámetros fisicoquímicos ……………………………………………..
95
2 Configuración del sistema I y II ………………………… 96 3 Evaluación de los parámetros fisicoquímicos ………… 98 4 Principales materiales para construcción del sistema I
y II …………………………………………………………
99
5 ANOVA para la variable longitud de la hoja ………….. 100
6 ANOVA para la variable longitud de la raíz …………… 100
7 ANOVA para la variable peso fresco foliar …………… 100
8 ANOVA para la variable número de hojas ……………. 100
9 ANOVA para la variable peso fresco raíz …………….. 101
10 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 10:00 a. m. ……………………………… 101
11 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 16:00 p. m. ……………………………… 101
12 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 10:00 a. m. ………………..
101
13 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 16:00 p. m. ……………….. 102
14 ANOVA para la variable temperatura en los estanques 10:00 a. m. …………………………………..
102
15 ANOVA para la variable temperatura en los estanques 16:00 p. m. …………………………………... 102
16 ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. …………………….
102
17 ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. …………………….. 103
x
18 ANOVA para la variable pH en los estanques 10:00 a. m. ……………………………………………………….. 103
19 ANOVA para la variable pH en los estanques 16:00 p. m. ……………………………………………………….. 103
20 ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. ………………………………..
103
21 ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. ………………………………... 104
22 ANOVA para la variable NH4+ en la entrada de las
técnicas hidropónicas ……………………………………. 104
23 ANOVA para la variable NH4+ en la salida de las
técnicas hidropónicas …………………………………… 104 24 ANOVA para la variable NO2
- en la entrada de las técnicas hidropónicas ……………………………………
104
25 ANOVA para la variable NO2- en la salida de las
técnicas hidropónicas …………………………………… 105 26 ANOVA para la variable NO3
- en la entrada de las técnicas hidropónicas ……………………………………
105
27 ANOVA para la variable NO3- en la salida de las
técnicas hidropónicas ……………………………………
105
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
En México la acuacultura ha adquirido mayor importancia en los últimos años
por los beneficios sociales y económicos que genera, ya que se percibe como la
actividad que tiene el mayor potencial para enfrentar la demanda creciente de
alimento acuático con un elevado valor nutricional (Álvarez et al., 1999). Sin
embargo, una de las principales limitantes de la producción acuícola es la
concentración de materia orgánica en los estanques de cultivo, como resultado
de las excreciones de los peces, el alimento proporcionado, y otros insumos
adicionados, tales como hormonas (Tacon y Forster, 2003), provocando que los
efluentes contribuyan al deterioro de los cuerpos hídricos receptores.
Por tal motivo, se plantean diferentes estrategias que contribuyan al no
deterioro de los ecosistemas, basándose en sistemas amigables con el
ambiente y que además sean sostenibles. Una de estas estrategias que ayudan
a proteger los recursos naturales como el suelo y los cuerpos hídricos, es la
acuaponia, definida como la combinación de la acuacultura con la
hidroponía (Rakocy et al., 2004), es decir, constituye una integración entre un
cultivo de peces y uno hidropónico de plantas.
2
Por esta razón, se planteo este estudio en la granja acuícola de los Productores
Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R. L. ubicada en la población de
Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Una de las
problemáticas que presentó la sociedad cooperativa fue el inadecuado
aprovechamiento del recurso hídrico. Las causas fueron la falta de capacitación
técnica y de conocimientos sobre limpieza y reutilización del agua, por tal
motivo al integrar un sistema acuapónico se redujo dichos impactos basándose
en un sistema amigable con el ambiente y sostenible, protegiendo los recursos
naturales como el suelo y los cuerpos de agua.
En donde el objetivo principal fue establecer dos sistemas acuapónicos
propuestos por Ramírez et al., (2008) y Rakocy et al., (2006), con dos técnicas
hidropónicas diferentes: NFT (Cooper, 1976) y balsa flotante (Urrestarazu,
2000), donde se llevaron a cabo cultivos simultáneos de Tilapia (Oreochromis
niloticus) y Lechuga (Lactuca sativa), para conocer el crecimiento de dichas
especies durante 120 días y analizar los principales parámetros fisicoquímicos
presentes en dichos sistemas como: oxígeno disuelto, temperatura, pH y las
concentraciones de amoníaco iónico (NH4+), nitritos (NO2
-) y nitratos (NO3-)
disueltos en la entrada y salida de los componentes hidropónicos.
CAPÍTULO II
JUSTIFICACIÓN
2.1 Académica
Una de las mayores problemáticas para el aprendizaje de las ciencias es la falta
de experimentación vivencial, es decir, una herramienta educativa que permita
que las materias como Zoología, Botánica, Microbiología, Química, Física y
Matemáticas se complementen entre sí, en un modelo experimental, es por ello
que la Acuaponia puede ser un modelo que une diferentes áreas que
conforman el plan de estudios de la Licenciatura en Biología.
2.2 Técnica
Las técnicas de acuaponia surgen de los avances tecnológicos como una
mejora de los sistemas acuícolas y la búsqueda de reducir los efectos o
impactos contaminantes de las aguas de desecho de la acuacultura. De
acuerdo con Ulloa et al., (2005), el sistema de recirculación acuapónico es una
tecnología prometedora que puede definirse como un sistema de producción de
alimentos que incorpora dos o más componentes (peces y plantas) en un
diseño basado en la recirculación de agua (Dediu et al., 2012; Tyson et al.,
2004; 2007). En este sistema, los nutrientes que excretan directamente los
organismos cultivados en la producción acuícola (peces, camarones, bivalvos)
4
o que son generados por la descomposición microbiana de los desechos
orgánicos, son absorbidos y utilizados como nutrientes por las plantas
cultivadas hidropónicamente (Roosta y Hamidpour, 2011).
2.3 Socio-económica
Adler et al., (2000), explican que los tratamientos convencionales de las
descargas de la acuacultura, representa un costo adicional significativo y con la
acuaponia se utiliza el desecho que es rico en nutrientes, en sistemas de
recirculación en una forma más económica y rentable. Por otro lado, este
modelo sirve para una producción sostenible de alimentos, que de acuerdo con
los principios de reutilización de aguas residuales (efluentes), la integración de
sistemas acuícola-agrícola resulta en un policultivo que incrementa la diversidad
y producción final, y la posibilidad de obtener productos con importantes
impactos socioeconómicos a nivel local (Diver, 2006).
2.4 Ecológica
La acuaponia es una forma que permite reducir el impacto ambiental al
aprovechar los efluentes generados por la acuacultura y reutilizar el agua de los
componentes acuáticos, por otro lado es una alternativa ideal para solucionar el
problema de los acuacultores para deshacerse del agua cargada de nitrógeno
y, asimismo, contribuye a la solución del problema de los agricultores en la
obtención de nitrógeno para sus plantas (Mateus, 2009).
CAPÍTULO III
OBJETIVOS
3.1 Objetivo general
Evaluar dos sistemas acuapónicos desde el punto de vista biológico, en
las especies Oreochromis niloticus y Lactuca sativa en la granja
Productores Piscícolas Agropecuarios el Nazareno S.C. de R.L.
3.2 Objetivos específicos
Establecer dos sistemas acuapónicos, con técnicas hidropónicas
diferentes: NFT y Balsa flotante, con cultivos simultáneos de
Oreochromis niloticus y Lactuca sativa.
Estimar la eficiencia de crecimiento del cultivo de Oreochromis niloticus y
Lactuca sativa en los sistemas acuapónicos en un período de 120 días.
Analizar los parámetros fisicoquímicos como: oxígeno disuelto,
temperatura, pH así como los niveles de concentración de amoníaco
iónico (NH4+), nitritos (NO2
-) y nitratos (NO3-), en la entrada y salida de los
componentes hidropónicos.
CAPÍTULO IV
CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA
4.1 Macrolocalización
El presente estudio se realizó en la granja acuícola propiedad de los
Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L., ubicada en la
población de Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca
(Figura 1), a 15 km de la ciudad capital, formando parte del Distrito Centro de la
Región de los Valles Centrales e integra también a la Zona Metropolitana de la
Ciudad de Oaxaca. Colinda al norte con los municipios de San Pedro
Ixtlahuaca, Santa María Atzompa, Oaxaca de Juárez y San Antonio de la Cal y
al sur, con Cuilápam de Guerrero, San Raymundo Jalpan, Villa de Zaachila,
San Bartolo coyotepec, Santa María Coyotepec, Ánimas Trujano y San Agustín
de las Juntas.
Figura 1. Macrolocalización del área de estudio (Tomado de SIAP, 2012).
7
4.1.1 Fisiografía
El municipio de Santa Cruz Xoxocotlán forma parte de la provincia XII
correspondiente a la Sierra Madre del Sur, dentro de la subprovincia de las
Sierras y Valles de Oaxaca, por lo que el sistema de topoformas se clasifica
como Valle, el cual cubre al 100% la superficie del municipio. Se encuentra
entre las coordenadas geográficas 96° 43’ de longitud Oeste y 17° 01’ de latitud
Norte, a una altura promedio de 1,523 msnm. La litología está formada por un
57.10% como aluvial, 11.54% del lutita-arenisca y 31.36% de gneis (INEGI,
1997).
4.1.2 Clima
El clima es de tipo semi-seco con lluvia en Verano (BS 1h), con una
temperatura promedio anual de 20.4°C, la temperatura mínima promedio es de
19.5°C de noviembre a febrero y la máxima de 20.9°C en abril y mayo. Las
precipitaciones en promedio son de 708.2 mm, en donde para el año más seco
se alcanzan 459.5 mm y el año mas lluvioso 978.6 mm; presentándose la
temporada de mayor lluvia en los meses de junio a septiembre con
precipitaciones mensuales entre 100 y 160 mm (INEGI, 2001).
4.1.3 Hidrología
La población de Jesús de Nazareno tiene un único afluente el río Nazareno.
Este río tiene una dirección SW-NE y NE-SW, donde su elevación máxima es
de 2776 msnm y minina de 1498 msnm y una longitud aproximada de 30 km,
con pendiente de 4.3%, un tiempo de concentración de 178.45 minutos, un
coeficiente de escurrimiento de 0.5 % y una área drenada de 122.29 km2 (SIAP,
2012).
8
4.1.4 Edafología
Los tipos de suelo que existen de acuerdo a la clasificación de la Organización
de las Naciones Unidas para la Agricultura y Alimentación (FAO) son: Vertisol
pélico de textura arcillosa, de color negro o gris, su uso agrícola es muy
extenso, variado y altamente productivo, aunque su manejo es en ocasiones
problemático, debido a su dureza y consistencia. Otros tipos de suelos que
existen en menores proporciones son: Acrisol férrico, Luvisol crómico y Luvisol
pélico. En cuanto al uso de suelo del municipio de Xoxocotlán está destinado
básicamente a dos actividades: agricultura de autoconsumo y comercial, y en
menor escala al pastoreo de caprinos (INEGI, 2005).
4.1.5 Tipos de vegetación
Actualmente, la vegetación dominante es de tipo xerófita, asociada al chaparral,
principalmente guamúchil (Pithecellobium dulce), mezquites (Prosopis spp.),
cactáceas, agaves y pastos. Las áreas arboladas principalmente pinos (Pinus
sp.), encinos (Quercus sp.) y cubiertas con carrizo (Phragmites australis), son
cada vez más escasas (op. cit.).
4.2 Microlocalización
El trabajo se llevó a cabo en la granja acuícola propiedad de los Productores
Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L., ubicada en las
coordenadas que se muestran en el Cuadro 1.
Cuadro 1. Coordenadas del área de estudio. Fuente: Google, 2013.
Coordenadas geográficas
Latitud Norte 17° 1'6.41"
Longitud Oeste 96°45'20.87"
CAPÍTULO V
PROBLEMAS A RESOLVER
El desarrollo de la acuacultura a nivel nacional se ha incrementado
significativamente en los últimos años debido a la demanda de productos, con
alto valor nutritivo. Sin embargo, el crecimiento acelerado de este sector ha
desencadenado una fuerte competencia por los recursos naturales (tierra y
agua) y por consiguiente en un incremento en el impacto ambiental (Dediu et
al., 2012), debido a la gran cantidad de desechos descargados en los cuerpos
de agua (Tacon y Forster, 2003), que deterioran la calidad del agua dentro del
sistema de producción (Endut et al., 2010).
El problema central que se planteó resolver en granja piscícola fue el
aprovechamiento y manejo inadecuado del recurso hídrico. Tales como: a) falta
de tecnología sustentable para el aprovechamiento del agua en el sistema
acuícola, b) falta de capacitación técnica a los productores para el buen
funcionamiento del sistema recirculante que evite la perdida de agua,
contaminación e ineficiencia productiva, y c) falta de conocimientos en la
innovación tecnológica para el manejo de un sistema acuapónico que ayude a
10
mejorar los procesos biológicos y la productividad de la empresa. Por lo que las
consecuencias en la sociedad cooperativa son las siguientes: a) pérdida de una
gran cantidad de agua ya que no es reutilizada, sumado al alto costo en el
traslado del recurso hídrico para depositarlo en los estanques, llegándose a
perder recursos económicos disminuyendo la rentabilidad de empresa y b)
contaminación del medio donde se encuentra la granja.
Por lo antes expuesto se plantean los siguientes cuestionamientos de
investigación:
1.- ¿Es posible generar una tecnología sustentable para el manejo eficiente del
agua en la granja acuícola propiedad de la empresa Productores
Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L.?
2.- ¿Sí la acuaponia es una solución al problema y ofrece ventajas productivas
para peces y plantas?
3.- ¿Es posible lograr el crecimiento simultáneo de tilapia y lechuga mediante
dos sistemas acuapónicos?
Para responder a estos cuestionamientos se plantearon los siguientes objetivos:
a) establecer la asociación de Oreochromis niloticus y Lactuca sativa bajo dos
sistemas acuapónicos con técnicas hidropónicas diferentes, b) estimar el
crecimiento de dichas especies inmersas en ellos y c) determinar qué modelo
podría servir como prototipo en futuros experimentos. Por otro lado, los
sistemas acuapónicos sirvieron como modelos experimentales de producción
para la sociedad cooperativa, mejorando el sistema acuícola que presentaban
y reduciendo los efectos o impactos contaminantes de las aguas de desecho de
la acuacultura, haciendo un mejor uso de los recursos naturales.
CAPÍTULO VI
ALCANCES Y LIMITACIONES
6.1. Alcances
Al realizar este proyecto de residencia profesional, se genera una referencia
para trabajos posteriores en esta área de conocimientos para el estado de
Oaxaca, que pueden contribuir al mejoramiento de las unidades acuícolas para
optimizar el uso de insumos y reducir el impacto ambiental que generan.
Por otro lado, este trabajo permitió evaluar el crecimiento simultaneó de
Oreochromis niloticus y Lactuca sativa, con lo cual se demostró la eficiencia de
cada uno de los sistemas. También, se experimentó, el componente
hidropónico mas conveniente para implementarlo en próximos trabajos, aunque
los dos NFT y Balsa Flotante reducen el trabajo de todo el ciclo del cultivo y en
cada una de las actividades comparado con los sistemas de producción
convencional (suelo) en cuanto a L. sativa se refiere. Además, las actividades
realizadas se presentan de manera práctica de tal forma que sirvan como
referencia para su posterior implementación, puesto que no existe suficiente
metodología detallada que permita un establecimiento adecuado.
