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i
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
TESIS DE GRADO PREVIA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERO
AGRÓNOMO
TEMA:
“EFICACIA DE CEPAS ANTAGONISTAS Y ENTOMOPATÓGENOS PARA EL
MANEJO DEL COMPLEJO MARCHITEZ Y MOSCA BLANCA EN EL CULTIVO
DE PIMIENTO “Capsicum annum”
AUTOR
DIEGO ENRIQUE PORTALANZA PERALTA
Directora de Tesis:
Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas
GUAYAQUIL – ECUADOR
2011
ii
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
La presente tesis de grado titulada “EFICACIA DE CEPAS ANTAGONISTAS Y
ENTOMOPATÓGENOS PARA EL MANEJO DEL COMPLEJO MARCHITEZ Y
MOSCA BLANCA EN EL CULTIVO DE PIMIENTO “Capsicum annum” realizada
por el Egdo. Diego Enrique Portalanza Peralta, bajo la dirección de la Ing.
Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas ha sido aprobada y aceptada por el Tribunal
de Sustentación como requisito parcial para obtener el título de:
INGENIERO AGRÓNOMO
TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN
--------------------------------------- ------------------------------------ Q.F. MC. Martha Mora Ing. Agr. MSc. Leticia Vivas Vivas
Presidente Examinador Principal
Directora de Tesis
-------------------------------------
Ing. Agr. Valeriano Bustamante
Examinador Principal
iii
DEDICATORIA
Primero a Dios, porque gracias a la ayuda de Él he podido culminar una
etapa en mi vida.
A mis padres Ab. Luis Enrique Portalanza Morán y Ab. Geny Marjorie
Peralta Chávez, por su confianza y constante apoyo para que pueda
terminar con éxito mi carrera universitaria.
A mis hermanos Luis Enrique, José Luis, Gustavo Enrique y a mi familia
en general que de manera directa o indirecta me apoyaron para cumplir con
mi meta.
iv
AGRADECIMIENTO
El autor deja constancia de sus más sinceros agradecimientos a personas e instituciones
que brindaron su cooperación para que se realice este trabajo de investigación.
A la Universidad de Guayaquil “Facultad de Ciencias Agrarias”, a todos los profesores,
personal administrativo y de servicios quienes de una u otra forma me encaminaron en
mi meta.
Al Departamento Nacional de Protección Vegetal, Sección Fitopatología, de la Estación
Experimental del Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto Nacional
Autónomo de Investigaciones Agropecuarias INIAP
De manera muy especial a la Ing. MSc. Leticia Vivas Directora del Proyecto PIC
2006-1-13 ”Alternativas biológicas para combate de insectos plagas y de fitopatógenos
de suelo en cultivos hortícolas en las provincias de Guayas y Manabí” y Directora de
Tesis, por sus constantes consejos y motivación durante el transcurso del trabajo.
A los Ing. Agr. M.C. Myriam Arias Jefa de la Sección de Entomología e Ing. Agr.
Eison Valdiviezo Jefe del Departamento de Suelos y Manejo de Aguas, por brindarme
sus conocimientos.
A mis amigos y compañeros por brindarme su apoyo y colaboración: Ing. Nelson
Moreano, Ing. Rolando Capuz, Ing. Gina Delgado, Ing. Vicente Villón, Ing. Willy
Tigreros, María Eugenia Romero Román, Wladimir Jiménez, Elena Corozo, Pablo
Zambrano, Mónica Armas, Mariuxi Molina y Hugo Vaca.
Y a todo el personal técnico y administrativo del INIAP E.E.L.S que me brindaron su
amistad y ayuda en todo lo que estuvo a su alcance.
v
Las investigaciones, resultados,
conclusiones y recomendaciones del
presente trabajo, son de exclusiva
responsabilidad del autor
Diego Enrique Portalanza Peralta
Diegoportalanza@hotmail.com
vi
ÍNDICE
Contenido Página
I. INTRODUCCIÓN…………………………………………………….. 1
Objetivo general………………………………………………………. 2
Objetivos específicos………………………………………………….. 2
II. REVISIÓN DE LITERATURA………………………………………. 3
2.1 COMPLEJO MARCHITEZ……………………………………. 3
2.1.1 MARCHITEZ POR BACTERIAS…………………………... 3
a Ralstonia solanacearum………..……………………… 3
Descripción …………………………………………….. 3
Ciclo y epidemiología ………………………………….. 3
Síntomas ……………………………………………….. 4
2.1.2 MARCHITEZ POR HONGOS……………………………… 4
a Phytophthora capsici………………………………….. 4
Descripción …………………………………………….. 4
Ciclo y epidemiología …………………………………. 4
Síntomas ………………………………………………. 5
b Fusarium oxysporum ………………………………….. 5
Descripción …………………………………………….. 5
Ciclo y epidemiología …………………………………. 5
Síntomas ………………………………………………. 5
c Rhizoctonia sp ………………………………………… 6
Descripción …………………………………………….. 6
Ciclo y epidemiología ………………………………….. 6
Síntomas ………………………………………………. 6
d Macrophomina phaseolina …………………………… 7
Descripción …………………………………………….. 7
Ciclo y epidemiología …………………………………. 7
Síntomas ………………………………………………. 7
e Sclerotium rolfsii ……………………………………… 7
Descripción …………………………………………….. 7
vii
Ciclo y epidemiología ………………………………….. 7
Síntomas ………………………………………………. 8
2.2 MOSCA BLANCA (Bemisia tabaci) …………………………. 8
Taxonomía ……………………………………………………. 8
Biología ………………………………………………………… 8
Daños ………………………………………………………….. 9
2.3 CONTROL BIOLÓGICO …………………………………….. 9
2.3.1 Control Biológico con antagonistas………………………... 10
a Trichoderma spp……………………………………….. 10
2.3.2 Hongos Entomopatógenos…………………………….. 11
a Beauveria bassiana……………………………………. 14
III. MATERIALES Y METODOS ………………………………………. 15
3.1 Ubicación …………………………………………………….. 15
3.2 Factores Estudiados ………………………………………….. 15
3.3 Ensayos………………………………………………………… 15
3.4 Manejo del experimento………………………………………. 16
3.4.1 Ensayo 1………………………………………………. 16
A Obtención de Trichoderma asperellum………………. 16
B Frecuencias y dosis …………………………………… 16
C Tratamientos ………………………………………….. 16
D Diseño y análisis de varianza …………………………. 17
E Delineamiento experimental …………………………. 17
F Identificación del agente causal ……………………… 17
G Labores culturales ……………………………………. 18
3.4.2 Ensayo 2 ……………………………………………… 19
A Obtención de Beauveria bassiana ………………….... 19
B Frecuencias y dosis …………………………………… 19
