DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

ANEXO 2

PROTOCOLO PARA LA DELIMITACIÓN ESPACIAL DE LA MOSCA DEL

VINAGRE DE ALAS MANCHADAS (Drosophila suzukii Matsumura)

Fecha: Noviembre de 2011

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

1.- Antecedentes

La mosca del vinagre de alas manchadas (Drosophila suzukii M.) fue observada por

primera vez en Honshu, Japón en 1916. También se encuentra en algunas partes de

China, India, Tailandia y Corea, y se ha establecido en Hawai desde 1980. Su presencia

ha sido confirmada en Estados Unidos de América en los estados de Oregón, Columbia

Británica, California, Washington (Bolda, 2009), en la Florida se encontró por primera vez

a finales del 2009, después en julio en Carolina del Norte, Carolina del Sur y Virginia y en

Michigan en Septiembre del 2010.

En este país sido reportada afectando frutos de cerezas, frambuesas, zarzamoras,

arándanos y fresa (Bolda, 2009; Dreves et al., 2009). En Japón, se ha reportado en uva,

cereza, manzana, durazno, ciruela, caqui y Rubus spp. En la actualidad, también es una

plaga en arándanos en Japón (Uchino, 2005).

Los daños se producen cuando las hembras adultas, insertan su ovipositor cortando la

piel de sus hospedantes para ovipositar en el fruto; el daño más importante es causado

cuando las larvas emergen del huevo y comienzan a alimentarse de la pulpa del fruto;

aproximadamente a los dos días se colapsa la parte de alrededor del fruto donde la larva

se alimenta tornándose de color café. De la zona blanda (colapsada) sale un exudado,

siendo estas zonas muy susceptibles a ser infectadas por hongos y bacterias que

provocan infecciones secundarias, las cuales pueden contribuir a un daño mayor (Dreves

et al., 2009; Caprile et al., 2010)

En México se cultivan varios hospedantes de esta plaga entre los que destaca la vid para

vino y de mesa con un total de 27,872.36 hectáreas distribuidas en ocho estados

productores. Para el último ciclo agrícola 2009 el valor de la producción de uva (vino y

mesa) alcanzó los 49 mil 143 millones 364 mil 900 pesos y la producción total alcanzó las

274,828.13 toneladas; los tres estados principales con mayor producción son: Sonora,

Zacatecas y Baja California (SIAP, 2011).

La fresa se tiene establecida en una superficie de 6,555.41 hectáreas, en 2010 la

producción alcanzo un total de 226,657.28 toneladas con un valor de 21 millones 26 mil

779.20 de pesos, mientras que las frutillas (zarzamora y frambuesa) se cultivan en una

superficie de 9,404.02 hectáreas, con una producción de 69,376.75 toneladas y un valor

de 20 millones 908 mil 577 pesos (SIAP, 2011).

1.1 Biología e identificación de D. suzukii

En condiciones optimas, en un año pueden ocurrir alrededor de 13 generaciones. El ciclo

de vida puede durar de 8 a 14.5 días, la etapa de adulto dura entre 3 y 9 semanas, cada

hembra puede depositar de 7 a 16 huevos por día y tiene una fecundidad de 384 huevos

durante toda su vida; en cerezas por cada fruto ovipositan 2.7 huevos en promedio, y en

ocasiones se han llegado a contabilizar hasta 65 adultos que emergen de una sola

cereza; el estado de pupa se puede localizar dentro y fuera de las cerezas. Los adultos

son más activos en los meses de abril a noviembre (Kanzawa, 1939; Isaacs et al., 2010).

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

La temperatura mínima y máxima letal (LT50) para las hembras es de -1.6 °C y 32.6 °C

mientras que para los machos las temperaturas son -0.1 °C y 32.6 °C, respectivamente.

Las temperaturas óptimas de desarrollo se encuentra entre 16.5 a 25 °C el ciclo de vida

se completa entre 21-25 días a una temperatura constante de 15 °C a 25 °C (Kanzawa,

1939), en California los adultos son más activos cuando las temperaturas son cercanas a

los 20 °C y su actividad se ve reducida cuando las temperaturas llegan a los 32 °C

(Caprile et al., 2010)

Fig. 1. Ciclo de vida de D. suzukii

(Créditos: Bev Gerdeman)

Huevo

Mide 0.6 mm de forma ovalada, recién ovipositados son de color blanco y traslucidos,

luego se tornan café rojizos (Fig. 2), con dos filamentos blancos que corresponden a sus

tubos respiratorios, estos filamentos alcanzan a medir de 0.6 a 0.18 mm de longitud

(Walsh et al., 2011; Shearer y Steenwyk, 2011) y están localizados en el extremo los

cuales sobresalen del epicarpio fuera de los frutos (Ministry of Agriculture, 2009).