12
6.2. Limitaciones
La residencia profesional muchas veces se realiza en períodos del año donde
no coincide con las condiciones ambientales favorables para realizar estudios
específicos de muchas especies, por lo que se refleja en los resultados
obtenidos. Tal es el caso de O. niloticus, la cual no es recomendable sembrarla
en los meses de invierno (diciembre, enero y febrero) debido a las bajas
temperaturas, ya que la temperatura del agua influye en la tasa metabólica y
por consecuencia en el crecimiento y sobrevivencia (Lagler et al., 1984);
mientras que para L. sativa, la intensidad luminosa y duración de la luminosidad
pueden llegar a ser factores limitantes en los meses de noviembre a febrero, ya
que el crecimiento disminuye su velocidad y aumenta el período de acogollado
(proceso donde las hojas nuevas se forman continuamente y llenan el interior).
Además en régimen de baja iluminación, los nitratos (NO3-) se acumulan en las
hojas, consiguiendo trastornos fisiológicos (García, 2013).
CAPÍTULO VII
FUNDAMENTO TEÓRICO
7.1 Definición de acuaponia
Se define como la combinación de un sistema de acuacultura recirculante, con
hidroponía (Rakocy, 2007). Definiendo acuacultura como diferentes estrategias
por las cuales se realizan cultivos de organismos acuáticos en ambientes
controlados e hidroponía como una forma de cultivo de plantas en donde
sus raíces tiene contacto directo y permanente con soluciones que contienen
nutrientes que permiten su crecimiento y desarrollo (Ramírez et al., 2008).
De acuerdo a Adler et al., (2000), la acuaponia tiene algunos principios básicos:
Los productos de desecho de un sistema biológico sirven, como
nutrientes para un segundo sistema biológico.
La integración de peces y plantas, resulta en un policultivo que
incrementa la diversidad y la producción de múltiples productos.
El agua es reutilizada a través de filtración biológica y la recirculación.
La producción local de alimentos provee acceso a abastecimientos más
saludables e incrementa la economía local.
14
Tiene grandes beneficios, entre los que destacan el uso sustentable de los
recursos energéticos asociados con la actividad, la disminución en los costos
de operación por el transporte de agua, la producción de peces y hortalizas a
partir de prácticas acuícolas eficientes, debido a que no se utilizan
fertilizantes químicos o insecticidas durante el cultivo (Bogash, 1997; Diver,
2006).
Representa un sistema en el cual los desechos orgánicos generados por
cualquier organismo acuático (quienes pueden ser peces, camarones u otros)
son convertidos a través de la acción bacteriana, en nitratos, que sirven como
fuente de alimento para las plantas. Estas, a su vez, al tomar estos nitratos,
realizan una acción de limpieza del agua para los peces, actuando como filtro
biológico (Parker, 2002; Ramírez et al., 2008).
Por ser una mezcla de cultivos (plantas y peces) intensivo y altamente
productivo, se deben mantener unas condiciones rigurosas que permitan la
unión de las tres diferentes especies en el sistema (Rakocy, 2006). Por lo que
todo sistema acuícola se deben considerar los parámetros fisicoquímicos del
agua (T°, pH, amoniaco-amonio, nitritos-nitratos, turbidez, oxígeno, etc.), ya que
ellos determinan la calidad de la misma y con ello se establece la viabilidad de
los cultivos (Ortiz, 2007).
7.2 Componentes de la acuaponia
7.2.1 Acuacultura
Se define como el cultivo de organismos acuáticos, incluyendo peces,
moluscos, crustáceos y plantas acuáticas. La actividad de cultivo implica la
intervención del hombre en el proceso de cría para aumentar la producción en
operaciones como siembra, alimentación y protección de depredadores; y
15
presupone que los individuos o asociaciones que la ejercen son propietarios de
la población bajo cultivo (FAO, 1989).
Los sistemas productivos en acuacultura pueden ser extensivos o intensivos,
dependiendo de la densidad de siembra, que se traduce en cuantos peces por
m2 se crían. Entre los sistemas intensivos se mencionan los sistemas acuícola
de reúso y los sistemas de recirculación. En los sistemas de reúso, el agua
pasa de un estanque a otro, se mueve en una sola dirección, y nunca regresa al
mismo estanque dos veces (Losordo y Timmons, 1994).
La acuacultura de recirculación es un sistema en el cual el agua fluye desde los
estanque de cultivos a los sistemas de tratamientos (filtración), para luego
regresar nuevamente a los estanques de cultivo (op. cit.), requiere menos del
10% de agua comparado con los proyectos de acuacultura extensivas y de
reúso (Timmons et al., 2002), y en los cuales los efluentes son eliminados
constantemente.
7.2.2 Hidroponía
La palabra Hidroponía se deriva del griego Hydro (agua) y Ponos (labor o
trabajo), lo cual significa literalmente, trabajo en el agua. La hidroponía, en
términos estrictos, es una técnica que permite producir plantas sin emplear
suelo. Con una interpretación menos estricta, se puede aplicar a sistemas que
emplean sustratos inertes, porqué éstos no interfieren ni aportan elementos
nutritivos a la planta, más bien actúan como soporte y contenedor de las
soluciones nutritivas (Canovas,1993).
7.3 Funcionamiento de un Sistema Acuapónico
Un sistema de recirculación por acuacultura, es un sistema a través del cual se
pueden cultivar organismos acuáticos en forma intensiva. Esto implica utilizar
16
pequeños espacios para lograr altas producciones, a través de la aplicación de
tecnologías de tratamiento del agua. Existe una gran cantidad de filtros
utilizados en el tratamiento de agua, pero se separarán dos grupos principales
utilizados en acuaponia, los mecánicos (remoción de sólidos) y los biológicos
(Rakocy et al., 2004).
7.3.1 Filtros mecánicos
Según Lennard (2004), la remoción de sólidos en suspensión se lleva a cabo
por el filtro mecánico que constituye la parte fundamental del sistema
acuapónico. Los sólidos en suspensión pueden, de llegar a las raíces de las
plantas, taparlas, impidiendo una correcta absorción de nutrientes.
Los filtros mecánicos se sitúan inmediatamente a continuación del estanque
que contendrá los peces y se destinan a eliminar todas las partículas sólidas en
suspensión que existan en el sistema, ya que al quedarse, taparían cualquier
otro filtro que se intente colocar, y en un corto plazo, se interrumpiría el correcto
funcionamiento del sistema. Es por esto, que los sólidos en suspensión son los
primeros en eliminarse en un sistema de recirculación (Lennard, 2004).
7.3.2 Filtros biológicos
Los filtros biológicos o también llamados biofiltros, se colocan a continuación de
los mecánicos y se emplean para transformar biológicamente los desechos
metabólicos generados por los peces. A partir de ellos, se obtienen sustancias
menos tóxicas que puedan permanecer en el sistema. Este proceso, se lleva a
cabo por medio de las bacterias que crecen sobre el filtro, en presencia de los
desechos metabólicos, estas bacterias, requieren de una superficie de contacto
donde alojarse (Parker, 2002). En el Cuadro 2, se presentan, las bacterias
nitrificantes alojadas en los filtros biológicos.
17
Cuadro 2. Bacterias nitrificantes. Fuente: George, 2012.
Género Morfología Especies
Oxidan NH4+ (Grupo Nitroso)
Nitrosomonas Bacilos rectos N. europaea
Nitrosospira Espirilos N. briensis
Nitrosococcus Cocos N. nitrosus
Nitrosolobus Irregulares N. multiformis
Oxidan NO2- (Grupo Nitro)
Nitrobacter Bacilos rectos N. winogradskyi
Nitrospina Bacilos rectos (a veces extremos en punta)
N. gracilis
Nitrococcus Cocos N. mobilis
Según Walsh (1998), la biofiltración cumple dos objetivos en el sistema
acuapónico, que derivan de la nitrificación. El primero transforma el nitrógeno
amoniacal (NAT) excretado por los peces, en un compuesto menos tóxico para
ellos y el segundo, la obtención de un compuesto asimilable por las plantas
(NO3-).
Este componente inorgánico es el menos tóxico nitrogenado (hasta 300 mg/L,
según la especie de pez a cultivar) y constituye la forma de nitrógeno asimilada
por las plantas (Parker, 2002).
La fuente de nutrientes en los sistemas de acuaponia son los desechos
metabólicos generados por los peces al alimentarse, ya que solo un 35 a 40 %
del alimento consumido es asimilado y transformado en carne, mientras que el
resto (60 - 65 %) se excreta hacia la columna de agua (Chapell et al., 2008).
Estos desechos, a su vez, son transformados por las bacterias presentes en los
filtros biológicos. Así, la cantidad de nutrientes que un sistema genere, estará
directamente relacionado con la cantidad de alimento que ingieran los peces.
18
Por su parte, cada sistema tendrá una capacidad determinada para filtrar
biológicamente los desechos metabólicos y esta capacidad de filtración será la
que impondrá la cantidad de alimento que pueda ofrecerse como máximo a los
peces (Rakocy, 2007).
En resumen, un filtro biológico es una estructura que posee en muy poco lugar,
una gran superficie de contacto, donde con el tiempo, se alojan las bacterias
necesarias para la filtración. Más allá de la filtración que pueda existir en un
sistema de recirculación, es necesaria una mínima renovación de agua en el
mismo (5% - 10%), con la finalidad de mantener los parámetros fisicoquímicos
en niveles tolerables para los peces (Walsh, 1998).
7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico
Los sistemas acuapónicos, poseen muchas variaciones y niveles de
tecnificación dependiendo de las necesidades para las cuales haya sido
establecido, así como también existe gran variedad de plantas y organismos
acuáticos que pueden ser cultivados en este sistema, en el cual se incluyen a
los peces tanto de consumo como ornamentales, entre los primeros, se destaca
a la tilapia (O. niloticus) como el organismo que más se ha trabajado, debido a
su aceptación comercial y a su amplio rango de tolerancia a diversas
condiciones ambientales (Rakocy et al., 2006).
Manteniendo los fundamentos generales descritos con anterioridad, un sistema
acuapónico puede funcionar de diferentes formas según su configuración. No
obstante existe cierta generalidad para el diseño que se aplica a cualquier
sistema (Figura 2).
19
Figura 2. Configuración típica de un sistema acuapónico. Los componentes
encerrados con línea punteada pueden ser construidos en un único sistema combinado (Tomado de Rakocy et al., 2006).
7.4 Funcionamiento del componente hidropónico
Un cultivo hidropónico es un cultivo vegetal en el que no se emplea suelo.
Empleando diferentes técnicas para fijación de las plantas, en donde las raíces
se mantienen en contacto con una solución nutritiva que favorece su
crecimiento. Los nutrientes presentes en el agua son absorbidos por ellas a
medida que crecen, incorporándose nuevamente a la solución. Estas técnicas
permite lograr mejores rendimientos por unidad de área, en comparación con
los cultivos en tierra (Diver, 2006).
Existen tres sistemas de cultivos estrictamente hidropónicos (Diver, 2006): A)
técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT por su nombre en inglés, “Nutrient
Film Technique”), B) lecho de sustrato y C) balsas flotantes o piletas profundas.
20
7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT)
A) El sistema NFT es una técnica de cultivo en agua en la cual, las plantas
crecen teniendo su sistema radicular dentro de una lámina de plástico, a través
de la cual circula continuamente la solución de nutrientes (Resh, 1997).
Es un sistema de cultivo sin suelo que no utiliza sustrato, cultivándose
solamente en agua y se basa en la manutención de una delgada lamina o capa
de disolución nutritiva que continuamente esta en circulación, pasando a través
de las raíces de la plantas. De esta forma, las plantas absorben agua,
nutrientes y oxígeno. La obtención de una producción con éxito se basa en el
cumplimiento de los requerimientos de este sistema hidropónico (Urrestarazu,
2000), los cuales son:
Altura de lámina de la disolución nutritiva
Flujo de la disolución nutritiva
Oxigenación de la solución nutritiva
Pendiente
Longitud de los canales de cultivo
Una de las ventajas que ofrece esta técnica es la utilización de los elementos
minerales esenciales para el crecimiento de las plantas de agua y oxígeno. En
contraste a los sistemas hidropónicos populares de sustrato sólido o a "raíz
flotante", el "NFT" maximiza el contacto directo de las raíces con solución
nutritiva que es constantemente renovada y por ende, el crecimiento es
acelerado siendo posible obtener en el año más ciclos de cultivo. Con la
ausencia de sustrato se evitan las labores de desinfección de éste, así como se
favorece el establecimiento de una alta densidad de plantación. Entre sus
desventajas, destaca la necesidad de una mayor inversión inicial, sin embargo,
en la medida que ésta se realice con materiales de fácil acceso, el costo de
21
implementación disminuirá, siendo una técnica competitiva con otras en
sistemas de cultivo forzado (Carrasco e Izquierdo, 1996).
Existen diversas modalidades de sistema NFT, sin embargo, todos ellos se
conforman de los siguientes elementos (op. cit.):
Estanque colector
Canales de cultivo
Bomba
Red de distribución
Tubería colectora
Según Alpizar (2004), estos sistemas son interesantes, desde el punto de vista
espacial, ya que hace correr una película de solución nutritiva muy fina a lo
largo de un canal de cultivo, lo que permite agrupar plantas y obtener
rendimientos altos por unidad de superficie. Existen incluso diseños de sistemas
NFT verticales donde se aprovechan muros, creando así, cultivos verticales. Al
atravesar todo el canal de cultivo, el agua retorna al reservorio. Las plantas son
contenidas en algún recipiente plástico ranurado o similar suspendido sobre el
canal, permitiendo que sus raíces alcancen el nivel del agua. Este sistema es
muy utilizado para plantas pequeñas (lechugas, perejil, albahaca, etc.) que no
necesitan gran sostén.
7.4.2 Técnica de la balsa flotante
B) Fue desarrollado como un prototipo por el Dr. Merle Jensen, del
Environmental Research Laboratory (ERL), de la Universidad de Arizona
(Tucson), en el período de 1981-1982. Este sistema consiste en bancadas
relativamente profundas (15-20 cm) que contienen un gran volumen de solución
nutritiva, con una circulación de 2 a 3 L por minuto. Sus dimensiones son de
22
unos 60 cm de ancho por 20 cm de profundidad y 30 m de longitud (Resh,
1997).
Se caracterizan porque no requieren reservorio de agua aparte de la zona de
cultivo, constituyendo por si misma el reservorio. Flotando sobre esta, se coloca
una plancha de tergopol, también conocido como poliestireno expandido
(unicel), el cual es un material plástico celular y rígido con un espesor de (4-5
cm), en la que se efectúan perforaciones donde se colocan (Figura 3),
sostenidas por vasos plásticos ranurados, en donde la plancha actúa como
soporte mecánico y cada una flota sosteniendo un determinado número de
plantas de lechuga (Urrestarazu, 2000).
El éxito de este sistema de cultivo sin suelo se basa en la obscuridad de las
raíces, soporte de las plantas, como también una buena oxigenación de la
solución nutritiva, mediante burbujeo de manera continua, donde puede ser
proporcionado en forma manual o mecánica (Alvarado et al., 2001; Urrestarazu
2004).
El sistema hidropónico flotante según el modelo planteado por Jensen y Collins
(1985) son:
Placas de poliestireno (unicel)
Solución nutritiva
Bancadas
23
Figura 3. Esquema básico del sistema raíz flotante. A) Visión general y B)
Sección transversal (Tomado de Urrestarazu, 2004).
7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus
Las tilapias son dividas comúnmente en tres grupos taxonómicos (géneros)
Oreochromis, Tilapia y Sarotherodon (Trewavas, 1983). Las tilapias son
endémicas de África, Jordania e Israel, se conocen más de 70 especies de
tilapias. Sin embargo, son relativamente pocas las especies con importancia
comercial, e inclusive son menos las que cuentan con importancia trascendente
en la acuacultura.