C Tratamientos ………………………………………….. 19
D Diseño y análisis de varianza ………………………….. 20
E Labores culturales …………………………………….. 20
3.5 Variables registradas ………………………………………….. 20
3.5.1 Ensayo 1 ………………………………………………. 20
A Microorganismos causales de marchitez ……………… 21
B Incidencia y severidad de fitopatógenos ………………. 21
C Rendimiento …………………………………………… 21
viii
D Estimativo Económico ………………………………… 21
3.5.2 Ensayo 2 ………………………………………………. 21
A Número de insectos planta …………………………….. 21
B Dinámica poblacional de mosca blanca ………………... 22
C Rendimiento …………………………………………… 22
D Estimativo económico………………………………… 22
IV RESULTADOS ………………………………………………………. 23
4.1. Ensayo 1 ………………………………………………………. 23
a. Microorganismos causales de marchitez ……………… 23
b. Incidencia y severidad de fitopatógenos ………………. 27
c. Rendimiento …………………………………………… 29
d. Análisis económico ……………………………………. 29
4.2. Ensayo 2 ………………………………………………………. 30
a. Número de insectos por planta ……………………….. 30
b. Dinámica poblacional de Bemisia tabaci…………….. 30
c. Rendimiento …………………………………………… 31
d. Análisis económico ……………………………………. 32
V DISCUSIÓN ………………………………………………………….. 35
VI CONCLUSIONES …………………………………………………… 37
VII RECOMENDACIONES……………………………………………… 38
VIII RESUMEN…………………………………………………………… 39
IX SUMMARY………………………………………………….……….. 41
X LITERATURA CITADA…………………………………………….. 43
XI ANEXOS ……………………………………………………………... 49
ix
Índice de cuadros
Cuadro 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido.
INIAP-EELS, 2010 ………………………………………… 23
Cuadro 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido.
INIAP-EELS, 2010…………………………………………. 24
Cuadro 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido y
suelo. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 25
Cuadro 4. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de
suelo. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 26
Cuadro 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de
tejido y suelo. INIAP-EELS, 2010………………………….. 26
Cuadro 6. Incidencia y severidad de plantas con marchitez. INIAP-
EELS, 2010…………………………………………………… 27
Cuadro 7. Rendimiento promedio de pimiento, en el estudio de dosis y
frecuencias de aplicación de T. asperellum (kg ha-1
). INIAP-
EELS, 2010…………………………………………………… 28
Cuadro 8. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de
dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum. E.E.L.S.
2010………………………………………………………….. 29
Cuadro 9. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia
tabaci. INIAP-EELS, 2010………………………………….. 30
Cuadro 10 Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1
en el ensayo de
eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS,
2010………………………………………………………….. 32
Cuadro 11 Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de
dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana. E.E.L.S. 2010 33
Cuadro 12 Análisis marginal de los tratamientos en el ensayo de eficacia
de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010…. 34
ii
Índice de anexos
Índice de Figuras
Anexo 1 Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido.
INIAP-EELS, 2010……………………………………………
49
Anexo 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido.
INIAP-EELS, 2010…………………………………………… 50
Anexo 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido.
INIAP-EELS, 2010…………………………………………… 51
Anexo 4. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de suelo.
INIAP-EELS, 2010………………………………………….. 52
Anexo 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de
tejido. INIAP-EELS, 2010…………………………………… 53
Anexo 6. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de
suelo. INIAP-EELS, 2010……………………………………. 54
Anexo 7. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de
suelo. INIAP-EELS, 2010……………………………………. 55
Anexo 8. Porcentaje promedio de incidencia de marchitez…………… 56
Anexo 9. Porcentaje promedio de severidad marchitez………………. 57
Anexo 10. Rendimiento promedio de pimiento, en el estudio de dosis y
frecuencias de aplicación de T. asperellum (kg ha-1
). INIAP-
EELS, 2010…………………………………………………… 58
Anexo 11. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia
tabaci. INIAP-EELS, 2010………………………………….. 59
Anexo 12 Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1
en el ensayo de
eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS,
2010 ………………………………………………………….. 60
Figura 1. Datos de temperatura (ºC) y Humedad relativa (%) (A),
población promedio de B. tabaci (B), en el ensayo de eficacia
de B. bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010……. 31
1
1. INTRODUCCION
El cultivo de pimiento (Capsicum annum L.) es una solanácea de importancia para la
alimentación debido a su alto contenido de vitaminas A y C, por su sabor y
palatabilidad es acompañante de diversos platos en la gastronomía ecuatoriana (Cheme,
2002). Según datos del III Censo Nacional Agropecuario en el Ecuador existe un total
de 1145 hectáreas sembradas de pimiento solo o asociado, Guayas ocupa un 26,8% de
esta superficie con 308 hectáreas con una producción aproximada de 800 TM (SICA,
2002)
El cultivo es afectado por fitopatógenos que causan enfermedades como el complejo de
marchitez e insectos plaga, entre los causales de la marchitez se reportan: Ralstonia
solanacearum, Sclerotium rolfsii, Rhizoctonia sp, Macrophomina phaseolina; y entre
los insectos plaga, mosca blanca Bemisia tabaci, vector de algunos virus como el
Geminivirus, para el manejo de estos problemas el productor utiliza agroquímicos de
diferentes categorías toxicológicas, realizando alrededor de 23 aplicaciones por ciclo de
cultivo, lo que contribuye al aumento en los costos de producción, y resistencia a los
plaguicidas (Carvajal, 1997). Por otra parte, los consumidores cada vez exigen
productos limpios y también se debe proteger el agroecosistema.