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Fig. 2. A) Huevo recién ovipositado. B) huevos maduros. (Créditos: Ministry of Agriculture y B.H. Beers)

Larva

Las larvas son ápodas, típicas de dípteros, de color blanco (Fig. 3) (Ministry of Agriculture,

2009), El primer instar larvario mide aproximadamente 0.07 mm de longitud. El tercer y

último instar llega a medir hasta 6 mm de longitud (Kanzawa, 1939, Walsh et al., 2011).

Fig. 3. Larvas de D. suzukii (Créditos: Bev Gerdeman y University of California Cooperative Extension)

Pupa

Las pupas son de forma cilíndrica, color café-rojizo y miden de 2 a 3 mm de longitud,

presentan dos pequeñas proyecciones en la parte caudal de las mismas que

corresponden a los espiráculos (Fig. 4) (Kanzawa, 1936).

A) B)

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Fig. 4. Pupas de D. suzukii (Créditos: M. Reitmajer)

Adulto

Los adultos miden aproximadamente de 2 a 3 mm de longitud, siendo la hembra un poco

más grande que el macho, ojos de color rojo; el color del cuerpo es amarillo-marrón,

presentan bandas obscuras en el abdomen. Los machos tienen una pequeña mancha

oscura en cada una de las alas localizada entre la primera vena longitudinal y muy cerca

de la segunda sin llegar a tocarla (Fig. 5 y 6), mientras que las hembras carecen de esta

mancha. Los tarsos anteriores de cada pata presentan dos peines sexuales con setas que

corren paralelas a lo largo de la pata. Las hembras presentan un inusual ovipositor

alargado tipo sierra con dientes continuos y altamente melanizados y esclerotizados (Fig.

7) (Kanzawa, 1936).

Fig. 5. Macho adulto de D. suzukii mostrando las manchas sobre la 2da vena longitudinal. (Créditos: G. Arakelian).

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Fig. 6. Mancha en el margen apical ubicada entre la primer vena longitudinal y muy cerca de la segunda vena sin llegar a tocarla.

(Créditos: M. Hauser)

Fig. 7. Características morfológicas básicas de la hembra de D. suzukii. a) Ala, b) hembra adulta, c) ovipositor

(Créditos: G. Arakelian y M. Hauser)

2.- Delimitación del área a partir del foco de infestación.

Para delimitar el área de infestación a partir de una captura inicial positiva se debe realizar

la instalación de trampas en el cuadrante central de la detección y cuadrantes

subsecuentes en donde se identifiquen todos aquellos predios u hospedantes de la mosca

del vinagre de las manchadas y se procederá a delimitar la zona con presencia mediante

trampeo, inspección y muestreo.

El trampeo, la exploración y el muestreo para la delimitación de un foco de infestación es

responsabilidad de los productores en coordinación con el Organismo Auxiliar de Sanidad

a)

b) c)

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Vegetal del Estado a través del Programa de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria que

opere en el Estado, según el riesgo y en función de los hospedantes cultivados o

silvestres presentes en el Estado.

La Delegación Estatal de la SAGARPA a través de la Jefatura de Programa de Sanidad Vegetal será la encargada de supervisar que las actividades se realicen conforme a lo establecido en el presente protocolo y a lo establecido en los lineamientos por los que se establecen las acciones fitosanitarias para el manejo y control de Drosophila suzukii en México.

2.1.- Metodología de trampeo inspección y muestreo.

2.1.1. Materiales.

GPS

Libreta de campo

Alcohol al 70 %

Bolsas de plástico con cierre hermético de más de 3 kg. de capacidad

Frascos entomológicos

Trampas amarillas pegajosas

Alambre galvanizado

Tijeras de podar

Azúcar en grano

Charolas o bandejas de plástico

Navaja de campo estilo ejército suizo

Trampas para D. suzukii

Cámara digital

Vinagre puro de manzana

Marcador de tinta permanente

Lupas de 30X

2.1.2 Metodología de trampeo

La trampa para monitorear a D. suzukii consiste de un contenedor de plástico

transparente con tapa con capacidad de 0.5 a 1 litro. Al frasco se le realizan de 5 a 10

perforaciones de 0.5 a 0.7 cm de diámetro en la parte superior cercanas a la tapa, que es

por donde entran los insectos, es recomendable dejar un espacio libre de agujeros para

facilitar el cambio del vinagre. A la trampa se le adicionan 200 ml vinagre de manzana

como atrayente, de manera adicional se puede colocar una trampa amarilla pegajosa

suspendida sobre el vinagre para asegurar que las moscas no escapen y queden

atrapadas en ella, la trampa se sujetará los hospedantes usando alambre galvanizado

(Fig 8).

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Fig. 8. Trampa para el monitoreo de D. suzukii (Créditos: García C.)