Las especies de mayor importancia económica para la acuacultura son del
género Oreochromis, (Watanebe et al., 2002) incluyendo:
O. niloticus ó tilapia del Nilo,
O. mossambicus ó tilapia mozambique,
O. aureus y O. urolepis hornorum ó tilapia azul.
24
México tiene un gran potencial para el cultivo de estos peces, ya que por su
posición geográfica cuenta con los recursos hidrológicos y los climas tropicales
y subtropicales idóneos, además de su ubicación en el mercado con respecto a
países del norte (Castillo, 2001).
7.5.1 Clasificación
Nelson (2006), menciona que las especies del género Oreochromis pertenecen
a la familia Cichlidae, orden Perciformes, clase Actinopterygii y son las de
mayor aceptación en el cultivo comercial (Cuadro 3).
Cuadro 3. Taxonomía de Oreochromis niloticus. Fuente: Nelson, 2006.
Phyllum Chordata
Subphylum Vertebrata
Clase Actinopterygii
División Teleostei
Orden Perciformes
Suborden Labroidei
Familia Cichlidae
Género Oreochromis (Günther, 1889)
Especie Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)
7.5.2 Descripción de Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)
Morales (2003), describe a O. niloticus, como una tilapia plateada: presenta un
solo orificio nasal a cada lado de la cabeza, el cuerpo generalmente es
comprimido, corto, a menudo discoidal y en ciertos casos alargado, la cabeza
del macho siempre es mayor al de la hembra (Figura 4).
25
Figura 4. Adulto de Oreochromis niloticus. Fuente: Elaboración propia.
La boca es ancha y protráctil, bordeada por labios gruesos de color negro. La
mandíbula tiene de 3 a 4 hileras de dientes robustos y gruesos. Presenta
membranas unidas por 5 a 6 branquióstegos y 19 a 22 branquispinas en el arco
inferior del primer arco branquial (Morales, 2003).
Presenta una aleta caudal con franjas negras delgadas y verticales; el margen
superior de la aleta dorsal es negra o gris, y en machos, durante la
reproducción, la superficie del cuerpo y las aletas anal, dorsal y pélvica son
negras, poseen escamas del tipo cicloidea, de 31 a 33 escamas en una serie
longitudinal, el número de las vértebras aumentan según la edad y pueden ser
de 8 a 40 (op. cit.).
Las especies de tilapia (Oreochromis spp.) presentan características que les
permiten desarrollarse en diversas condiciones climáticas, ya que son especies
euritérmicas con un intervalo de tolerancia de 12 a 42°C, además pueden vivir
en aguas dulces, salobres y marinas por lo que se les considera especies
eurihalinas (Arredondo y Lozano, 2003).
Según Lovell (1989), soporta bajas concentraciones de oxígeno, lo cual se debe
a la capacidad de su sangre para saturarse de oxígeno, aún a baja presión
parcial de este gas, aproximadamente 1 mg/L, e incluso en períodos cortos con
26
valores menores. A menor concentración de oxígeno el consumo de alimento se
reduce, por consiguiente el crecimiento de los peces. Lo más conveniente son
valores mayores de 2 ó 3 mg/L, particularmente en ausencia de luz.
Así mismo, la tilapia tiene la facultad de reducir su consumo de oxígeno cuando
la concentración en el medio es baja (inferior a 3 mg/L). Finalmente, cuando
ésta concentración disminuye aún más, su metabolismo se vuelve anaeróbico
(Aguilera y Noriega, 1985). Crecen en un amplio intervalo de pH (de 5 a 11) y
toleran concentraciones de amoniaco desionizado de 2.4 mg/L. Sin embargo,
las tilapias no son capaces de sobrevivir a temperaturas de agua por debajo de
8°C (límite inferior) aproximadamente. Su actividad y alimentación son
reducidas por debajo de los 20°C y dejan de comer alrededor de los 16°C
(Lovell, 1989).
Se conoce que el crecimiento de O. niloticus es de tipo isométrico, en el cual los
organismos presentan un crecimiento proporcional entre la talla y peso (Flores,
2006) y (Beltrán et al., 2009). Las condiciones óptimas de temperatura para que
se lleve a cabo el crecimiento rápido fluctúa entre los 28 y 29°C, aunque
también pueden crecer con temperatura entre 20 y 27°C (Morales, 1988).
7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L.
7.6.1 Descripción de Lactuca sativa L.
Según la escuela de origen monofilético, la familia Compositae se modifica y
pasa a ser familia Chicoriaceae, que incluye entre otros a Cichorium intybus
(achicoria o radicheta), Cichorium endivia (escarola) y a Lactuca sativa
(lechuga) (Delanova, 1976). Otra clasificación sistemática de esta especie es la
propuesta por el profesor V.H. Heywood. El divide a la familia Compuestas o
Asteraceas en dos subfamilias y 17 tribus; perteneciendo la lechuga a la
subfamilia Lactucoideas y a la tribu Lactuceas (Heywood, 1985).
27
Taxonomía
Reino: Plantae
Subreino: Embryobionta
División: Magnoliophyta
Clase: Magnoliopsida
Subclase: Asteridae
Orden: Asterales
Familia: Asteraceae
Género: Lactuca (Linnaeus, 1757)
Especie: Lactuca sativa L.
Es una planta herbácea, anual y bianual, que cuando se encuentra en su etapa
juvenil contiene en sus tejidos un jugo lechoso de látex, cuya cantidad
disminuye con la edad de la planta (Malca, 2001).
Según Malca (2001), menciona que las hojas son lisas, sin pecíolos (sésiles),
arrosetadas, ovales, gruesas, enteras y las hojas caulinares son
semiamplexicaules, alternas, auriculado abrazadoras; el extremo puede ser
redondo rizado. Su color va del verde amarillo hasta el morado claro,
dependiendo del tipo de cultivar. El tallo es pequeño y no se ramifica.
La inflorescencia está constituida de grupos de 15 a 25 flores, las cuales están
ramificadas y son de color amarillo. Las semillas son largas (4-5 mm), su color
generalmente es blanco crema, aunque también las hay pardas y castañas; El
fruto de la lechuga es un aquenio, seco y oblongo (INFOAGRO, 2002).
Hay aproximadamente 800 semillas por gramo en la mayoría de las variedades
de lechuga y se puede adquirir como semillas propiamente dichas o como
semillas peletizadas (Malca, 2001). En el Cuadro 4, se presenta el valor
nutricional de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca.
28
Cuadro 4. Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca. Fuente: Dirección de ciencia y tecnología agropecuaria, 2000.
7.6.3 Requerimientos climáticos
La lechuga es una planta anual que bajo condiciones de fotoperiodo largo (más
de 12 horas/luz) acompañado de altas temperaturas (más de 26°C) emite su
tallo floral, siendo más sensibles las lechugas de tipo oreja que las de cabeza.
En cuanto a la intensidad, mencionan que estas plantas exigen mucha luz,
algunos autores han comprobado que la escasez de esta provoca que las hojas
sean delgadas y que en múltiples ocasiones las cabezas se suelten. Es
recomendable considerar este factor para una densidad de población adecuada
y para evitar el sombreado de plantas entre sí (Alvarado et al., 2001).
Es un cultivo que se adapta mejor a las bajas temperaturas que a las altas. Las
temperaturas óptimas para el crecimiento son de 18 a 23°C durante el día y de
7 a 15°C durante la noche, como temperatura máxima se pueden considerar los
30°C y como mínima puede soportar temperaturas de hasta 6°C (Jaques y
Hernández, 2005).
DESCRIPCIÓN CANTIDAD
Carbohidratos (g) 20.1
Proteínas (g) 8.4
Grasas (g) 1.3
Calcio (g) 0.4
Fósforo (mg) 138.9
Vitamina C (mg) 125.7
Hierro (mg) 7.5
Niacina (mg) 1.3
Riboflavina (mg) 0.6
Tiamina (mg) 0.3
Vitamina A (U.I.) 1155
Calorías (cal) 18
29
7.6.4 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga
Es de ciclo corto, (alrededor de 45 días). Durante los primeros días, las semillas
se desarrollan mejor en condiciones de iluminación constante con una
temperatura, humedad relativa, dióxido de carbono e irrigación controlados (Lee
y Escobar, 2000).
Pasan por tres fases de crecimiento: desarrollo, un período de roseta y
formación de cogollo (Cuadro 5). El desarrollo dura desde la germinación hasta
el aclareo o trasplante. Las temperaturas óptimas para la germinación varían de
20 a 25°C; inhibiéndose a temperaturas que exceden de 30°C. La emergencia
tiene lugar normalmente de 3-7 días después de la siembra, dependiendo de
las temperaturas.
En la fase de roseta, se forman continuamente nuevas hojas en el punto de
crecimiento del tallo relativamente corto, que raramente excede de 10 cm en la
lechuga acogollada. Las hojas de esta lechuga tienen peciolos cortos y se
expanden normalmente durante el primer crecimiento. Cuando las nuevas hojas
se forman y expanden, la curvatura aumenta formando un cogollo sólido y
maduro (Figura 5).
Figura 5. Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” (Tomado de Davis et al.,
2002).
30
En la fase inicial o vegetativa, la planta presenta un tallo comprimido en el cual
se ubican las hojas muy próximas entre sí, generando el hábito de roseta típico
de la familia. Cuando la lechuga entra en su fase reproductiva emite el tallo
floral, que alcanza una altura de hasta 1.2 m (Carrasco e Izquierdo, 1996).
Cuadro 5. Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”. Fuente: Davis et al.,
2002.
FASE
OBSERVACIONES
Germinación La radícula emerge de la semillas
Cotiledón Los cotiledones emergen y se expanden
Aumento de las hojas verdaderas
Las hojas emergen y se expanden poco a poco
Roseta Hoja con estructura aplanada o erguida
Formación de cogollo
Comienza cuando emerge una hoja curvada y se expande. Hojas sucesivas hasta que son completamente envueltas por las hojas exteriores.
Madurez Se ha desarrollado un número suficiente de hoja en el interior de modo que se forma un cogollo esférico cada vez mas firme. Requiere 60-120 días dependiendo de la estación.
Sobremadurez La hoja del cogollo continúa expandiéndose hasta que se forman grietas por la presión.
Formación del tallo de las semillas
El punto de crecimiento se alarga y emerge a través de la parte superior del cogollo.
Floración Se inicia con la información de la yema terminal y la apertura de la flor. Continúa formándose nuevas flores diariamente durante 50-70 días.
Producción de semillas
Empieza con la flor terminal, el involucro se seca y abre en unos 12-14 días.
La lechuga es el segundo cultivo más producido a nivel hidropónico después del
tomate. En la técnica hidropónica resulta muy económico y seguro producir
lechugas ya que se puede aprovechar recursos como el agua y fertilizantes.
Además que es mucho más fácil poder controlar y evitar las plagas y los
ataques de insectos en este sistema (Alpizar, 2008).
CAPÍTULO VIII
PROCEDIMIENTO
El presente trabajo, se llevó a cabo en la granja acuícola propiedad de los
Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C. de R.L., durante el
período, comprendido del 6 de enero al 20 de mayo del 2014. En dicho trabajo
se realizó un estudio para evaluar el crecimiento simultáneo de Oreochromis
niloticus y Lactuca sativa bajo dos sistemas acuapónicos, divididos en 6 fases,
que se presentan en los siguientes subcapítulos.
8.1 Construcción de las camas hidropónicas
Para la construcción de las camas hidropónicas se dispuso de un área de 38.5
m2 previa limpieza. Se realizaron trabajos de nivelación, relleno donde se
requirió y se compactó el terreno con un pisón manual. Se diseñó y se
construyó un vivero de investigación, con la siguiente dimensión total: 12.5 m2
(Figura 6), cuyas características fueron de 6 polines de 1.80 m de altura, mas
30 cm bajo el suelo, 3 polines travesaños de 2.50 m de largo y 6 duelas de
2.50 m de largo.
32
Figura 6. Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación.
8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT
Esta consistió en elaborar la cama para la técnica del flujo laminar de nutrientes
(Cooper, 1976), con triplay de una dimensión total de 2.97 m2, que se colocó
sobre cuatro postes y dos travesaños que sirvieron de soporte con una
inclinación de 5.24% (Figura 7).
Figura 7. Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama.
En un extremo se encuentran localizados los dos postes de mayor altura (120
cm) y en otro extremo, los postes son de 105 cm, que permite crear un ángulo
de inclinación de 3°. Estos postes están unidos mediante 2 polines que le
sirven de travesaño y son de: 2.44 m que hacen posible el arreglo de cama
hidropónica con la técnica de la película de nutriente (NFT).
33
A continuación, se colocó tela negra para recubrir el vivero de investigación,
esto con la finalidad para que la radiación solar no llegará directamente a los
cultivos hidropónicos, en ambos casos, tanto para la técnica del flujo laminar de
nutrientes (NFT) como para la técnica de la balsa flotante. Para adherir la tela a
los postes, se utilizaron tachuelas y para que no rompieran la tela, se les colocó
un cuadro de geomembrana de 2 cm x 2 cm, finalmente, se extendió la tela a
manera que quedara así sujetada (Figura 8).
Figura 8. Vivero de investigación terminado y revestido con tela.
8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante
La cama hidropónica con la técnica de la balsa flotante (Urrestarazu, 2000)
estuvo constituida por un cajón de madera (Figura 9), y las partes que la
integraron fueron: una placa de triplay de una dimensión de 2.45 m x 82 cm,
dos duelas de 2.44 m x 22 cm y para unir los bordes, dos tablas de 81 cm x 22
cm y al termino del mismo se excavó en un polígono de 2.50 m x 90 cm con
25 cm de profundidad, para posteriormente instalar el cajón.
En seguida se forró con geomembrana (laminado plástico fabricado de
polietileno) para generar una gran cantidad de superficie de contacto para la
fijación de bacterias, de tal forma que no se requirió la utilización del filtro
biológico (Rakocy et al., 2004), por otro lado sirvió para retener la solución de
34
nutrientes proveniente del estanque de los peces (Oreochromis niloticus)
(Figura 9).
Figura 9. Cama hidropónica de la balsa flotante. A) Cajón de madera llevado al
polígono cavado y B) Cajón terminado y recubierto de geomembrana
8.2 Siembra de los cultivos
8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L.
La mayoría de hortalizas se siembran inicialmente en un lugar especial
denominado almácigo o semillero, donde permanecerán un determinado
tiempo, es decir, hasta alcanzar un tamaño suficiente para luego ser
trasplantadas al lugar definitivo, donde completaran su período vegetativo
(Malca, 2001). Por tal motivo se elaboró el sustrato con arena fina, utilizando un
cernidor para obtener partículas más pequeñas, posteriormente se mezcló con
aserrín.
Esta mezcla se trasladó a los vasos de unicel del número seis para la
germinación de la lechuga orejona (Lactuca sativa) y luego llevarlas a los
componentes hidropónicos en donde terminarían su desarrollo.
35
Las semillas ocupadas fueron de la marca Hortaflor® y se sembraron a 5 mm
de profundidad, 5 semillas por cada vaso, se humedecieron hasta el trasplante
por medio de un atomizador sin ningún tratamiento (Figura 10).
Figura 10. Siembra de Lactuca sativa. A) Semillas de lechuga orejona y B)
Siembra de las semillas en vasos de unicel.
Las semillas de lechuga orejona se sembraron el día 26 de diciembre de 2013,
los primeros brotes emergieron a los 4 días (Figura 11). Al terminar la etapa de
germinación, se llevaron las plantas de lechuga a los componentes
hidropónicos.
Figura 11. Plántulas germinando en el sustrato. A) Día 3 y B) Día 4.