En la naturaleza existen microorganismos que en forma nativa ayudan a reducir el
inóculo de fitopatógenos y poblaciones de insectos plagas. Entre los antagonistas se
citan a los géneros Trichoderma y Gliocladium, en el país se ha identificado a
Trichoderma asperellum, el que fue evaluado para el complejo marchitez del tomate y
se determinó que la aplicación de 15 x106 esporas por mililitro 7 días después del
transplante tuvo mejor efecto sobre la incidencia y severidad de la enfermedad
(Cevallos, 2010).
Entre los entomopatógenos reportados en el país se citan a Beauveria bassiana,
Metarhizium anisopliae, Nomurea sp. que afectan a insectos de los órdenes coleóptera y
homóptera principalmente.
Debido a los problemas en la salud de consumidores, productores y del agrocosistema
por el abuso de agroquímicos, estos productos de síntesis utilizados en la agricultura
2
son los responsables de la contaminación de las aguas necesarias para la vida humana;
una alternativa es el estudio de agentes de biocontrol, por ser más específicos sobre los
microorganismos objetos de control; además, se requiere la integración de tratamientos
fitosanitarios con técnicas agronómicas modernas (Regnault-Roger, 2004).
Con estos antecedentes, y teniendo en cuenta que existen hongos antagonistas y
entomopatógenos en nuestros suelos que pueden ejercer un control biológico más
eficiente, la presente investigación tendrá los siguientes objetivos:
OBJETIVO GENERAL
Evaluar cepas nativas de hongos antagonistas y entomopatógenos para el manejo
de problemas fitosanitarios en cultivos hortícolas.
OBJETIVOS ESPECIFICOS
Determinar dosis y frecuencias de aplicación de Trichoderma. asperellum sobre
el complejo marchitez del pimiento.
Determinar dosis y frecuencias de aplicación de Beauveria. bassiana para el
manejo de Bemisia tabaci.
3
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. COMPLEJO MARCHITEZ
2.1.1. MARCHITEZ POR BACTERIAS
a. Ralstonia solanacearum
Descripción.
Esta enfermedad se presenta en una amplia gama de hospedantes. Tradicionalmente se
han reconocido tres razas de este patógeno. La raza uno ataca a solanáceas y otros
cultivos, la raza dos ataca a banano y otras especies de género Musa y Heliconias, y la
raza tres tomate, pimiento y papa. Los síntomas más comunes incluyen marchitez,
amarillamiento y enanismo, dependiendo del hospedero (Arauz, 1998).
Esta bacteria es un bacilo gram negativo de 0.5-0.7 x 1.5-2.0 µm, móvil gracias a que
tiene de 1 a 4 flagelos polares. La bacteria es aerobia, da reacciones positivas para las
pruebas de catalasa y oxidasa, y produce nitritos a partir de nitratos (Mc Carter, 2001).
R. solanacearum es una especia compleja, los investigadores la han separado en grupos,
estirpes, patovares, biotipos y razas, pero, no existe un consenso general para dividirla.
Aún así, la agrupan en cuatro biotipos, basados principalmente en laboratorio mediante
la utilización de ciertos disacáridos y hexo alcoholes y tres razas basados en las plantas
huésped(Mc Carter, 2001).
Ciclo y epidemiología
Esta bacteria ataca a más de 200 especies de plantas cultivadas y malas hierbas de 33
familias botánicas. Los huéspedes de mayor importancia se encuentran dentro de la
familia de las solanáceas. Algunos trabajos recientes han demostrado que ciertos
cultivares que no eran hospederos y están siendo reconocidos como tales lo que podría
potenciar o promover la supervivencia del patógeno en el suelo (Mc Carter, 2001).
4
Dependiendo de las características físico-químicas, la raza o estirpe del patógeno, este
puede sobrevivir en el suelo sin necesidad de hospedero, los suelos mal drenados con
buena retención de agua son adecuados para la supervivencia de esta bacteria.
R. solanacearum penetra la raíz a través de heridas naturales y mecánicas durante el
transplante, laboreo, insectos o ciertos nematodos (Mc Carter, 2001).
Síntomas.
Los primeros síntomas se manifiestan con una flacidez de las hojas más jóvenes, luego
una marchitez rápida de toda la planta, si las condiciones ambientales son favorables.
Los estadíos avanzados de la enfermedad se pueden producir de 2 a 3 días después de la
aparición de los primeros síntomas. Por otra parte, Suquilanda (2003) lo describe como
un marchitamiento total y repentino de la planta acompañado por un amarillamiento de
las hojas, si cortamos el tallo de una de estas plantas transversalmente se observa una
sustancia oscura y acuosa en el xilema seguido por un exudado grisáceo.