En áreas establecidas con cultivos comerciales o en áreas urbanas, a partir del punto de

infestación positivo se establecerá el trampeo mediante cuadrantes de 1km2, en una

distancia de 3.5 km del punto de detección. El área comprendida dentro de este radio se

dividirá en cuadrantes de 1 Km2 en el cuadrante central se establecerá una densidad de 2

trampas por cada 5 hectáreas; en el resto de los cuadrantes se colocara 1 trampa por

cada 10 hectáreas, es decir 10 trampas por cuadrante (Fig. 9). Las trampas deberán

ubicarse dentro de los predios seleccionados de manera uniforme a la altura del dosel de

fructificación o a una altura de 1.5 a 2 metros y protegidas de la luz directa del sol. Las

trampas se deberán de revisar cada 3 días durante las primeras 2 semanas,

posteriormente las revisiones se realizarán de manera semanal. El cambio del atrayente

se realizara una vez a la semana. El atrayente utilizado se concentrará en contenedores

cerrados y se deberá desechar fuera de los predios establecidos con trampas, para

desecharlo se debe enterrar a 50 cm de la superficie del suelo.

Cada una de las trampas establecidas deberá estar identificada con una clave y un

número consecutivo como se indica a continuación:

MVC-Tx Donde: MVC: Mosca del vinagre de alas manchadas T: Trampa x: Número consecutivo para una correcta identificación. A cada trampa deberá colocarse una etiqueta con los datos correspondientes.

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Fig. 9 Radio y cuadrantes (de 1 km2) de delimitación para áreas agrícolas con presencia de D.

suzukii

De manera adicional al trampeo en la zona agrícola se deberán establecer trampas en

empaques y centros de distribución, se colocará una trampa por cada área que haya en el

establecimiento, por ejemplo 1 trampa en el área de recepción, 1 trampa en el área del

empaque, 1 trampa en el área de carga o bien si la instalación es pequeña se establecerá

1 trampa por empaque, bodega o centro de distribución, en estos sitios las trampas deben

estar colocadas a una altura de 1.5 a 2 m.

Para reforzar las actividades, también se colocaran trampas en centros de abasto,

distribución y acopio de frutas tales como interior de mercados, fruterías, empaques,

industrializadoras, etc.

1/5ha

2

2 2

2

2

1

0

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

1

0

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2

2 2

2

2

2 2

1

0

1

0

0

0

0

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

2.2 Metodología de inspección y muestreo

En áreas urbanas, silvestres y de cultivos comerciales, la inspección y muestreo se

dirigirá preferentemente a los hospedantes enlistados en el cuadro 1 y de acuerdo al

riesgo de infestación.

Cuadro 1. Hospedantes de D. suzukii y su riesgo de infestación

Riesgo alto Riesgo medio Riesgo bajo (hospederos alternativos)

Fresas Frambuesas Cerezas Arándanos Zarzamoras Uvas

Duraznos Manzanas Peras Ciruelas Chabacanos

Sauco (Sambucus spp.) Hierba carmín o granilla (Phytolacca decandra) Bolitas de nieve (Symphoricarpus racemosus)

(Fuente: C. Garcia 2011)

Por cada cuadrante, en áreas de cultivos comerciales y/o urbanas se deberán

inspeccionar árboles o arbustos, en busca de racimos o frutos con síntomas sospechosos

al ataque de esta plaga. Durante la inspección se buscarán los daños y/o signos

sospechosos a D. suzukii y se colectará de 0.5 a 1 kg de frutos por muestra, las cuales

serán seleccionados al azar. En el cuadrante de la detección deberá colectarse una

muestra por hectárea dependiendo a la existencia de hospederos y en los cuadrantes

subsecuentes deberá colectarse una muestra cada 5 hectáreas.

Para árboles como duraznos, manzanas, peras, chabacanos y ciruelos la muestra será de

1 kg, seleccionando de manera dirigida aquellos que presenten algún tipo de pudrición o

deformación, cada uno de los frutos se diseccionara con ayuda de la navaja para buscar

larvas o pupas sospechosas, las cuales se colocarán en un frasco con alcohol al 70%.

Dentro del radio de acción, se ubicarán centros de abasto, distribución y acopio de frutas

hospederas tales como mercados, fruterías, tiendas, empaques, industrializadoras, etc.,

se dirigirá el muestreo a frutos que presenten pudriciones, hundimientos, orificios

pequeños de oviposición, tomando una muestra de entre 0.5 a 1 kg por cada hospedero

disponible o 5 muestras si se tratase de bodegas o centros grandes de abasto.