36
8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola
El estanque para cultivar los peces, es un componente indispensable en un
sistema acuapónico (Nelson, 2008), por tal motivo se describen a continuación:
Se ocuparon dos estanques circulares, con las siguientes características: 3 m
de diámetro, 1.5 m de altura, tubo de control de nivel y desagüe de PVC 4”,
pendiente de 30°, colector de fondo, coladera, paredes de block acabado en
cemento y acabado en pintura azul anticorrosiva (Figura 12).
Figura 12. Infraestructura del cultivo acuícola. A) Tubo de control de nivel y
pendiente de 30°y B) Pintura azul anticorrosiva y tubo PVC 4”.
Para el llenado de los estanques, se utilizó agua de pozo (Figura 13) que por su
calidad física, química, microbiológica y ausencia de predadores se considera
como la más idónea para este cultivo acuático (Palomino, 2004). El recurso
hídrico fue bombeado hacia un tinaco Rotoplas (Figura 13), que se encuentra
en la planta alta de las instalaciones y por medio de ramales de PVC se dejó
caer el agua por gravedad hacia los estanques, sólo se administró una vez y
esporádicamente para la reposición de las pérdidas que ocasionaron la
evaporación, filtración, así como también tener seguridad de un recambio total
adecuado si fuese necesario.
37
Figura 13. Llenado de los estanques. A) Pozo de la granja acuícola y B) Tinaco
de reserva.
8.2.3 Siembra de Oreochromis niloticus y alimentación
Se compraron 200 alevines de monosexados machos, ya que resulta
indispensable realizar este tipo de cultivo bien controlado, donde los
organismos dirijan toda su energía hacia el crecimiento y no hacia el desarrollo
de las gónadas y a la reproducción (Macintosh et al., 1995). Los alevines
machos procedentes de las instalaciones “Grupo de trabajo paso lagarto”
llegaron a las 7:35 pm, el día 20 de enero del presente año. Este lote se trajo
dividido en 4 bolsas de plástico, cada una contenía 50 organismos con un total
de 200 alevines. Se recibieron en 4 contenedores de unicel tipo hielera y dentro
de ellos contenían las bolsas dobles selladas de plástico de calibre 350, con
una altura de 70 cm y 50 cm de ancho amarrado con ligas de hule de 50 cm
(Figura 14).
Figura 14. Recepción de alevines de Oreochromis niloticus. A) Contenedores de
unicel tipo hielera y B) Bolsas selladas y amarradas con ligas.
38
Antes de la siembra de los peces, de manera paulatina, se igualaron las
condiciones fisicoquímicas del agua donde se transportaron los juveniles a las
del agua de los estanques (Palomino, 2004). Durante el procedimiento de
recambio del agua y aclimatación de los peces, las bolsas plásticas quedaron
flotando sobre la superficie del agua donde estos fueron depositados. Después
de 30 minutos, se permitió a los peces nadar afuera de las bolsas hacia su
nuevo ambiente. La siembra se realizó en dos estanques propiedad de la
Granja Acuícola y se repartieron 100 organismos por cada estanque.
Durante el estudio, a la especie íctica se le proporcionó alimento comercial para
tilapias (Oreochromis sp.) en fase de iniciación (Malta Cleyton®Api Tilapia 1)
(Figura 15), la cual su presentación del pellet extruido flotante es formulado con
40 % de proteína. La cantidad de alimento ofrecido fue calculado considerando
la biomasa total de peces por estanque proporcionando el 5 % de su peso total.
La ración de alimento correspondiente para cada estanque fue pesada en un
vaso de plástico número 6 y se suministró tres veces al día (10:00, 12.00 y
16:00 h). La estimación de la biomasa total por cada estanque se realizó cada
15 días, para poder ajustar las raciones diarias y no estresar demasiado a los
organismos. Al finalizar el estudio se contaron todos lo organismo de cada
estanque con el fin de obtener el porcentaje de sobrevivencia así como calcular
la biomasa final.
Figura 15. Alimentación de Oreochromis niloticus. A) Alimento balanceado (Api
Tilapia 1) y B) Pellet extruido flotante.
39
8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos
8.3.1 Configuración del Sistema I
Para la realización del montaje del Sistema I (Anexo 2) se adoptaron los
propuestos por: Ramírez et al., (2008), los cuales fueron modificados para este
proyecto, que consistió en: A) Estanque (descritos anteriormente), B) Filtro
Mecánico, C) Filtro Biológico y D) NFT. Por lo que en estos apartados se
describirán los incisos B), C) y D):
B) Filtro mecánico: Este elemento se conectó de tal forma que el agua rica en
nutrientes pasó del estanque de peces por medio de una bomba de 0.25 HP
(Siemens®) al filtro mecánico, donde se eliminaban la mayor parte de partículas
disueltas, tanto grandes como pequeñas (Lennard, 2004). Consistió en un
tambo de plástico de 200 L, el cual se le perforó dos agujeros de 25 mm de
diámetro con la ayuda de un taladro (DEWALT®DC9096), donde se introdujo un
tubo de PVC de la misma dimensión, en su interior, se añadió hule espuma
recubierta con tela de maya para acumular los sólidos disueltos (Hojarasca,
alimento no consumido y metabolitos) (Figura 16).
Figura 16. Filtro mecánico. A) Perforación de los tambos, B) Colocación del tubo PVC de 25 mm; y C) Hule espuma recubierta de tela de maya.
40
C) Filtro biológico: Después de pasar por el filtro mecánico el flujo continuo al
biofiltro, el cual tuvo una gran superficie que le permitió alojar una gran cantidad
de bacterias (Figura 17) que convierten el amonio en Nitrito (Nitrosomonas sp.)
y otras que reducen el Nitrito en Nitrato (Nitrobacter sp.) (Walsh, 1998; Rakocy,
2007). El biofiltro consistió en un tambo de 200 L, en donde se colocó un tubo
de PVC de 25 mm con una válvula esférica, la cual permitió que el agua del
filtro mecánico se dirigiera al biofiltro por medio de gravedad. Dentro de este
biofiltro se colocó pasto sintético de manera que se alojaran las bacterias
nitrificantes. El diseño completo de este biofiltro, contenía una tapadera de
Rotoplas color negro, ubicada en la parte superior, con el fin de evitar la
proliferación de algas y disminuir la inhibición de las poblaciones de bacterias
nitrificantes por la incidencia de luz (Figura 17).
Figura 17. Filtro biológico. A) Tambo de 200 L de capacidad, B) Pasto sintético;
y C) Tapadera Rotoplas color negro.
Una vez establecido el sistema y hecha la recepción de O. niloticus, se inoculó
directamente en el biofiltro un pool de bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle)
para acelerar el proceso de nitrificación respetando la indicaciones del producto,
que consistió en día 1: 25 ml por cada 38 L, día 2 y día 3: 10 ml por cada 38 L,
pasado estos días, la dosis semanal para mantener una población estable
consistió de 5 ml por cada 38 L.
41
D) NFT: Se utilizó la técnica del flujo laminar de nutrientes (Cooper, 1976), la
cual consistió de 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, unidos por 10
codos 90°, donde se hicieron 60 orificios de 7 cm de diámetro con una
segueta (Celta®) de 12”, a una separación de 15 cm, donde la entrada y salida
del componente estuvieron constituidos por 2 reducciones (100 x 50) colocados
sobre la cama hidropónica (Figura 18).
Figura 18. Técnica del flujo laminar de nutrientes. A) Segueta (Celta®) de 12”, B) Perforación de los tubos sanitarios de 4”,C) Reducción sanitaria 100 x 50; y D) Codos sanitarios 90 x 100.
El efluente provino del biofiltro, utilizando una bomba de 0.25 HP conectada con
tubería de PVC de 25 mm. El efluente entró por un extremo del primer tubo y
se mantuvo con un flujo constante hasta llegar al último tubo. Este tubo se
conectó con una llave esférica de paso para regular el efluente y permitir el
vaciado de esta técnica.
42
8.3.2 Configuración del sistema II
Para la realización del montaje del Sistema II (Anexo 2) se adoptaron los
propuestos por: Rakocy et al., (2006), que consistió en: A) Estanque, B) Filtro
Mecánico y C) Balsa Flotante, por lo que en esté subcapítulo se describirán los
incisos B) y C):
B) Filtro Mecánico: Se utilizó un tambo de 200 L de capacidad en cual se
perforaron dos agujeros de 25 mm para introducir un tubo de PVC de 25 mm y
para regular el paso de la solución hacia la balsa flotante, se unió con una
llave esférica (Figura 19), también se le agregó en su interior hule espuma
recubierta con tela de maya para acumular los sólidos disueltos.
Figura 19. Filtro mecánico del Sistema II. A) Perforación del tambo de 200 L y B) Llave esférica que permitió el drenado de la solución.
C) Balsa Flotante: Se utilizó la técnica de la balsa flotante (Urrestarazu, 2000)
en donde la cama hidropónica se perforó un agujero de 25 mm con un taladro
(DEWALT®DC9096) donde se colocó internamente un tubo de PVC de la
misma dimensión. El diseño completo consistió de cinco láminas de unicel de
100 × 50 cm y 2 cm de espesor previamente perforadas con agujeros de 5 cm
de diámetro con una separación de 15 cm. Para el llenado de esta técnica se
utilizó la solución que contenía el filtro mecánico que descendió por gravedad
hacia la balsa flotante por medio de tuberías PVC de 25 mm, por lo que las
43
raíces de las plantas permanecieron en contacto con el agua que se oxígeno
diariamente (Urrestarazu, 2000). La solución se oxígeno a través de 2 bombas
de aire de 2 salidas (Figura 20). Al término de la construcción y recepción de los
peces se inocularon bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle) respetando las
mismas dosis que en el filtro biológico del Sistema I.
Figura 20.Técnica de la balsa flotante. A) Laminas de unicel perforadas, B) Bomba de aire Modelo 2688 (ECOPET ®); y C) Tubería PVC de 25 mm.
La salida de este componente, se reguló con una válvula esférica de manera
que la solución se trasladara hacia el poso sumidero y permitiera el vaciado
correspondiente (Figura 21). Por último, el efluente se depositó en su respectivo
sumidero descrito en el apartado: 8. 3. 4 Construcción de los sumideros.
Figura 21. Vaciado de la balsa flotante. A) Taladro y B) Colocación del tubo de
PVC en la balsa flotante.
44
8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa L.
El trasplante de las lechugas se realizó en las dos unidades experimentales
(Sistema I y Sistema II), una vez que las plántulas alcanzaron una longitud
promedio de 2 cm y raíz ramificada, el trasplante se realizó el día 21 de enero,
durante la mañana (6:00 h) para evitar la deshidratación. Las plántulas tenían
27 días de edad al momento del trasplante.
Antes de realizar los trasplantes, se adquirieron todos los materiales requeridos
los cuales se llevaron junto a los componentes hidropónicos que fueron los
siguientes: un palillo con el cual se sacaron las plantas, un recipiente con agua
limpia para lavar sus raíces, hule espuma y 60 vasos de unicel del número seis
que fueron cortados un día antes así como el hule espuma.
En el caso de la técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT), las raíces de cada
una de las plantas eran lavadas con agua, para limpiar los remanentes del
sustrato donde se llevó a cabo su germinación, después, las plántulas fueron
envueltas con hule espuma para proveerles sostén y posteriormente colocarlas
en los vasos de unicel (Figura 22).
Figura 22. Trasplante de Lactuca sativa. A) Vasos de unicel previamente
cortados, B) Vista por arriba, C) Hule espuma de 15 x 3 cm; y D) Envoltura del tallo de una plántula.
45
En la técnica NFT (Cooper, 1976) se trasplantaron 60 plántulas de lechugas,
dentro de los 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, para lograr una
densidad de 16 plantas/m2. Los vasos de unicel se posicionaban de manera
que quedaran por arriba de los tubos de PVC previamente perforados. A la hora
del trasplante las plántulas fueron seleccionadas uniformemente en tamaño,
color y libres de daños en su follaje o en el pilón. Al finalizar el trasplante, se
verificó que las raíces estuvieran en contacto con la solución nutritiva (Figura
23).
Figura 23. Trasplante en la técnica NFT. A) Hule espuma envolviendo el tallo de
la planta, B) Colocación de lo vasos, C) Verificación; y D) Finalización del trasplante.
En el caso de la técnica de la balsa flotante, se ocupó la base de los vasos de
unicel que se utilizaron en la técnica NFT en donde se perforó un agujero de
manera que se colocará hule espuma de 10 x 2.5 cm y envolviera el tallo de las
plántulas. Se repitió el mismo proceso que se llevo a cabo en la técnica NFT.
En esta técnica se trasplantaron 60 plántulas de lechuga colocadas en cinco
láminas de unicel de 100 × 50 cm previamente perforadas con agujeros de 5
cm de diámetro y a 15 cm de distancia para lograr una densidad de 16
plantas/m2. Las lechugas quedaban por debajo de la placa de unicel con un
espesor de 2 cm de manera que las raíces quedaban flotando en la solución
rica en nutrientes provenientes del tanque de los peces (Figura 24).
46
Figura 24. Trasplante en la técnica de la Balsa flotante. A) Colocación del hule
espuma en el vaso de unicel, B) Colocación de los vasos de unicel en las láminas, C) Vista aérea; y D) Finalización del trasplante.
En este caso las dos técnicas estrictamente hidropónicas (Diver, 2006) sirvieron
como medio de cultivo de la lechuga orejona para que terminara su desarrollo
en la solución de nutrientes que provienen de los estanques de peces.
8.3.4 Construcción de los sumideros
Se construyeron dos pozos (sumideros) de 70 cm de diámetro y 90 cm de
profundidad en donde se colocaron dos tambos de plástico de 200 L que se
encargaron de recoger la solución nutritiva proveniente de los componentes
hidropónicos para luego ser enviada de regreso al tanque de peces y reiniciar
los ciclos (Rakocy, 2007).
La solución llegaba por medio de tuberías PVC de 2” (Sistema I) y 25 mm
(Sistema II), que se encontraba al final de los canales de cultivo, los cuales
tenían una pendiente suficiente para asegurar la llegada del líquido a los
sumideros. La localización de esta tubería se ubicó frente y en un nivel más
bajo que la altura inferior de los canales, de esta forma la solución nutritiva
descendió por gravedad, oxigenándose al mismo tiempo en su paso (Figura
25).
47
Figura 25. Construcción de los sumideros. A) Sumidero del sistema I, B)
Sumidero del sistema II, C) Colocación del tambo en sistema I; y D) Perforación de tubería PVC (25 mm) en el tambo del sistema II.
Los pozos sirvieron para almacenar el drenaje (solución nutritiva) procedente de
los canales de cultivo que escurrieron por gravedad hasta los pozos, por lo que
hubo que localizarlos en la parte más baja del terreno (Figura 26) a unos 7 m
de los cultivos hidropónicos y a 90 cm de profundidad.
Figura 26. Localización de los sumideros. Fuente: Elaboración propia.
8.3.5 Sistema de bombeo
Las bombas de impulsión correspondieron a uno de los componentes claves de
los dos sistemas por lo que en este apartado se describirán la manera en que
48
fueron manipuladas. Se utilizaron cuatro bombas de accionamiento eléctrico
monofásico de operación no sumergida, de las cuales, tres eran de 0.25 HP
(Siemens®) y la ultima de ½ HP (Figura 27). Las primeras dos, para enviar el
recurso hídrico del estanque a los filtros mecánicos, la tercera para enviar el
líquido del filtro mecánico al filtro biológico para suministrar el líquido a la
técnica del flujo laminar y la última, encargada de impulsar la solución nutritiva
del pozo (sumidero) colector, hasta la parte alta de los estanques de cultivo por
medio de mangueras de 1 ¼ (Figura 28).