2.1.2. MARCHITEZ POR HONGOS
a. Phytophthora capsici
Descripción.
Este hongo es el causante de la podredumbre de las raíces, tiene una amplia gama de
huéspedes y ha sido descrito sobre una gran diversidad de malas hierbas. Puede vivir
saprofíticamente en tejidos muertos, y en ausencia de un sustrato adecuado, en forma
de oósporos o clamidosporas en el suelo. Normalmente, el daño se circunscribe a los
tejidos poco lignificados como la corteza, el cambium vascular o las raíces jóvenes, con
poco daño a la madera. (Arauz, 1998).
Ciclo y epidemiología.
Esta enfermedad tiene lugar generalmente durante periodos de ambiente cálido y
húmedo prolongado. El patógeno es diseminado por agua superficial y salpicaduras de
lluvia. En ataques severos es esencial que el suelo tenga una temperatura de entre 10 y
30ºC. Los ataques más peligrosos tienen lugar en suelos compactados o mal drenados,
5
la saturación de este durante al menos 5 horas es suficiente para favorecer la infección
(Jones y Jones, 2001).
Síntomas.
Los síntomas en las raíces incluyen la formación de lesiones hidróticas que
gradualmente se secan y se vuelven de color castaño oscuro. El xilema de la raíz puede
adquirir un color castaño y puede afectar las partes más bajas del tallo (Jones y Jones,
2001).
Este hongo ataca a plántulas o plantas adultas. Los síntomas son marchitez irreversible
en la parte aérea, sin previo amarillamiento. En la parte radicular se produce una
podredumbre, chancro y agallamiento en el cuello de la planta (Suquilanda, 2003).
b. Fusarium oxysporum
Descripción.
Es un parásito facultativo del suelo, que causa marchitez en muchos cultivos. El hongo
entra a las raíces directamente por medio de las hifas sin producir ninguna estructura de
infección diferenciada y coloniza la corteza por vía intra e intercelular. Una vez que el
hongo llega al sistema vascular se reproduce rápidamente en el xilema y provoca
síntomas de marchitez. Las esporas de F. oxysporum germinan en la superficie de las
raíces estimuladas por los exudados de las raíces de las plantas huéspedes, la adhesión
es similar a la observada en los patógenos foliares. El crecimiento y desarrollo de tubos
germinativos diferenciados es seguido por la penetración de las paredes epidermales
(Vidhyasekaran, 2008).
Ciclo y epidemiología.
La diseminación del patógeno tiene lugar principalmente por el movimiento del suelo y
de los desechos vegetales infestados, puede ser transportado por medio de semillas tanto
externa como internamente. Se sabe que este hongo puede sobrevivir en el suelo como
clamidosporas que pueden formarse en el micelio o a partir de macroconidias.
La penetración del huésped se hace a través de las raíces principalmente en el área de
alargamiento (Zitter, 2004).
6
Síntomas.
Amarillamiento general del follaje y aparición esporádica en el campo. Las plantas
pueden verse afectadas en cualquier fase de su desarrollo. En plántulas jóvenes puede
aparecer podredumbre del hipocótilo y damping off; en las plantas viejas las hojas se
marchitan rápidamente y se pueden presentar lesiones necróticas en el tallo cerca de la
corona, seguido de un oscurecimiento parcial de la raíz (Zitter, 2004).
c. Rhizoctonia sp
Descripción.
Es un hongo que causa alteraciones en las raíces y cuello de las plantas, se conserva en
el suelo en forma de micelio o esclerocios. Es un parásito muy polífago, se conocen más
de 25 huéspedes para este hongo, es capaz de atacar y de mantenerse en los restos de
diversas plantas como berenjena, cucurbitáceas, lechuga, pimiento e incluso muchas
malas hierbas. Es posible su contaminación por medio de substratos hortícolas o restos
de cultivos anteriores. Está particularmente presente en aquellos suelos donde se han
cultivado varias veces plantas hortícolas. Parece desarrollarse tanto en suelos húmedos y
pesados como en suelos más ligeros y secos, a temperaturas comprendidas entre 15 y
26ºC.Los métodos de lucha rara vez son necesarios durante el ciclo de cultivo excepto
cuando ocurren ataques en vivero o después de la plantación. Se recomienda eliminar
las plantas enfermas y los restos de vegetales al final del cultivo y evitar el exceso de
riegos especialmente en suelos pesados (Blancard, 2005).
Ciclo y epidemiología.
Forma esclerocios en el tejido del huésped, estos, que son agregados de hifas de paredes
gruesas, pueden sobrevivir en el suelo en ausencia de hospederos y germinar cuando son
estimulados por los exudados de una planta susceptible, o la adición de materia orgánica
al suelo. Si el suelo contiene una mezcla adecuada de materia orgánica el hongo puede
crecer saprofíticamente (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).
Este hongo produce enzimas pectinolíticas y celulolíticas además de fitotoxinas que
matan al tejido del huésped (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).
7
Síntomas.
Manchas café oscuro en el hipocótilo de plantas jóvenes, se muestra a la altura de la
línea del suelo. El hongo forma infecciones que se son suaves en el tejido, penetra las
células corticales y epidermales y causan la muerte del tejido. Las lesiones
generalmente se alargan, tornándose de color negro, afectando también al sistema
radicular causando la muerte de la planta (Morris, Smith y Rodríguez, 1990).
d. Macrophomina phaseolina
Descripción.
Conocida también como pudrición corchosa, es una enfermedad que aparece cuando
hay calor y ambiente seco o con stress de la planta por condiciones desfavorables. La
enfermedad aparece mayormente cuando hay deficiencia de agua después de la
floración. El hongo causal está ampliamente distribuido en suelos de todo el mundo. En
ataques severos la enfermedad reduce la producción y calidad de la semilla (Sinclair,
1982).