En frutos blandos (uva, cereza, fresa, zarzamora, etc.), una vez obtenidas las muestras se

procederá a hacer la prueba de flotación (Fig.10) para la detección de larvas de la mosca,

la cual consiste en sumergir las frutas en una solución azucarada, es un método rápido y

eficiente para detectar larvas de Drosophila en frutas frescas. Permite separar las larvas

de la pulpa por diferencia de peso. La fruta macerada se va al fondo de la bolsa y las

larvas flotan en la superficie o en la parte media de la solución acuosa.

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Procedimiento:

1.- Colocar todos los frutos de una muestra dentro de la bolsa de 3 kg.

2.- Agregar 2 lt de agua o la suficiente para cubrir dos veces los frutos.

3.- Agregar dos cucharadas o ¼ de taza de azúcar y agitar la mezcla.

4.- Macerar todos los frutos completamente dentro de la bolsa, sin aplicar demasiada

fuerza, de lo contrario las larvas se dañaran.

5.- Mezclar mediante agitación y dejar reposar por 5 minutos, Después de este tiempo y si

hay presencia de larvas estas deberán flotar en la superficie de la mezcla.

6.- Para observar la presencia de larvas se debe observar la bolsa a contra luz y para su

identificación se usara la una lupa de 30X.

7.- Separar las larvas sospechosas y colocarlas en frascos entomológicos con alcohol al

70%.

Fig. 10 Método de flotación para la detección de larvas de D. suzukii (Créditos: A. Dreves)

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Cada punto o predio muestreado debe georreferenciarse con el GPS y se registraran en

una libreta o bitácora de campo los datos de: fecha, coordenadas, estado, municipio,

predio o nombre del productor, hospedante (nombre común y científico), variedad, edad y

área del hospedante, así como un registro fotográfico de las actividades, de los daños y

especímenes sospechosos.

3. Diagnóstico

Todos los especímenes sospechosos deberán ser remitidos al laboratorio de entomología

y acarología del Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria anexando él formato de

solicitud de diagnóstico debidamente llenado (Anexo 1) y se deberá de notificar a la

Dirección General de Sanidad Vegetal.

4. Literatura citada

Bolda, M. 2009. Update on the Cherry Vinegar Fly, Drosophila suzukii, Now Known as the

Spotted Wing Drosophila. Agricultural and natural resourses. En línea:

http://ucanr.org/blogs/strawberries_caneberries/index.cfm?tagname=sampling

Fecha de consulta: 17 de marzo.

Caprile, L. M. L. Flint., M. P. Bolda, W. W. Coates, A. A. Grant, F. G. Zalomon, R. Van

Steenwyk. 2010. Spotted Wing Drosophila, Drosophila suzukii: A New Pest in

California. Statewide IPM Program, Agriculture and Natural Resources,

University of California. En línea:

http://www.ipm.ucdavis.edu/EXOTIC/drosophila.html. Fecha de consulta marzo

17 de 2010.

Dreves, A. J., V. Walton, and G. Fisher. 2009. A new pest attacking healthy ripening fruit in

Oregon: Spotted Wing Drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura). EM 8991.

Oregon State University, Extension Service.

Isaacs, R., N. Hahn, B. Tritten and C. Garcia. 2010. Spotted Wing Drosophila. A new

invasive pest in Michigan fruit crops. MSU Extension Bulletin E-3140. MSU

Extension Service.

Kanzawa, T. 1936. Studies on Drosophila suzukii Mats (Abstract). Journal of Plant

Protection 23 (1-3).

Kanzawa, T. 1939. Studies on Drosophila suzukii Mats. (Abstract). Studies on Drosophila

suzukii Mats. 49 pp.

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Ministry of Agriculture. 2009. Spotted Wing Drosophila (Fruit fly) pest alert. Brithis

Columbia. En línea: http://www.agf.gov.bc.ca/cropprot/swd.htm fecha de

consulta: marzo 18 de 2010.

Uchino, K. 2005. Distribution and seasonal occurrence of cherry Drosophila, Drosophila

suzukii (Diptera: Drosophilidae), injurious to blueberry in Chiba Prefecture.

(Abstract) Annual report of the Kanto Tosan Plant Protection Society 52: 95-

97.

Shearer, P. and V. Steenwyk B. 2011. Spotted Wing Drosophila (Drosophila suzukii) in

the Southern Interior Valleys of British Columbia. B.C. Ministry of Agriculture

Columbia.

SIAP. 2011. Producción anual por cultivo. Anuarios Estadísticos de la Producción Agrícola en México. SAGARPA.

Walsh, D.B., P. Bolda M., E. Goodhue R., J. Dreves A., J. Lee J., D. Bruck, M. Walton V.,

D. O'Neal S., Z. Frank G., 2011. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae):

Invasive pest of ripening soft fruit expanding its geographic range and damage

potential. Integrated Pest Management 106: 289-295.

DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL

Anexo 1. Formato de solicitud de diagnóstico