Figura 27. Sistema de bombeo. A) Bomba del Sistema I, B) Bomba del sistema
II, C) Bomba para suministrar el efluente a la técnica NFT; y D) Manguera para trasladar el líquido al estanque A y B.
Figura 28. Bomba de ½ HP para reiniciar los Sistemas. A) Colocación de la
bomba, B) Mangueras de 1 ¼, C) Extracción del líquido de los tambos de 200 L; y D) Ubicación de la manguera en el sistema I.
49
8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos
8.4.1 Muestreos biométricos
Se realizaron nueve muestreos biológicos comprendidos en un periodo de 120
días, entre los meses de enero a mayo del 2014 (Anexo 1), donde se
tomaron los datos correspondientes para cada especie.
A) Oreochromis niloticus: En cada estanque (Anexo 2), se tomaron 15 peces al
azar con ayuda de una red disponible en la granja, a los cuales se les midió la
longitud total (cm) y peso (g) fresco de forma individual (Figura 29).
Figura 29. Obtención de la muestra. A) Se atraparon con red, B) Se obtuvo la
muestra y se depositó a un recipiente más pequeño, C) Se vació a una tina con agua; y D) Se volvieron a sacar un una red mas pequeña.
Para la longitud total (cm) se utilizó un vernier graduado con 12 cm y se
determinó el peso total (g), mediante una balanza (Modelo: EK3650) con
capacidad de cinco kg. Posteriormente, los peces fueron regresados a su
respectivo estanque. El procedimiento se repitió en los otros 8 muestreos
siguientes (Figura 30).
50
Figura 30. Biometría realizada durante el experimento. A) Ejemplar de
Oreochromis niloticus, B) Medición de la longitud total (cm), C) Medición del peso (g) para capa pez, D) La muestra se depositó en un balde; y E) Se liberaron a los respectivos estanques.
Una vez obtenida la información, se determinó el crecimiento absoluto (CA),
crecimiento relativo (CR), tasa de crecimiento absoluto (TCA), tasa de
crecimiento relativo (TCR) y la tasa instantánea (o específica) de crecimiento
(TCE) (Shereck y Moyle, 1990; Busacker et al., 1990). Esto con el propósito de
evaluar el efecto que ejercieron los sistemas acuapónicos sobre las tasas de
crecimiento de estos organismos y conocer a través de estos parámetros
biológicos si hubo diferencias durante el período de evaluación.
Las formulas son:
CA=Y2 -Y1
CR= CA/Y1.100=Y2-Y1/YI X 100
TCA=CA/T2 -T1 =Y2-Y1/T2-T1
TCR= Y2 - Y1/Y1. (T2-T1) X 100
TCE = (In Y2-In Y1)/T2-T1 X 100
51
Dónde: Y1 y Y2 son el peso fresco o longitud total y T1 y T2 son el tiempo al inicio
y al final del experimento. ln es el logaritmo natural del peso o longitud total.
Por otro lado, de acuerdo con la metodología propuesta por Ridha (2006), se
evaluaron los siguientes parámetros productivos presentados en el Cuadro 6.
Los cuales nos ofrecieron información acerca del desempeño productivo en los
dos sistemas acuapónicos y determinaron si hubo diferencias en cuanto a la
configuración de los mismos. Por otro lado estos datos ayudarán al
mejoramiento de la producción futura de esta actividad.
Cuadro 6. Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus.
Fuente: Ridha, 2006.
Para observar la relación peso-longitud de los peces se utilizó la función
alométrica de Ricker (1975) para determinar el tipo de crecimiento (isométrico o
alométrico positivo o negativo), mediante la siguiente ecuación:
P=aLb
Donde:
P=Peso total (g)
L=Longitud total (cm)
a y b=Constantes obtenidas a partir de una regresión potencial entre P y L, con
a=Ordenada al origen (factor de condición) y b=coeficiente de alometría
Ganancia en peso Peso promedio final-peso promedio inicial
Ganancia en longitud Longitud promedio final-longitud promedio
inicial
Sobrevivencia (S)= (Número final de peces/Número inicial
de peces) X 100
Factor de conversión alimenticia (FCA) =
Consumo total de alimento/Incremento
de peso ganado
Biomasa (B)= Población X Peso promedio del Individuo
(Ricker,1975)
52
(Pendiente), que es un indicador del tipo de crecimiento que exhibe una
especie.
Sí b=3.0 se trata de un crecimiento de tipo isométrico (se asume que la
gravedad específica del pez no cambia), y si b≠3.0 es alométrico (>3.0 positivo,
el pez es más pesado para la longitud que alcanza; y <3.0 negativo, el pez llega
a ser menos pesado para su longitud conforme incrementa en talla (Salgado-
Ugarte, 2005)
B) Para Lactuca sativa, al cumplir 120 días de cultivo se procedió a cosechar
todas las plantas de las técnicas hidropónicas (NFT y Balsa flotante) tomando
como muestra 15 plantas al azar por técnica para llevar a cabo las biometrías.
Durante este procedimiento, se retiró todo el material que se utilizó durante su
desarrollo (Vaso de unicel y hule espuma), para luego pesarlas con una báscula
(Modelo: EK3650) con capacidad de peso en gramos y medirlas con una regla
metálica (Figura 31).
Figura 31. Biometrías de Lactuca sativa L. A) Se tomaron de los componentes
hidropónicos, B) Se midieron con una regla metálica; (C) y D) Se registró el peso del follaje y el sistema radical con una báscula.
En el Cuadro 7, se indican las variables de estudio evaluadas, en el
experimento del cultivo de Lactuca sativa L. en las dos técnicas consideradas,
NFT y Balsa flotante.
53
Cuadro 7. Variables de evaluación de Lactuca sativa L. Fuente: Santos, 2011.
Letras de identificación Variable
LH Longitud de la hoja (cm)
LR Longitud de raíz (cm)
PFF Peso fresco foliar (g)
PFR Peso fresco de raíz (g)
NH Número de hojas
Longitud de la hoja: Para esta variable, se tomo cómo referencia la porción de
la hoja más cercana al eje en que se inserta (base) hasta la punta (ápice) y se
registró la media aritmética de la longitud por cada planta de los componentes
hidropónicos.
Longitud de la raíz: En esta variable se tomó como referencia la raíz principal,
ya que es de tipo pivotante (central, axonomorfa).
Peso fresco del follaje: Para el peso del follaje se separó el sistema radical y se
pesaron.
Peso fresco de la raíz: El peso fresco de la raíz se determinó al separar la parte
del follaje y el sistema radical.
Número de hojas: Se hizo un conteo del número de hojas producidas por
planta, para esto se tomó en cuenta la salud de las hojas, es decir con
características deseables, sin tomar en cuenta aquellas hojas menores a 2 cm,
hojas dañadas y viejas.
Al comparar estas variables que involucraron el sistema radicular (raíces) y el
sistema de vástago (hojas), permitieron evaluar el crecimiento en las dos
técnicas hidropónicas de cultivo, así como determinaron en que técnica fue
superior este proceso.
54
En estos componentes, se consideró la producción de lechuga destinada en
peso fresco, donde no se alcanza a cumplir todas las etapas fenológicas, ya
que se cosecha en un momento de activo crecimiento, por lo que se dio por
terminado los dos ciclos de producción y por consecuencia, los dos sistemas
acuapónicos.
8.4.2 Muestreos de parámetros fisicoquímicos
A partir de la siembra, semanalmente se midieron los parámetros físicos de la
calidad del agua de los dos sistemas (Figura 32), se determinó el valor del
oxígeno disuelto (mg/L), con un Oxímetro (YSI®550DO), la temperatura (°C) y el
pH se determinó con un Potenciómetro (Hanna®HI 98127) a las 10:00 a. m. y
16:00 p. m., mediante lecturas del agua (Anexo 2) de la superficie de los
estanques así como de los técnicas hidropónicas.
Figura 32. Evaluación de parámetros físicos. A) Potenciómetro (Hanna HI
98127), B) Se introdujo el potenciómetro sujetándolo con una rafia, C) Oxímetro (YSI 550DO); y D) Se introdujo el electrodo del Oxímetro.
Para la evaluación de los parámetros químicos (Figura 33) se realizó
semanalmente a las 12:00 horas mediante la metodología de las pruebas
colorimétricas (Nutrafin®TEST), donde se registró la concentración de los
niveles de amoníaco iónico (NH4+) (0.0 – 6.1 mg/L), nitritos (NO2
-) (0.0 – 3.3
55
mg/L) y nitratos (NO3-) (0.0 – 110.0 mg/L) del agua en la entrada y salida de los
componentes hidropónicos (Anexo 2).
Figura 33. Evaluación de parámetros químicos. A) Test de Amoníaco, B)
Reactivo #1, #2, #3 y tubo de ensayo, C) Se esperó por 20 minutos a que apareciera el color definitivo; y D) Se identificó el color más parecido en la tabla de colores.
8.5 Análisis estadístico
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con dos tratamientos
(Sistema I y Sistema II). Los datos obtenidos se sometieron a tres análisis de
varianza (ANOVA) de una vía mediante el Modelo Lineal General (GLM) para
medidas repetidas a través del tiempo, utilizando el software Statistical Analysis
System Vertion 9.0 (SAS®, 2002), para encontrar diferencias significativas entre
tratamientos (P<0.05). El primero para evaluar el crecimiento de O. niloticus en
los dos estanques con las variables de longitud y peso, esto para dar
confiabilidad a los valores obtenidos de los parámetros biológicos y productivos.
El segundo para estimar el crecimiento de L. sativa conforme a las variables
evaluadas (Cuadro 7) e identificar diferencias entre técnicas de cultivo. El
tercero para analizar los parámetros fisicoquímicos y conocer las diferencias
que existieron a través del período de evaluación.
56
CAPÍTULO IX
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1 Crecimiento de tilapia (Oreochromis niloticus L.)
7.1.1 Evaluación de los parámetros biológicos
Al aplicar las formulas propuestas por Shereck y Moyle (1990), se obtuvo que
en el estanque B, tuvo un mayor incremento en las tasas de crecimiento
absoluto (TCA) con 0.0437 cm/día, relativo (TCR) con 0.6714 %/día y
específico (TCE) con 0.04783 %/día, en relación a la longitud (Cuadro 8),
mientras tanto para el peso la tasa de crecimiento absoluto (TCA) fue de 0.148
g/día, para la tasa de crecimiento relativo (TCR) fue de 3.471 %/día y la tasa de
creciente especifico (TCE) fue de 1.3742 %/día (Cuadro 9).
Cuadro 8. Parámetros biológicos en longitud (cm) de las poblaciones de O. niloticus de los estanques durante 120 días de cultivo.
Parámetros
biológicos
Estanque A Estanque B
Y1 (cm) 6.52 6.52
Y2 (cm) 11.52 11.73
CA (cm) 5 5.21
CR (%) 76.68 79.9
TCA (cm/día) 0.04201 0.0437
TCR (%/día) 0.6444 0.6714
TCE (%/día) 0.4783 0.0435
57
Cuadro 9. Parámetros biológicos en peso (g) de las poblaciones de tilapias de los estanques durante 120 días de cultivo.
Por otro lado al realizar el análisis de varianza (ANOVA) con todos los valores
de las muestras generadas durante el estudio, indicó que hubo diferencias
estadísticamente significativas en los estanques de cultivo y a través de los
períodos medidos (P<0.05) en cuanto a longitud (Cuadro 10) y peso (Cuadro
11). Por lo tanto en el estanque B se encontraron mejores tasas de crecimiento.
Cuadro 10. ANOVA para la variable longitud (cm) alcanzada en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días.
Fuente DF Tipo III SS Cuadrado de la
media F-Valor Pr > F
Sistema acuapónico
1 0.75737037 0.75737037 7.00 0.0192*
Número de muestras
14 2.55355556 0.18239683 1.69 0.1698
Error 14 1.51429630 0.10816402
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Cuadro 11. ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques
de cultivo de O. niloticus durante 120 días.
Fuente DF Tipo III SS Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Sistema acuapónico
1 12.50225926 12.50225926 8.10 0.0129*
Número de muestras
14 52.45777778 3.74698413 2.43 0.0542
Error 14 21.60162963 1.54297354
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Parámetros
biológicos
Estanque A Estanque B
Y1 (g) 4.38 4.27
Y2 (g) 21.03 21.91
CA (g) 16.65 17.64
CR (%) 380.136 413.114
TCA (g/día) 0.13991 0.148
TCR (%/día) 3.194 3.471
TCE (%/día) 1.3184 1.3742
58
Las diferencias radicaron principalmente en la posición en que se ubicaban los
estanques, por un lado el estanque B, recibía más luz o luminosidad por las
mañanas y tardes, aumentando gradualmente la temperatura (°C), en el caso
del estanque A, desde las 2:00 p. m. aproximadamente se encontraba en
condiciones de sombra, debido a que se localiza junto a la pared de los vecinos
de la Granja Acuícola.
Según Moyle y Cech (2000), las tasas de crecimiento de los peces son
altamente variables porque dependen fuertemente de una diversidad de
factores ambientales que interactúan entre sí, tales como la temperatura del
agua, los niveles de oxígeno disuelto, el amonio, la salinidad, turbidez, altitud,
luz o luminosidad, el fotoperíodo, el grado de competencia, la cantidad y calidad
del alimento ingerido, la edad y el estado de madurez de los peces. La mayor
tasa de crecimiento la presentan los machos de 6 a 8 meses, el crecimiento
promedio de estos es de 18 a 25 cm, con un peso de 150 a 300 g (Morales,
2003).
7.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus
Al efectuar el análisis de regresión potencial para cada estanque, se encontró
los siguientes valores: Para el estanque A el modelo se expresó como:
Pt=0.0236 (Lt) 2.805 con un coeficiente de determinación de 98.84 % indicando la
suficiencia del modelo (r2=0.9884) (Figura 34).
59
Figura 34. Curva de crecimiento entre la relación longitud -peso calculado de Oreochromis niloticus en el estanque A.
Para el estanque B el modelo se expresó como: Pt=0.0276 (Lt) 2.7341 con un
coeficiente de determinación entre Lt (Longitud total) y Pt (Peso fresco) del 98.9
%, indicando la suficiencia del modelo (r2=0.989) (Figura 35).
Figura 35. Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de Oreochromis niloticus en el estanque B.
Estudios realizados en distintas especies de tilapias y represas de México
muestran que los valores de la pendiente (b=coeficiente de alometría) de esta
relación oscila entre 2.5 y 3.5 (Granado, 1996).
Pt= 0.0276Lt 2.7341 r2 = 0.989
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
6 8 10 12
Peso t
ota
l (g
)
Longitud total (cm)
RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO
Pt = 0.0236Lt 2.805 r2 = 0.9884
4
6
8
1012
14
16
18
20
22
6 8 10 12
Peso t
ota
l (g
)
Longitud total (cm)
RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO
60
Esto indica que los valores de la pendiente obtenidos para las tilapias de los
sistemas acuapónicos en el estanque A y B de 2.805 y 2.7341,
respectivamente, se encuentran dentro de este intervalo, por lo que se asume
mediante el análisis de la relación, que el tipo de crecimiento exhibido en los
estanques fue isométrico, es decir, las diferentes estructuras del cuerpo de las
tilapias crecieron proporcionalmente durante el período de cultivo o en otras
palabras proporcional entre la longitud y peso.
Este mismo tipo de crecimiento ha sido reportado por Beltrán et al., (2009) y
Flores (2006), quienes mencionan que el crecimiento de O. niloticus es
isométrico en todas las etapas de desarrollo, por lo anterior dicho, da
confiabilidad a los resultados obtenidos en el presente estudio.