Ciclo y epidemiología
Los microesclerocios pueden sobrevivir en residuos de cosecha en suelo secos por
largos períodos, en suelos húmedos no pueden sobrevivir más de 7 a 8 semanas y el
micelio no más de 7 días. Este hongo completa su ciclo cuando los niveles de nutrientes
del suelo son bajos y las temperaturas hasta los 30ºC (Sinclair, 1982).
e. Sclerotium rolfsii.
Descripción.
Este hongo es responsable de formar chancros en el cuello y en el tallo, se puede
conservar varios años por medio de numerosos esclerocios gruesos o de micelio
presente en los restos vegetales abandonados en el suelo. Es un hongo muy polífago que
puede afectar a más de 360 huéspedes diferentes especialmente a la berenjena, lechuga
y pimiento (Blancard, 2005).
8
Ciclo y epidemiología
La contaminación puede ser de dos formas: 1)por medio de micelios procedentes de los
esclerocios; ésta forma de contaminación tiene lugar a nivel del suelo, 2) a través de las
ascosporas procedentes de los apotecios (órganos que aseguran la reproducción sexual y
se forman sobre los esclerocios) son las que contaminan las partes aéreas. Este hongo se
ve favorecido por temperaturas relativamente bajas comprendidas entre 15 y 18ºC y
humedades relativas altas. Es muy sensible al gas carbónico lo que sirve para localizarlo
en los primeros centímetros del suelo (Blancard, 2005).
Síntomas
Amarillamiento en las hojas inferiores, lesiones en la base del hipocótilo, hundimiento y
decoloración de la corteza. A medida que la enfermedad avanza, las hojas de las ramas
superiores pueden marchitarse y al final la planta cae (Reyes et al., 2002).
2.2. MOSCA BLANCA (Bemisia tabaci)
Taxonomía
Reino: Animalia
Filo: Arthropoda
Clase: Insecta
Infraclase: Neoptera
Superorden: Exopterygota
Orden: Homoptera
Suborden: Sternorrhyncha
Superfamilia: Aleyrodoidea
Familia: Aleyrodidae
Género: Bemisia
Especie: tabaci
Especie: argentifolii
9
Biología.
Es un insecto pequeño, del tamaño de una cabeza de alfiler, con alas blancas,
generalmente se las observa en el envés de las hojas, solas con sus crías (ninfas). Tiene
por boca una especia de aguja, la cual le sirve para chupar la savia o jugo de las plantas.
Cuando hace esto les inyecta virus y como consecuencia estas pueden quedar enanas,
arrugarse y disminuir sus rendimientos o perderlos del todo (Thurstonm, 1998).
Daños.
La mosca blanca, Bemisia tabaci (Gennadius), (Homóptera: Aleyrodidae) es una de las
plagas más importantes de América Central y El Caribe. En esta región, las mayores
pérdidas económicas son causadas por la transmisión de los geminivirus del tomate y
fréjol con pérdidas de hasta el 100% de la cosecha y reducciones de las áreas cultivadas,
con el agravante de que 0,3 adultos/planta son suficientes para la infección del cultivo,
también puede ser vector para algunos virus, como el ACMD, (African cassava mosaic
desease), el mismo que fue reportado en 1984 en África del este (Thurstonm, 1998).
La aplicación de insecticidas sintéticos ha sido hasta ahora la herramienta más utilizada
para el combate directo o indirecto, sin embargo, se ha emprendido la búsqueda de
alternativas de manejo debido al desarrollo de resistencia por parte del insecto (Dittirich
y Ernest, 1990).
2.3. CONTROL BIOLÓGICO
El control biológico es una parte del control natural que puede definirse como la acción
de parásitos, predatores y patógenos para mantener la densidad de la población de otro
organismo a un promedio más bajo del que existiría en su ausencia (De Bach, 1969).
El control biológico se está convirtiendo en una práctica aceptable por los peligros del
uso a largo plazo de pesticidas químicos. Hay un creciente interés de emplear hongos
entomopatógenos para el combate de insectos plaga (Samson, 1996).
La producción y aplicación de nuevas técnicas, combinados con un mejor entendimiento
de la ecología de los insectos y de los hongos, han significado que los insecticidas
10
biológicos puedan ahora competir a iguales pasos con los pesticidas químicos
tradicionales (Samson, 1996).
Consecuentemente las compañías de agroquímicos han empezado a tomar en cuenta a
los entomopatógenos como una forma viable y económica para invertir mayores
recursos en sus investigaciones, particularmente para mejorar las formulaciones de los
patógenos conocidos, posiblemente con manipulación genética y probarlo en insectos
dañinos(Samson, 1996).
2.3.1. Control Biológico con antagonistas.
a. Trichoderma spp.
Especies del género Trichoderma pueden reducir la severidad durante del ataque de
varias enfermedades en diferentes cultivos con distintos mecanismos. Algunas cepas de
Trichoderma spp. inhiben o erradican propágulos de patógenos en el suelo o en raíces a
través del antagonismo y micoparasitismo, otras pueden colonizar raíces y proveer este
efecto, también puede reducir el impacto de las enfermedades foliares (Alfano y Lewis,
2007).
Las cepas de Trichoderma con efectos sistémicos pueden incluir aT. asperellum, T.
hamatum, T. harzianum, T. virens, las que pueden inducir una gran acción sistémica
para el control de una gran variedad de enfermedades, como por ejemplo Botrytis y
Phytophthora en pepino (Alfano y Lewis, 2007).