7.1.3 Alimentación y parámetros de producción
El alimento suministrado es de gran importancia para el crecimiento adecuado
de los peces y para el desarrollo de los sistemas acuapónicos, por tales
razones en el Cuadro 12, se exhiben los días de cultivo, la cantidad de alimento
suministrado por estanque y las raciones por día.
Cuadro 12. Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de O.
niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®).
Días de
cultivo
Cantidad de alimento diario (g)
Estanque A
Cantidad de alimento diario (g)
Estanque B
Raciones
por día
1 21.9 21.35 3
15 223 24.4 3
30 32.35 34.7 3
45 36.9 38.6 3
60 40.75 41.2 3
75 50.15 52.45 3
90 62.45 62.2 3
105 77.45 84.8 3
120 105.15 109.55 3
61
Al realizar el análisis de regresión exponencial del suministro de alimento para
cada estanque, se encontraron los siguientes valores: para el estanque A
(Figura 36) el modelo se expresó como: y=17.167e0.1959x y para el estanque B
y=16.652e0.1939x (Figura 37) con un grado de suficiencia del modelo (Cantidad
de alimento suministrado (g) y días de cultivo) del 98.01% (r2=0.9801) y 98.13%
(r2=0.9813), respectivamente. Por lo tanto estos valores nos indican que hubo
una correlación positiva muy alta entre estas dos variables, es decir, que se
cumplió el plan de alimentación de la Tilapia en los dos estanques de cultivo.
Figura 36. Comportamiento del consumo de alimento en el estanque A.
Figura 37. Comportamiento del consumo de alimento en el estanque B.
y = 17.167e0.1959x r² = 0.9801
15
35
55
75
95
115
1 15 30 45 60 75 90 105 120
Suministro de alimento estanque B
Suministro dealimento
Exponencial(Suministro dealimento)
Semanas de cultivo
Cantid
ad d
e a
limento
(g)
y = 16.652e0.1939x r² = 0.9813
152535455565758595
105
1 15 30 45 60 75 90 105 120
Suministro de alimento estanque A
Suministro dealimento
Exponencial(Suministro dealimento)
Semanas de cultivo
C
antid
ad d
e a
limento
(g)
62
Rakocy (1999), indica que es importante la cantidad de alimento que se
suministra, ya que para mantener 24 plantas en cultivo acuapónico es necesario
integrar a los estanques al menos 57 g de alimento. Sin embargo, durante el
presente estudio, al inicio se agregaban únicamente en promedio 21.9 g de
alimento por día para el estanque A y 21.35 g para el estanque B, lo anterior
con base en la biomasa inicial de los alevines de O. niloticus.
De acuerdo con el Cuadro 12, es evidente que al aumentar los días de cultivo,
aumenta el suministro de alimento, por lo que hasta el día 75 de cultivo se
administró aproximadamente lo recomendado por Rakocy (1999). Esto es de
gran importancia para los sistemas acuapónicos ya que de ello dependen los
nutrientes que necesitan las plantas que se cultivan hidropónicamente.
Por otro lado utilizando la información generada en los muestreos se evaluó los
siguientes parámetros productivos de acuerdo a la metodología propuesta por
Ridha (2006), presentados en el Cuadro 13.
Cuadro 13. Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo.
Parámetros productivos Estanque A Estanque B
Ganancia en peso (g) 16.65 17.64
Ganancia en longitud (cm) 5 5.21
Sobrevivencia (%) 88% 99%
Factor de conversión
alimenticia
2.51:1 2.51:1
Biomasa quincenal
obtenida
2.103 kg 2.191 kg
Biomasa final
(considerando la
sobrevivencia)
1.850 kg b 2.169 kg a
63
El porcentaje de sobrevivencia observado durante el período del 21 de enero al
20 de mayo de 2014 fue de 88% en el estanque A, mientras que el porcentaje
de sobrevivencia para el estanque B fue de 99 %, la diferencia fue
posiblemente por la depredación de un ave paseriforme (Pitangus sulphuratus)
como responsable de la disminución en números de las poblaciones de tilapias,
ya que sólo hubo un avistamiento, obteniéndose una fotografía para la
descripción.
Ambas sobrevivencias se encuentran dentro de los valores reportados por
Kubitza (2000) de 85, 95 y 98 % para cultivos de tilapia, con baja renovación de
agua.
Con respecto al factor de conversión alimenticia (FCA), en este trabajo para el
estanque A y B fue de 2.51:1, es decir se necesitaron de 2.51 kilogramos de
alimento balanceado para producir 1 kilogramo de pez. Este factor es alto y se
debió principalmente a las condiciones de los parámetros fisicoquímicos
evaluados, especialmente los compuestos nitrogenados como el amoniaco
iónico (NH4+) y el nitrito (NO3
-), ya que en las condiciones iniciales, es común
ver altos niveles de estos compuestos, afectando el cultivo acuícola a través
del tiempo.
Autores como Rakocy et al., (2002), desarrollaron un experimento en la
Universidad de las Islas Vírgenes (UVI) cultivando O. niloticus con un peso
promedio de 214 g y con un peso final de 912 g durante 175 días de cultivo, en
un sistema acuapónico, obteniendo un factor de conversión alimenticio de 2.2,
es decir, 2.2 kilogramos de alimento para producir 1 kilogramo de pez
(FCA=2.2:1). Sin embargo, la relación de conversión de alimentación se
mantuvo alta (2.2) debido en parte a un período de 2 semanas de valores altos
de nitrito reduciendo la alimentación de los organismos de estudio.
64
El progreso de la biomasa obtenida a través de los nueve muestreos realizados
se presenta en el Cuadro 14.
Cuadro 14. Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus.
Número de muestreos
Biomasa quincenal
(g) Estanque A
Biomasa quincenal
(g) Estanque B
1 438 427
2 446 488
3 647 694
4 738 772
5 815 824
6 1003 1049
7 1249 1244
8 1549 1696
9 2103 2191
Con respecto a la biomasa, se observa un progresivo aumento al llegar al
muestreo número seis, siete y ocho, esto debido principalmente a las
temperaturas que se presentaron en el mes de abril y a principios de mayo,
con un intervalo de 20.5°C a 30.4°C. Por el contrario en el muestreo dos, la
biomasa se observa limitada a causa de las temperaturas que se presentaron a
finales de enero y a principios de febrero con intervalo de 15.5°C a 27.4°C.
Para O. niloticus se considera una temperatura óptima de 27 a 32°C, aunque
los problemas metabólicos se inician a temperaturas por debajo de 21°C y la
alimentación cesa por debajo de 16°C, acompañada de una mortalidad
considerable. Por otro lado, a temperaturas superiores al óptimo se presentan
enfermedades asociadas con el estrés (Teichert et al., 1997).
Al finalizar el periodo de evaluación de crecimiento y estimar los parámetros
biológicos y productivos durante 120 días, la biomasa final calculada a partir de la
sobrevivencia fue de 1.850 kg para el estanque A y 2.169 kg para el estanque B.
65
7.2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa L.)
7.2.1 Longitud de la hoja
El promedio final de la longitud de la hoja fue de 10.327 cm para la técnica NFT
y 7.788 cm para la balsa flotante. Una vez realizado el análisis de varianza
(Anexo 5), se encontró que para la variable longitud de la hoja de las plantas de
L. sativa, existieron diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) entre
técnicas hidropónicas evaluadas, por lo tanto, las plantas de lechuga
respondieron mejor a la técnica NFT creciendo mas en longitud de la hoja,
debido a la disponibilidad de oxígeno que presento dicha técnica, así como
también una rápido proceso de nitrificación en el sistema I, por parte de las
bacterias (Nitrobacter sp.), haciendo disponible los nitratos para la hojas. El
comportamiento en cuanto a la longitud de la hoja de L. sativa L. en las
diferentes técnicas se observa en la Figura 38.
Figura 38. Longitud de la hoja (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos
técnicas hidropónicas.
1
3
5
7
9
11
NFT BALSA FLOTANTE
Lo
ng
itu
d d
e la
ho
ja (
cm
)
LONGITUD DE LA HOJA
66
El crecimiento de las plantas en altura es dependiente del aporte de agua,
nutrientes, energía y aire que un medio pueda aportarle (Singh y Sainju, 1998).
Esta condiciones están relacionadas con factores físicos y químicos como pH,
contenido nutricional, capacidad de intercambio gaseoso, agua disponible y
temperatura, entre otros (op.cit.).
7.2.2 Longitud de la raíz
El promedio de la longitud de la raíz fue 6.22 cm para la técnica NFT y 4.53 cm
para la balsa flotante. Al realizar el análisis de varianza (ANOVA), para la
variable longitud de la raíz (Anexo 6) de las plantas de lechuga cultivadas en las
dos técnicas hidropónicas, se encontró que hubo diferencias significativas (P
<0.05), por lo que se asume que la técnica NFT para esta variable considerada
fue mejor para el cultivo de lechugas (Figura 39).
Figura 39. Longitud de la raíz (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.
Ninancuro y Tantri (2007), reporta que la longitud de raíz en la producción de
lechugas en la técnica hidropónica NFT, está en función al nivel de lámina de
solución nutritiva que permite un mayor y mejor contacto con el sistema radical,
1
2
3
4
5
6
NFT BALSA FLOTANTE
Lo
ng
itu
d d
e la
ra
iz (
cm
)
LONGITUD DE LA RAIZ
67
por lo tanto la relación solución nutritiva: aire está bien balanceada y las raíces
tienen espacio suficiente para crecer.
De acuerdo a la configuración de la balsa flotante, ubicada a nivel del suelo,
hubo problemas a causa de las lluvias esporádicas que se presentaron en el
mes de febrero y abril, desestabilizando los procesos biológicos que se
desarrollaron en esta técnica, es importante mencionar que hay factores que
intervienen en el desarrollo y crecimiento del sistema radical en estas técnicas
de producción, como es el caso de la temperatura (°C) de la solución, que de
acuerdo a Urrestarazu (2004), las temperaturas entre los 20°C y 25 C
incrementa la absorción de nutrientes, que en este caso se registró un intervalo
de 14°C a 31°C como temperaturas mínimas y máximas en las dos técnicas de
cultivo.
7.2.3 Peso fresco foliar
El promedio del peso fresco foliar fue de 4.153 g para la técnica NFT y 3.44 g
para la balsa flotante. Con respecto a la variable peso fresco foliar para las
lechugas cultivadas en las dos técnicas hidropónicas, el análisis de varianza
(Anexo 7) mostró que las diferencias son estadísticamente significativas (P
<0.05), por lo que se asume que el crecimiento en peso fresco foliar (g) de L.
sativa fue menor en la técnica de la balsa flotante comparado con la técnica
NFT (Figura 40), probablemente por efectos ocasionados por la disponibilidad
de nutrientes, ya que los nitratos (NO3-) estuvieron menos disponibles en la
balsa flotante, así como múltiples factores como la temperatura y su
interacción con el pH (Taiz et al., 2002).
68
Figura 40. Peso fresco foliar (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.
Carrasco e Izquierdo (2006) reporta que los rendimientos de materia fresca de
los cultivares de lechugas evaluados en el sistema hidropónico de balsa flotante
y NFT al inicio y a fines de invierno no existen diferencias significativas entre los
cultivares para cada e perimento, sin embargo e istió la tendencia a obtener
lechugas de menor peso al producirlas al inicio del invierno independientemente
del sistema hidropónico, debido a las bajas temperaturas en ese periodo del
año.
7.2.4 Peso fresco de la raíz
El promedio del peso fresco de la raíz fue de 2.053 g (NFT) y 1.52 g (Balsa
flotante). Una vez efectuado el análisis de varianza (Anexo 8), nos indicó que
existen diferencias significativas (P<0.05) entre métodos de cultivo,
presentando un menor peso de las raíces en la técnica de la balsa flotante a
comparación de la técnica NFT (Figura 41).
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
4.5
NFT BALSA FLOTANTE
Peso f
resco folia
r (
g)
PESO FRESCO FOLIAR
69
Figura 41. Peso fresco de la raíz (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.
Una de las característica más importantes en las técnicas hidropónicas, es que
se minimiza el esfuerzo por parte de las plantas en la búsqueda de nutrientes
(ya que éstos van directamente a la raíz que está inmersa en el agua), por lo
cual toda la energía la utilizan para crecer hacia arriba y no hacia abajo
(Ramírez et al., 2011).
Lo anterior dicho, se presentó en las dos técnicas de cultivo utilizadas para el
crecimiento de Lactuca sativa, donde se observa un bajo peso fresco en cuanto
a esta variable.
7.2.5 Número de hojas
El promedio final de número de hojas fue de 5.533 para la técnica NFT y 4.333
para la técnica de la balsa flotante. De acuerdo al análisis de varianza (Anexo
9), mostró que para la variable números de hojas en las técnicas hidropónicas
evaluadas, mostraron diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) a
través del tiempo, por lo tanto se puede decir que fue mejor el desarrollo de las
hojas en la técnica NFT (Figura 42).
0
0.5
1
1.5
2
2.5
NFT BALSA FLOTANTE
Pe
so
fre
sco
de
la
ra
iz (
g)
PESO FRESCO DE LA RAÍZ
70
Figura 42. Número de hojas presentadas en Lactuca sativa cultivada en las dos
técnicas hidropónicas.
Lo más importante en la producción de lechugas es la biomasa aérea, sin
embargo, es importante mencionar que para esta variable de estudio se tiene
que tomar en cuenta la cantidad de luz a la que está e puesta la planta y la
temperatura a la que se desarrolla. Ninancuro y Tantri, (2007) menciona que
mantener la temperatura ambiental en un rango de 23 a 29 °C permite a la
planta un adecuado desarrollo.
Se puede señalar que al terminar el ciclo de cultivo sobrevivieron el 100% de
las plantas en las dos técnicas, sin embargo no se consiguió la talla de cosecha
(35 cm de altura). Por otro lado, debido a la biomasa inicial de O. niloticus, el
alimento suministrado promedio, no fue suficiente para mantener a 60 plántulas
por técnica hidropónica, por lo que se debe considerar la falta de nutrientes
para las plantas, sumado a los parámetros fisicoquímicos, jugaron un papel
determinante para el desarrollo de L. sativa, por lo que el crecimiento descrito
fue lento durante el período de evaluación.
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
4.5
5
5.5
6
NFT BALSA FLOTANTE
Num
ero
de h
oja
s
NÚMERO DE HOJAS
71
7.3 Análisis de los parámetros físicos
7.3.1 Oxígeno disuelto
En el caso del cultivo de Oreochromis niloticus, en los dos estanques se registró
un mínimo de 3.5 mg/L y un máximo de 5 mg/L, sin embargo mediante el
análisis de varianza (ANOVA) para esta variable, se encontraron diferencias
estadísticamente significativas (P<0.05), durante la mañana y tarde con respecto
a los estanques de cultivo (Anexo 10 y Anexo 11). Por lo que hubo una mayor
disponibilidad de oxígeno en el estanque A, no obstante, el oxígeno disuelto
estuvo dentro del intervalo para el cultivo de tilapia, ya que fue superior a 3
mg/L a lo largo de su ciclo de crecimiento (Cuadro 15).
Cuadro 15. Valores de O. D. (mg/L) registrados en los sistemas acuapónicos
donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.