La protección provista por esta acción sistémica es generalmente de media a alta, pero
para el control de enfermedades que causan un gran estrés a la planta como muerte
descendente puede ser altamente efectiva (Alfano y Lewis, 2007).
El control sistémico de enfermedades provisto por la colonización de las raíces por las
cepas de este hongo, envuelve complejas interacciones entre la planta hospedera, el
patógeno, el agente biocontrolador y una serie de factores medioambientales. Algunas
cepas facilitan a la planta la toma de nutrientes y aparte de inducir resistencia en esta
puede contribuir al control de las enfermedades. T. harzianum tiene el mayor efecto de
11
control bajo condiciones de estrés, las calidad del suelo así como la cantidad de materia
orgánica pueden afectar el porcentaje de control producido por el hongo (Alfano y
Lewis, 2007).
T. asperellum tuvo efecto sobre la incidencia y severidad de los fitopatógenos del
complejo de la marchitez del tomate Ralstonia, Macrophomina y Fusarium sp.
(Cevallos, 2010).
2.3.2.Hongos Entomopatógenos.
Los hongos entomopatógenos constituyen un grupo importante en los agentes de control
biológico, Aristóteles fue el primero en observar que las abejas eran afectadas por
microorganismos; en 1834 Agostino Bassi, con experimentos caseros, demostró que las
larvas del gusano de seda (Bombix mori) eran atacadas por una enfermedad causada por
un hongo. Por otra parte, algunos textos refieren que el primer hongo entomopatógeno
observado por Reaumur fue Cordyceps en 1726 (Fernández-Larrea, 2001).
El grupo más importante de los hongos entomopatógenos son los Hyphomycetes en los
cuales se desconoce la fase sexual. Los géneros Beauveria, Metarhizium, Verticillium,
Hirsutella y Paecilomyces son los más reportados (Fernández-Larrea, 2001); también se
mencionan hongos del orden Entomophthorales del género Entomophthora (Alves,
1986).
Reportes de enfermedades mortales causadas por hongos entomopatógenos en diversos
hábitats agrícolas son numerosos, particularmente en regiones cálidas, probablemente
porque las poblaciones de hongos y artrópodos son mayores. Enfermedades reportadas
en larvas de algunos lepidópteros, por algunos géneros que incluyen Beauveria,
Paecelomyces y Sporodiniella (Samson, 1988).
El primer detalle ecológico de estudio de hongos entomopatógenos en relación con
pestes de cultivos fue descrito por Metchnikoff, en Rusia en los años 1879, quién estuvo
impresionado por la fluctuación de las poblaciones de Anisoplia austriaca. El concluyó
que Metarhizium anisopliae era uno de los principales factores en el control natural del
insecto (Alves, 1986).
12
Los hongos Hyphomycetes juegan un rol importante en el control de pestes en los
cultivos. Generalmente los hongos aparecen en la estación de calidad, con humedad
relativa cerca del punto de saturación y temperaturas entre 23-28oC sin embargo,
algunas investigaciones recientes han indicado que una humedad macroclimática, no es
esencial para el desarrollo de Hyphomycetes y que las infecciones óptimas pueden
ocurrir durante los períodos secos (Johnson, Hall y Arakawa, 1984).
Los hongos entomopatógenos como la mayoría de patógenos de plantas y vertebrados,
infectan sus huéspedes desde la cutícula externa. Este modo de infección es único y
característico de los hongos, en cambio otros organismos entomopatógenos incluido
bacterias, virus y microsporidios penetran vía intestinal. Tres fases han sido reconocidas
en la micosis de los insectos:
1. Adhesión y germinación de la espora en la cutícula del huésped
2. Penetración del tegumento por el tubo germinativo
3. Colonización del hongo dentro del cuerpo del insecto, terminando con la muerte
del huésped.
La morfología del proceso de infección ha sido estudiada comprensivamente, pero
mecanismos biofísicos y bioquímicos determinan la susceptibilidad o resistencia de un
artrópodo con un hongo potencialmente activo, sin embargo durante los últimos diez
años se ha puesto más énfasis en el estudio de la relación huésped-patógeno (Ignoffo,
1981).
Para el establecimiento de la micosis es necesario un contacto entre la espora y el
insecto, en caso de algunos entomopatógenos que producen esporas que vuelan en el
aire, el contacto es al azar y las oportunidades de infección dependen de las condiciones
climáticas.
Otras, las esporas móviles (zoosporas), buscan a sus huéspedes por una atracción
química al metabolismo de este (Cerenius y Soderhall, 1984).
Los artrópodos poseen un sistema inmunológico primitivo (inmunogranulina) que es
capaz de reaccionar a la entrada de un patógeno al interior de su cuerpo (Boucias y
13
Latge, 1986). En algunos casos, la relación interna del huésped puede ser fuerte para
eliminar el patógeno, muchos casos de recuperación han sido reportados en lepidópteros
(larvas), luego de la infección de un Hyphomycetes, indicando una fuerte reacción al
hongo (Fargues, 1981).
La epicutícula es el sitio de inicio de la interacción hongo-hospedero, la infección del
hongo al insecto básicamente tiene 3 fases o etapas:
Adhesión y penetración, una vez que la espora se adhiere al insecto, se abre para
producir el tubo germinativo con el que penetrará la cutícula (hifas), esporas
germinativas de algunos hongos entomopatógenos, como M anisopliae, B. Bassiana
producen células apresorias, en el interfaz tubo-epicutícula (Zaccharuck, 1970; Brobyn
& Wilding, 1977).
El apresorio posee un material mucilaginoso responsable de adherirse a la cutícula. La
fase de germinación ha sido reconocida como una etapa crítica en el establecimiento de
la infección y la determinación de la patogenicidad de la cepa (Milner 1982).
Dentro de los hongos entomopatógenos mas importantes se citan Beauveria bassiana,
Metarhizium anisopliae, Cordyceps ginesius, Lecanicillium lecani, entre otros.
La correcta germinación del hongo en el hospedero no es siempre sinónimo de
infección. Milner (1982), reportó que las conidias de Erynia neophidis eran capaces de
germinar en hospederos susceptibles y resistentes de Acythosiphon pisum, pero la
penetración fue inhibida en el áfido resistente. El arribo de los elementos del hongo
dentro del insecto depende de la habilidad de los tubos germinativos de penetrar la
epicutícula y la procutícula, que por su dureza es la mayor barrera para la infección
fungosa.
Para la colonización del hongo dentro del huésped, los artrópodos poseen un sistema
inmunológico primitivo (inmunoglobulinas), capaz de reaccionar o no a la entrada de un
patógeno al interior del cuerpo del insecto (Boucias y Latgé, 1986). En algunos casos, la
reacción interna del huésped puede ser fuerte para eliminar el patógeno (Fargues, 1981).
14
Mecanismos celulares de defensa han sido estudiadas (Gotz y Boman, 1985), el
fenómeno de la fagocitosis ha sido raramente descrito (Vey y Fargues, 1997), la mejor
respuesta celular del insecto es la encapsulación hemolítica de los elementos fungales,
seguido por el reconocimiento del hongo por la hemolinfa.
En la pared celular de los hongos entomopatógenos se encuentran lecitinas específicas
para carbohidratos que han sido encontrados en la sangre del insecto, la mayoría fueron
galactosa-específica (Renwrantz, 1983).
a. Beauveria bassiana
Es un hongo entomopatógeno que produce una toxina de alto peso molecular
llamada beauverin; sus esporas son ovales, tiene actividad proteolítica y es
soluble en agua. Alves (1986) informa que este hongo infecta cerca de 200
especies de insectos, se caracteriza por que los conidios pueden ser globosos,
subglobosos o elipsoidales formados en densos conidióforos. La germinación de
los conidios ocurre en un periodo de 12 horas después de la inoculación, el
hongo penetra frecuentemente vía tegumento debido a la acción mecánica y
enzimática que dura cerca de 12 horas, después de 72 horas el insecto esta
totalmente colonizado. Las condiciones favorables son 90% de humedad relativa
y temperaturas entre 23 a 28ºC, uno delos primeros ensayos de control
microbiano se realizó en 1893, sobre larvas de Lymantria monarca.
B. bassiana, fue registrada en 1999 como Mycontrol por la EPA en USA, para el
control de saltamontes, moscas blancas, trips, áfidos y muchos otros insectos
plaga. Este producto es estable por más de 12 meses almacenados a 25ºC
(Wraight, Jackson y Kock, 2001).
15
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. UBICACIÓN
Esta investigación se realizó en campo de la Estación Experimental del Litoral Sur
“Dr. Enrique Ampuero Pareja” del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones
Agropecuarias INIAP, ubicada en el km. 26, al este de Guayaquil en la vía Durán –
Tambo, parroquia Virgen de Fátima, cantón Yaguachi, provincia del Guayas. Sus
coordenadas son 2º 15′ 15″latitud sur y 73° 38′ 40″ longitud occidental y a 17 msnm1/
,
con una pluviosidad de 1025 mm, temperatura media anual 26ºC y 83 % de humedad
relativa media anual 2/
.
3.2. FACTORES ESTUDIADOS
Los factores a estudiados fueron:
a. Trichoderma asperellum.
- Dosis.
-Frecuencias.
b. Beauveria bassiana.
- Dosis.
- Frecuencias.
3.3. ENSAYOS
3.3.1. Determinación de dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum para el
manejo de Complejo marchitez.
3.3.2. Determinación de dosis y frecuencias de aplicación de Beauveria bassiana para
el manejo de la mosca blanca.
--------
1/ Instituto Nacional de Meteorología e Hidrología (INAMI)
2/ Datos Meteorológicos del año 2006 obtenidos en INIAP, Estación Experimental Boliche
16
3.4. MANEJO DEL EXPERIMENTO
3.4.1. ENSAYO 1
a. Obtención de Trichoderma asperellum.
El antagonista evaluado fue T. asperellum procedente de Guayas con código G-008.
Este fue multiplicado masivamente en arroz esterilizado, para este propósito se inoculó
por cada 200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación
durante 10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego fue almacenado
en una refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.
b. Frecuencias y dosis.
La frecuencia de aplicación fue al momento del transplante y 7 días después del
transplante.
Se evaluaron 3 dosis de T. asperellum cepa G-008, que fueron 15x106, 30x10
6 y 45x10
6
esporas/litro de agua.
c. Tratamientos
El número de tratamientos, dosis y frecuencias de aplicación se detallan a continuación:
No. Dosis Frecuencias de aplicación
1 Testigo absoluto Al momento de transplante
2 Testigo químico Al momento de transplante
3 Testigo biológico comercial (GP) Al momento de transplante
4 T. asperellum 15x106 esporas por litro Al momento de transplante
5 T. asperellum 30x106 esporas por litro Al momento de transplante
6 T. asperellum 45x106 esporas por litro Al momento de transplante
7 T. asperellum 15x106
esporas por litro 7 días después del transplante
8 T. asperellum 30x106
esporas por litro 7 días después del transplante
9 T. asperellum 45x106
esporas por litro 7 días después del transplante
17
d. Diseño y análisis de varianza.