SEMANA 10A 10B 10NFT 10BF 16A 16B 16NFT 16BF
1 3.5 3.5 2.5 2.1 4.5 4.4 4.4 3.2
2 4.3 4.3 3.3 4 4 3.8 3 2.7
3 4 4.2 2.5 3 4.2 4 3.2 2.2
4 4.3 4.3 3.3 3.2 4.2 4 3 2.7
5 3.5 3.5 2 2 4.2 4 3 2.7
6 5 5 4.4 4.6 3.8 3.7 2.6 2.2
7 4.4 4.4 4.5 4.5 4 3.8 3 2.7
8 5 5 4.4 4.6 3.7 3.6 2.6 2.1
9 4.2 4.3 2.5 4.5 4 3.8 3 2.7
10 4.7 4.7 4.9 4.3 3.8 3.8 2.6 2
11 5 5 4.4 4.6 3.6 3.6 2.5 2.1
12 4.9 4.9 4.5 4.5 4.7 4.5 4.5 4.2
13 4.7 4.7 4.9 4.3 4.4 4.3 4.4 3.2
14 4.3 4.1 3.3 4.6 4 4 3 2.8
15 4.3 4.1 3.2 4.5 3.6 3.5 2.5 1.8
16 4.1 4.1 3.3 4.3 3.5 3.5 2.5 1.8
17 4.7 4.7 3.4 3.3 4.7 4.3 4.5 4.2
18 4.1 4.2 3.2 3.2 4.5 4.9 4.9 4.5
72
Cabe señalar que las tilapias cuentan con la capacidad de sobrevivir en
concentraciones de 0.5 mg/L de O. D. La sobrevivencia de las tilapias en agua
con baja concentración de oxígeno disuelto (<1 mg/L), es posible, por su
habilidad de usar el oxígeno en la interface aire-agua, por lo que esta variable
no fue limitante para el cultivo de esta especie.
En el caso del cultivo de lechuga en las técnicas hidropónicas, se registró un
mínimo de 2 mg/L y un máximo de 4.9 mg/L durante el desarrollo de este
estudio y mediante el análisis de varianza para esta variable mostró que existió
diferencias estadísticas (P<0.05) tanto para la mañana y tarde encontrándose
una mayor disponibilidad de oxígeno disuelto en la técnica NFT (Anexo 12 y
Anexo 13).
Con respecto a las plantas, el oxígeno es estrictamente necesario para su
desarrollo y crecimiento de las raíces, para ello se requieren valores mínimos
de 8 a 9 mg/L (Gilsanz, 2007). Aunque otros autores como Sádaba et al.,
(2008), nos menciona que para un buen desarrollo y sobrevivencia de la
lechuga en hidroponía se requiere un mínimo de 2.0 a 2.5 mg/L de oxígeno en
el agua.
Sin embargo, no se obtuvieron los valores reportados por Gilsanz (2007), por lo
que se presentaron problemas por una inadecuada oxigenación como lo reporta
Resh (1997) en especial en la técnica de la balsa flotante, en donde las
dificultades se deben a la circulación del oxígeno, el espacio reducido entre las
raíces y al desequilibrio de la solución por parte de las lluvias esporádicas. Por
otra parte, estos componentes tienden a acumular lodos y su exceso tiene un
efecto perjudicial sobre el crecimiento de las plantas, ya que bloquean el flujo
de agua y crea zonas sin oxígeno (Rakocy, 1999). Según Urrestarazu (2004) y
Resh (2006) la lechuga es considerada como de bajo requerimiento de oxígeno
y su cultivo es ampliamente recomendado para sistemas hidropónicos
recirculantes tipo NFT.
73
7.3.2 Temperatura
La temperatura en los estanques de cultivo de Oreochromis niloticus,
presentaron un intervalo de 14.5 °C a 31.5 °C y para el cultivo de Lactuca sativa
se registró un intervalo de 13.5 °C a 32°C durante el ciclo de crecimiento de
estas especies (Cuadro 16). Al realizar el análisis de varianza para esta
variable durante la mañana y la tarde (Anexo 14 y Anexo 15), nos mostró
diferencias estadísticas (P<0.05), por lo tanto se registró una mayor
temperatura en el estanque B.
Cuadro 16. Valores de Temperatura (°C) registrados en los sistemas
acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.
SEMANA 10A 10B 10NFT 10BF 16A 16B 16NFT 16BF
1 15.5 15.8 14.5 15 23.4 24 24.4 25
2 18.5 18.3 17.5 18 27.4 28 27.4 28
3 17.5 17.5 16.5 17 26.4 27 26.4 30
4 18.5 18.8 17.5 17.8 26.4 27 27 28
5 14.5 14.8 13.5 13.6 26.4 27.5 27 28
6 20.5 20.5 19.5 20 28.4 29 30 30
7 19.5 19.5 20.5 21 27.4 28 27 28
8 20.5 20.5 19.5 20 29.4 29.8 30 31
9 17.7 18 16.7 21 27.4 28 27 28
10 22.5 22.8 21.5 22 28.4 28.5 30 30
11 20.5 20.5 19 20 30.4 30.5 31 31
12 21.5 21.5 20 21 22.4 23 23 24
13 22.5 22.3 21 22 24.4 25 24 25
14 25.5 26 25.5 26 27.3 27.5 27 27
15 25.5 26.5 24 25 30.4 31 31 32
16 26.5 26.8 25 26 31.4 31.5 31 32
17 22.6 22.7 22 23 22.4 23 23 24
18 17.6 17.8 17 18 20.4 21 21 22
Las tilapias (Lagler et al., 1984) son organismos poiquilotermos; es decir, la
temperatura de su cuerpo se ajusta pasivamente a la temperatura del agua del
74
ambiente. Es importante considerar que la variación de la temperatura del agua
influye directamente en la tasa metabólica de tilapias y por consecuencia en su
crecimiento y sobrevivencia.
Por lo que el intervalo de temperaturas registradas en la superficie de los
estanques (14.5 °C a 31.5 °C) no fueron óptimas para el cultivo de tilapias
(Cuadro 16). Asimismo, la ganancia en peso de los animales presentó un
incremento con el tiempo de cultivo, sugiriendo que gradientes cercanos a 28
°C serían recomendables para el mejor crecimiento de los peces; sin embargo,
realizando un cultivo abierto, como el caso del presente trabajo, tanto la
temperatura del agua como el resto de los parámetros físicos y químicos forman
parte de una dinámica natural que difícilmente pueden controlarse.
Con respecto a las temperaturas registradas en los técnicas hidropónicas los
intervalos quedaron de la siguiente manera:13.5°C a 32°C durante las 18
semanas de cultivo de Lactuca sativa, por lo que se encontró mediante el
análisis de varianza, diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) entre
técnicas durante la mañana y tarde (Anexo 16 y Anexo 17), es decir se registró
una mayor temperatura en la técnica de la balsa flotante, debido al material del
cual estaba hecha (polietileno), aumentado más rápido la temperatura en dicha
técnica.
Las temperaturas óptimas para el crecimiento de lechuga son de 18 a 23°C
durante el día y de 7 a 15°C durante la noche, como temperatura máxima se
pueden considerar los 30°C y como mínima puede soportar temperaturas de
hasta 6 °C (Jaques y Hernández, 2005). Por lo tanto las temperaturas no fueron
óptimas para el cultivo de Lactuca sativa en las dos técnicas.
75
7.3.3 pH
Durante todo el desarrollo de este trabajo, tanto en el sistema I como en el
sistema II, los valores de pH siempre tendieron a disminuir, iniciando con un
valor máximo registrado de 7.8 y mínimo de 7 en los diferentes componentes
(Cuadro 17).
Cuadro 17. Valores de pH registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.
SEMANA 10A 10B 10NFT 10BF 16A 16B 16NFT 16BF
1 7.8 7.7 7.8 7.7 7.6 7.6 7.7 7.5
2 7.8 7.7 7.5 7.7 7.6 7.6 7.6 7.5
3 7.8 7.7 7.6 7.8 7.6 7.6 7.5 7.6
4 7.8 7.8 7.4 7.8 7.6 7.6 7.3 7.6
5 7.8 7.7 7.5 7.7 7.6 7.6 7.4 7.6
6 7.8 7.8 7.5 7.7 7.6 7.7 7.5 7.6
7 7.8 7.7 7.7 7.7 7.6 7.6 7.5 7.6
8 7.8 7.6 7.7 7.5 7.6 7.5 7.2 7.6
9 7.6 7.7 7.7 7.7 7.7 7.5 7.3 7.6
10 7.5 7.5 7.7 7.6 7.5 7.4 7.4 7.6
11 7.3 7.2 7.6 7.5 7.4 7.1 7.5 7.4
12 7.4 7.3 7.6 7.6 7.3 7.2 7.5 7.4
13 7.5 7.5 7.6 7.3 7.5 7.4 7.5 7.2
14 7.2 7.4 7.5 7.1 7.2 7.3 7.4 7
15 7.5 7.2 7.7 7 7.5 7.1 7.6 7
16 7.2 7.2 7.5 7 7.2 7.1 7.4 7
17 7.2 7.2 7.5 7 7.2 7.1 7.5 7
18 7.2 7.1 7.5 7.3 7.1 7 7.4 7.3
Al efectuar el ANOVA, se encontró que para la variable pH en los estanques
hubo diferencias significativas, tanto para la mañana y como para la tarde
(Anexo 18 y Anexo 19). Con respecto a las técnicas hidropónicas se
encontraron diferencias significativas (P<0.05) sólo en la mañana (Anexo 20),
ya que por las tardes el análisis estadístico mostró que para esta variable se
76
comportó a través del tiempo de una forma similar en las dos técnicas
hidropónicas (Anexo 21).
El comportamiento de esta variable en los sistemas fue la esperada, ya que
normalmente el metabolismo de los peces lleva a la producción de dióxido de
carbono, y procesos de degradación en el cuerpo de agua, generando una baja
en los valores de pH (Masser et al., 1999).
Según Asianin-Hoyos et al., (2011), considera un pH de 6.7 a 8.4 como óptimo
para el cultivo de tilapia; sin embargo, la tilapia tiene una gran tolerancia a los
cambios de pH por lo que no fue una limitante para esta este cultivo. Por otra
parte, para el cultivo de plantas de lechuga, el pH influye directamente sobre la
disponibilidad de los nutrientes, de acuerdo Resh (2001), debe estar en un
intervalo entre 6.5 a 7, y otro autor como Gilsanz (2007), recomienda un
intervalo de 5.5 a 7.
El pH es un factor que interviene en varios procesos. El primero, la nitrificación.
Este puede ocurrir en un rango muy variado de pH como 6 a 9 (Wheaton et al.,
1994) pero algunos autores sostienen que el rango óptimo se encuentra entre
7.2 a 7.8, aunque para la acuaponía se reportan valores óptimos para la
producción de peces, bacterias y plantas entre 6.5 y 7 (Tyson et al., 2004).
También interviene en la disponibilidad de nutrientes para las plantas, ya que
nutrientes esenciales como el Hierro, Manganeso, Cobre, Zinc y Boro, se
encuentran menos disponibles para las plantas a pH mayores de 7.5 (Timmons
et al., 2002).
En el presente estudio, el comportamiento de las variables físicas fue muy
inestable a través de los 120 días de experimentación, a los que se expusieron
los sistemas acuapónicos, esto se debió a la interacción del medio con los
organismos presentes en los sistemas.
77
7.4. Análisis de los parámetros químicos
7.4.1 Amoníaco iónico
Con respecto al amoniaco iónico (NH4+), se puede decir que su producción se
comportó de acuerdo a lo descrito en la literatura (Buttner, 2000), comenzando
con una alta concentración y disminuyendo con el tiempo, a medida que ocurría
el proceso de transformación bacteriana, manteniéndose en rangos entre 1.2 y
0 mg/L (Cuadro 18)
Cuadro 18. Valores de amoniaco iónico (NH4
+), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos, NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.
Semana Entrada NFT Entrada BF Salida NFT Salida BF
1 0.6 0.6 0.3 0.3
2 0.3 1.2 0.1 0.1
3 0.6 0.6 0.3 0.3
4 0.3 0.3 0.1 0.1
5 0.3 0.6 0.1 0.3
6 0.3 0.3 0.1 0.1
7 0.1 0.6 0 0
8 0.3 0.3 0.1 0.1
9 0.3 0.6 0.1 0
10 0.3 0.3 0.1 0.1
11 0.1 0.1 0.1 0
12 0.1 0.3 0 0.1
13 0.1 0.1 0 0
14 0.1 0.3 0 0.1
15 0.1 0.1 0 0
16 0.1 0.1 0 0
17 0.1 0.1 0 0
18 0.1 0.1 0 0
Al efectuar el ANOVA para la variable NH4+, mostró que existió diferencias
significativas (P>0.05) con respecto a la entrada y salida de los componentes
hidropónicos (Anexo 22 y Anexo 23). Presentando en la técnica de la balsa
78
flotante una mayor concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada
y en su salida a diferencia de la técnica NFT.
El amoníaco existe en dos formas: no ionizado y ionizado (NH4+), la
concentración relativa de estas formas en la columna de agua es principalmente
una función del pH y la temperatura del agua (Anthonisen et al., 1976). La
suma de las dos formas se denomina amoniaco total o simplemente amoniaco
(NAT).
El nivel letal para tilapias es aproximadamente de 2.3 mg/L (Shelton y Popma,
2006). El-Sayed (2006) recomienda concentraciones menores de 0.1 mg/L de
amonio para los cultivos de tilapia. Lo anterior es debido a que se considera que
la concentración alta de amonio (mayor a 2.0 mg/L) causa bloqueo del
metabolismo de estas especies, daño en la branquias, afecta el balance de
sales, produce lesiones en órganos internos, insumo supresión y susceptibilidad
a las enfermedades, reducción del crecimiento y sobrevivencia (Nicovita, 2007).
Sin embargo, las concentraciones de amoniaco iónico en el presente trabajo,
estuvieron por debajo de los niveles críticos mencionados anteriormente
7.4.2 Nitritos
Al realizar el ANOVA para la variable NO2-, mostró que existieron diferencias
significativas (P<0.05) con respecto a la entrada y salida de los componentes
hidropónicos (Anexo 24 y Anexo 25). Presentando en la técnica NFT una mayor
concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada y en su salida a
diferencia de la técnica de la balsa flotante. Los valores encontrados en este
estudio se muestran a continuación en el Cuadro 19.
79
Cuadro 19. Valores de nitrito (NO2-), expresado en mg/L, registrados en la
entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.
Los nitritos (NO2-) son un producto intermedio en el proceso de nitrificación y así
como el amonio no ionizado, son tóxicos también en concentraciones
relativamente bajas, dependiendo de la especie a cultivar. En cuanto a la
concentración de nitritos, el nivel de tolerancia para las tilapias es de 2.1 mg/L
(Balarin y Haller, 1982), aunque se recomiendan que la concentración de nitritos
sea menor a 0.1 mg/L (Nicovita, 2007). Se puede observar a partir de los datos,
que los valores de NO2- se encontraron en rangos inferiores a 1.6 mg/L.
7.4.3 Nitratos
En general se cumplió con lo descrito por Buttner (2000), en donde todos parten
de una cantidad nula de nitrato y con el paso del tiempo se va acumulando
hasta obtener una concentración constante (Cuadro 20).
Semana Entrada NFT Entrada BF Salida NFT Salida BF
1 0.8 0.3 0.3 0.1
2 1.6 0.8 0.8 0.3
3 0.8 0.3 0.3 0.1
4 0.3 1.6 0.1 0.3
5 0.8 0.8 0.3 0.1
6 0.3 0.3 0.1 0.1
7 0.8 0.8 0.3 0.3
8 0.3 0.3 0.1 0.1
9 0.8 0.8 0.1 0.3
10 0.3 0.3 0.1 0.1
11 0.1 0.3 0.1 0.1
12 0.3 0.3 0.1 0.1
13 0.1 0.3 0.1 0.1
14 0.3 0.1 0.1 0.1
15 0.1 0.1 0.1 0.1
16 0.1 0.1 0.1 0.1
17 0.1 0.1 0.1 0.1
18 0.1 0.1 0.1 0.1
80
Cuadro 20. Valores de nitrato (NO3
-), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.
Al efectuar el análisis de varianza para la variable NO3-, mostró que existieron
diferencias significativas (P<0.05) con respecto a la entrada y salida de los
componentes hidropónicos (Anexo 26 y Anexo 27). Presentando en la técnica
NFT una mayor concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada, y
en su salida una menor concentración a diferencia de la técnica de la balsa
flotante.
Esto permite afirmar que las bacterias (Nitrosomonas sp. y Nitrobacter sp.)
realizaron correctamente el proceso de nitrificación, aunque el análisis nos
mostró que este proceso fue mejor en el sistema I, debido principalmente a la
configuración del mismo, ya que el biofiltro, estaba situado antes de llegar a la
técnica NFT, donde no existió competencia por el O2 por parte de las plantas de
Semana Entrada NFT Entrada BF Salida NFT Salida BF
1 5 5 5 5
2 5 5 5 5
3 5 10 5 5
4 20 10 5 5
5 20 20 10 10
6 50 20 5 5
7 50 50 5 10
8 20 50 10 10
9 50 50 10 10
10 20 20 5 5
11 50 20 5 5
12 20 20 5 5
13 20 20 5 5
14 50 20 5 5
15 50 20 5 5
16 50 50 5 10
17 50 50 5 10
18 50 50 5 10
81
lechuga como en el caso de la balsa flotante, permitiendo un desarrollo
adecuado para las bacterias.
Adicionalmente se sugiere que las plantas están utilizando dicho NO3-, pues el
nivel no se incrementó más allá de 50 mg/L. El caso de la tilapia este
compuesto no alcanzará a ser tóxico, sino hasta llegar a los 400 mg/L. No
obstante, esta concentración de NO3- nunca alcanza a estar presente en un
sistema, debido al recambio de agua, lo cual no producen grandes problemas
(Masser, 1999).
CAPITULO X. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
10.1 Conclusiones
El crecimiento de Oreochromis niloticus a través del tiempo fue favorecido en el
sistema II, debido al comportamiento de los parámetros físicos, principalmente
la temperatura.
El crecimiento absoluto (CA) en longitud fue de 5 cm para el estanque A y 5.21
para el estanque B, respecto al peso fue de 16.65 g y 17.64 g, respectivamente,
existiendo diferencias significativas (P<0.05).
La tasa de crecimiento absoluto (TCA) en longitud fue 0.04201 cm/día en el
estanque A y 0.0437 cm/día para el estanque B, respecto al peso fue de
0.13991 g/día y 0.148 g/día, respectivamente.
La relación longitud total-peso de Oreochromis niloticus fue Pt=0.0236 (Lt) 2.805
para el estanque A y para el estanque B fue Pt=0.0276 (Lt) 2.7341, en donde se
asume que el crecimiento fue isométrico, este mismo tipo de crecimiento ha
sido reportado por Flores (2006) y Beltrán et al., (2009).
El crecimiento de Lactuca sativa fue superior en la técnica NFT, ya que las
diferencias observadas se consideraron estadísticamente significativas (P<0.05)
en las cinco variables evaluadas, beneficiando el crecimiento en esta técnica.
83
Las plántulas de lechuga sobrevivieron hasta el momento de la cosecha el
100% de ellas, en las dos técnicas. Estos porcentajes de sobrevivencia son
iguales a los encontrados por Arriza y Martínez (2009) para lechugas en
acuaponía con tilapia.
Los intervalos de O. D. en los estanque de cultivo y de los componentes
hidropónicos fueron de 3.5 a 5 mg/L y de 2 a 4.9 mg/L, respectivamente, los
cuales se encuentran dentro del intervalo de crecimiento (>3 mg/L) para
Orechromis niloticus (Lovell, 1989; Timmons et al., 2002), sin embargo no
fueron óptimos (>4 mg/L) para el cultivo de Lactuca sativa (Sádaba et al., 2008).
Los intervalos de la T° superficial de los estanques y de los componentes
hidropónicos fueron de 14.5 a 31.5°C y de 13.5 a 32°C, respectivamente, los
cuales no fueron óptimos para el crecimiento (27 a 32°C) de Oreochromis
niloticus (Teichert et al., 1997; Asiain-Hoyos et al., 2011), tampoco para Lactuca
sativa, ya que el óptimo para esta especie es de 18 a 23°C (Jaques y
Hernández, 2005).
El intervalo de pH del agua superficial de los estanques y de los componentes
hidropónicos fueron los mismos (7.8 a 7), por lo tanto fue óptimo (6 a 8.5) para
el cultivo de Oreochromis niloticus (Kubitza, 2000), sin embargo no fue óptimo
para Lactuca sativa ya que de acuerdo Resh (2001), debe estar en un intervalo
de 6.5 a 7.
Las concentraciones de NH4+, NO2
- y NO3
-, en la entrada y salida de los
componentes hidropónicos, no representaron niveles críticos para Oreochromis
niloticus (Ballarin y Haller, 1982; Shelton y Popma, 2006), y en el caso del
nitrato (NO3-) llegó a una concentración de 50 mg/L, los necesarios para el
cultivo de Lactuca sativa (Grande y Luna, 2010).
84
10.2 Recomendaciones
Con el objetivo de mejorar el sistema y técnicas propuestas, es importante
revisar algunas recomendaciones para próximos ensayos, derivadas de los
resultados del presente trabajo:
Para los sistemas acuapónicos se requiere que el componente acuícola
produzca suficientes metabolitos (excreciones) para la nutrición de las plantas,
y que según Ronzón-Ortega et al., (2012), inicie el cultivo de las plantas cuando
se tenga una colonia madura de bacterias, de lo contrario, su rendimiento será
menor al esperado.
Mantener un pH de 7 en nuestro sistema acuapónico, hará que el mismo
funcione en forma correcta. No obstante, no se debe dejar de tener en cuenta
que una precisa nitrificación, resultará en ácido carbónico, que hará que el
sistema tienda a disminuir su pH (Timmons et al., 2002).
El descenso de pH en sistemas acuapónicos puede ser subsanado con
Hidróxido de Calcio, Hidróxido de Potasio, Carbonato de Calcio o Carbonato de
Potasio, según la conveniencia del productor (Pablo, 2011).
Para mantener un pH estable en fuentes de agua Boyd y Tucker (1990),
recomiendan utilizar Oxido de Calcio (CaO) y cal hidratada (Ca (OH)₂).
Para la oxigenación constante en la técnica de la balsa flotante, se recomienda
utilizar sopladores de neumáticos con flujo de aire, conectados a difusores para
mejorar la aireación de este componente (Grande y Luna, 2010).
85
Los sistemas acuapónicos suelen tener deficiencias en Hierro (Fe), y esto se
debe a que este es, dentro de los nutrientes, el que menor pH requiere para
permanecer disponible. Para suplir la deficiencia de Fe2+ (Hierro ferroso),
Rakocy (2007), recomienda la aplicación de quelato de hierro, para que este
sea asimilado por las plantas (EDTA-Fe, DTPA-Fe).
CAPÍTULO XI
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CAPÍTULO XI
ANEXOS
Anexo 1. Fechas de los muestreos biométricos y parámetros fisicoquímicos
Muestreos biométricos (Tilapia, cada 15 días)
21 ENERO
5 FEBRERO
19 FEBRERO
6 MARZO
21 MARZO
5 ABRIL
20 ABRIL
5 MAYO
20 MAYO
Muestreos fisicoquímicos (semanales)
21 ENE 18 MAR
28 ENE 25 MAR
4 FEB 1 ABRIL
11 FEB 8 ABRIL
18 FEB 22 ABRIL
25 FEB 6 MAYO
4 MAR 13 MAYO
11 MAR 20 MAYO
96
Anexo 2. Configuración del Sistema I y II Configuración del Sistema I (Ramírez et al., 2008). (a) Fotografía y (b) Esquema
del diseño donde: A=Estanque 1, AA= Técnica NFT (Cooper, 1976), FM=Filtro
mecánico, FB=Filtro biológico y S=Sumidero. En azul: flujo de la solución a
través del sistema. En rojo: Llaves de control de la solución.
97
Configuración del Sistema II (Rakocy et al., 2006). (a) Fotografía y (b) Esquema
del diseño donde: B=Estanque 2, BB=Técnica de la Balsa flotante (Urrestarazu,
2000), FM=Filtro mecánico y S=Sumidero. En azul: flujo de la solución a través
del sistema. En rojo: Llaves de control de la solución.
98
Anexo 3. Evaluación de los parámetros fisicoquímicos Evaluación de los parámetros fisicoquímicos en el sistema I y II, donde: Puntos
verdes=Toma de parámetros físicos (Oxígeno disuelto, Temperatura y pH)
,A=Estanque 1, B=Estanque 2, AA=Técnica NFT, BB=Técnica de la Balsa
flotante, Líneas rojas=Toma de parámetros químicos (Amoníaco iónico, Nitritos
y Nitratos,EA1=Entrada del componente NFT, EB2=Entrada del componente de
la balsa flotante, SA1=Salida del componente NFT, SB2=Salida del componente
de la balsa flotante y S=Sumidero.
99
Anexo 4. Principales materiales para construcción del Sistema I y II
SISTEMA I Cant. Un. Descripción P.U Total
10 Pz. Codo sanitario cementar 90 x 100 $ 8,1 $ 81,04 6 Pz. Codo hidráulico cementar 90 x 25 $ 3,25 $ 19,25 3 Tr. Tubo sanitario PVC de 4" $ 180 $ 540 3 Pz. Tambo de 200 L plástico $ 235 $ 705 2 Pz. Codo sanitario cementar 45x 25 $ 1,46 $ 2,9 2 Pz. Reducción sanitaria cementar 100 x 50 $ 5,54 $ 11,09 2 Pz. Válvulas esféricas PVC f-4577 25 mm $ 26,51 $ 53,02 2 Pz. Bombas Siemens 0.25 HP $ 900 $ 1800 1 Tr. Tubo hidráulico cementar rd-26 25 mm $ 51,29 $ 51,29 TOTAL
$3263,59
SISTEMA II Cant.
Un.
Descripción
P.U
Total
5
Pz.
Codo hidráulico cementar 90 x 25 $ 3,25 $ 16,25
2
Pz.
Tambo de 200 L plástico $ 235 $ 470
1
Pz.
Codo sanitario cementar 45x 25
$ 1,46 $ 1,46
2
Pz.
Válvulas esféricas PVC f-4577 25 mm
$ 26,51 $ 53,02
1 Pz. Bombas siemens 0.25 HP $ 900 $ 900
2 Tr. Tubo hidráulico cementar rd-26 25 mm $ 51,29 $ 102.58
TOTAL
$ 1472.58
100
Anexo 5. ANOVA para la variable longitud de la hoja
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 15 49.67939333 3.31195956 81.48 <.0001*
Error 14 0.56908667 0.04064905
Total correcto 29 50.24848000
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 6. ANOVA para la variable longitud de la raíz
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 14 23.05500000 1.53700000 6.64 0.0005*
Error 15 3.23866667 0.23133333
Total correcto 29 26.29366667
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 7. ANOVA para la variable peso fresco foliar
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 15 4.13100000 0.27540000 12.10 <.0001*
Error 14 0.31866667 0.02276190
Total correcto 29 4.44966667
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 8. ANOVA para la variable peso fresco raíz
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 15 2.83800000 0.18920000 3.02 0.0227*
Error 14 0.87666667 0.06261905
Total correcto 29 3.71466667
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
101
Anexo 9. ANOVA para la variable número de hojas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 15 18.66666667 1.24444444 3.35 0.0147*
Error 14 5.20000000 0.37142857
Total correcto 29 23.86666667
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 10. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en los estanques,
10:00 a. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 7.16555556 0.39808642 96.68 <.0001*
Error 17 0.07000000 0.00411765
Total correcto 35 7.23555556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 11. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en los estanques,
16:00 p. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 4.72277778 0.26237654 19.85 <.0001*
Error 17 0.22472222 0.01321895
Total correcto 35 4.94750000
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 12. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en las Técnicas
Hidropónicas, 10:00 a. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 23.04000000 1.28000000 4.91 0.0010*
Error 17 14.43555556 0.26091503
Total correcto 35 27.47555556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
102
Anexo 13. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en las Técnicas
Hidropónicas, 16:00 p. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 24.89666667 1.38314815 27.48 <.0001*
Error 17 0.85555556 0.05032680
Total correcto 35 25.75222222
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 14. ANOVA para la variable Temperatura en los estanques 10:00 a. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 400.1444444 22.2302469 559.41 <.0001*
Error 17 0.6755556 0.0397386
Total correcto 35 400.8200000
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 15. ANOVA para la variable Temperatura en los estanques 16:00 p. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 305.7833333 16.9879630 546.04 <.0001*
Error 17 0.5288889 0.0311111
Total correcto 35 306.3122222
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 16. ANOVA para la variable Temperatura (°C) en las Técnicas
hidropónicas 10:00 a. m.
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 395.0083333 21.9449074 53.69 <.0001*
Error 17 6.9480556 0.4087092
Total correcto 35 401.9563889
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
103
Anexo 17. ANOVA para la variable Temperatura (°C) en las Técnicas
hidropónicas 16:00 p. m.
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 18. ANOVA para la variable pH en los estanques 10:00 a. m.
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 19. ANOVA para la variable pH en los estanques 16:00 p. m.
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 20. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m.
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 309.6733333 17.2040741 54.11 <.0001*
Error 17 5.4055556 0.3179739
Total correcto 35 315.0788889
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 2.01000000 0.11166667 18.57 <.0001*
Error 17 0.10222222 0.00601307
Total correcto 35 2.11222222
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 1.41666667 0.07870370 9.87 <.0001*
Error 17 0.13555556 0.00797386
Total correcto 35 1.55222222
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 0.98833333 0.05490741 1.27 0.3129*
Error 17 0.73472222 0.04321895
Total correcto 35 1.72305556
104
Anexo 21. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m.
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 22. ANOVA para la variable NH4+ en la entrada de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 1.54000000 0.08555556 2.91 0.0163*
Error 17 0.50000000 0.02941176
Total correcto 35 2.04000000
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 23. ANOVA para la variable NH4+ en la salida de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 0.31111111 0.01728395 7.56 <.0001*
Error 17 0.03888889 0.00228758
Total correcto 35 0.35000000
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 24. ANOVA para la variable NO2- en la entrada de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 3.93055556 0.21836420 2.52 0.0313*
Error 17 1.47250000 0.08661765
Total correcto 35 5.40305556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 0.56611111 0.03145062 0.72 0.7511
Error 17 0.74138889 0.04361111
Total correcto 35 1.30750000
105
Anexo 25. ANOVA para la variable NO2- en la salida de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 0.45166667 0.02509259 2.02 0.0773*
Error 17 0.21138889 0.01243464
Total correcto 35 0.66305556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 26. ANOVA para la variable NO3- en la entrada de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 9262.50000 514.58333 4.24 0.0022*
Error 17 2061.80556 121.28268
Total correcto 35 11324.30556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*
Anexo 27. ANOVA para la variable NO3
- en la salida de las técnicas hidropónicas
Fuente DF Suma de cuadrados
Cuadrado de la media
F-Valor Pr > F
Modelo 18 141.6666667 7.8703704 3.44 0.0070*
Error 17 38.8888889 2.2875817
Total correcto 35 180.5555556
Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*