Los datos fueron analizados con un diseño de bloques completamente al azar (DBCA)
con tres repeticiones. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:
Fuentes de variación GL
Total (tr-1) 26
Tratamientos (t-1) 8
Repeticiones (r-1) 2
Error Experimental (t-1)(r-1) 16
Para la comparación de las medias se usó la prueba de rangos múltiples de Duncan p= 0.05
e. Delineamiento Experimental (Ensayos 1 y 2)
Número de repeticiones 3
Número de tratamientos 9
Número de parcelas 27
Distancia entre repetición 1 m
Distancia entre hileras 0.90 m
Distancia entre plantas 0.50 m
Largo de parcela 10 m
Ancho de parcela 1.80 m
Área total de cada parcela 18 m2
Área útil de cada parcela 1.35 m2
Área total del ensayo 486 m2
Área útil 36.45 m2
f. Identificación del causal
Para identificar el o los agentes causales de marchitez se colectó muestras de tallos,
raíces y suelo de la rizósfera, los mismos que fueron llevadas al laboratorio de
Fitopatología de la E. E. del Litoral Sur, del INIAP para su respectivo aislamiento e
identificación.
18
La identificación de los causales presentes en tejidos vegetales se realizó mediante
observación directa, en muestras acondicionadas en cámara húmeda y aislamientos de
tejidos infectados. También se sembró suelo en medios de cultivo para aislar él o los
fitopatógenos.
La observación directa consistió en adherir un pedazo de cinta adhesiva transparente en
el tejido infectado y se puso en un portaobjeto al que previamente se colocó una gota de
ácido láctico. En el caso necesario se realizó una cámara húmeda con las muestras de
tejidos vegetales, que consistió en colocarlas en una funda plástica que contenía papel
absorbente humedecido con agua estéril y se dejó por 72 horas.
También se procedió a efectuar el aislamiento en medio de cultivo papa dextrosa agar
(PDA). Estas muestras fueron previamente desinfectadas con una solución de
hipoclorito de sodio al 1% y enjuagadas tres veces con agua destilada estéril para
eliminar residuos de cloro y evitar que afecten el normal crecimiento de los patógenos.
Para comprobación del antagonista, se aisló de las muestras de suelo, que consistió en
tomar un gramo y se depositó en 100 ml de agua destilada estéril, se diluyó hasta la -3 y
fue sembrado en medio de cultivo PDA.
g. Labores culturales
Se realizaron de acuerdo a las técnicas de manejo del cultivo.
Preparación del terreno
El terreno fue preparado con dos pases de arado y uno de rastra.
Riego
Se realizó un día antes del transplante y luego con frecuencia semanal o de acuerdo a
los requerimientos del cultivo.
Control de malezas
El control de malezas se realizó en base a las recomendaciones de la sección Malezas de
la EELS del INIAP.
19
Control de insectos–plagas
El control de insectos plaga se hizo en base a las evaluaciones para determinar los
umbrales de acción y de acuerdo a las recomendaciones de la sección Entomología de
la Estación.
Fertilización de suelo
La fertilización se realizó en base al análisis de suelo y de acuerdo a las
recomendaciones del Departamento de Manejo de Suelos y Aguas (DMSA).
3.4.2. ENSAYO 2
a. Obtención de Beauveria bassiana
B. bassiana fue suministrada por DNPV-Fitopatología de la EELS del INIAP, ésta se
multiplicó masivamente en arroz esterilizado, para este propósito se inoculó por cada
200 gramos de arroz 5 ml de la suspensión agua–hongo, se dejó en incubación durante
10 días, después se procedió al secado en una incubadora, luego fue almacenada en una
refrigeradora para su posterior aplicación en el campo.
b. Dosis y Frecuencias.
Se evaluaron 2 dosis de Beauveria bassiana que fueron 1x106 esporas/ mililitro y
10x106
esporas/ mililitro.
La frecuencia de aplicación fue a los 5, 10 y 15 días después del transplante.
c. Tratamientos
El estudio constó de 9 tratamientos, en el que se incluyen tres testigos: un químico, un
biológico comercial y un absoluto, dos dosis y frecuencia de aplicación de B. bassiana,
los mismos que se detallan a continuación:
20
No. Dosis de aplicación Frecuencia de aplicación
1 Testigo absoluto Sin aplicación
2 Testigo químico Acetamiprid
3 Testigo biológico comercial De acuerdo a la presencia del insecto.
4 B. bassiana 1x106 5 días después del transplante
5 B. bassiana 10 x106 5 días después del transplante
6 B. bassiana 1x106 10 días después del transplante
7 B. bassiana 10x106 10 días después del transplante
8 B. bassiana 1x106 15 días después del transplante
9 B. bassiana 10x106 15 días después del transplante
d. Diseño y análisis de varianza.
Los datos fueron analizados en un diseño de bloques completamente al azar (DBCA)
con tres repeticiones. El esquema del análisis de varianza fue el siguiente:
Fuentes de variación GL
Total (t*r) -1 26
Tratamientos (tr-1) 8
Repeticiones (r-1) 2
Error Experimental (t-1)(r-1) 16
Para la comparación de las medias se usó la prueba de rangos múltiples de Duncan p= 0.05
e. Labores culturales
Se hicieron las mismas labores culturales que en el ensayo uno a excepción del control
de insectos plaga.
21
3.5 VARIABLES REGISTRADAS
3.5.1. ENSAYO 1
a. Microorganismos causales de la marchitez
Se registró cada uno de los fitopatógenos encontrados en los muestreos, los datos se
transformaron a porcentaje.
b. Incidencia y severidad de fitopatógenos
Se evaluó la incidencia y severidad de la enfermedad, la primera consistió en registrar el
número de plantas marchitas, mientras que para la severidad se usó la escala de Kempe y
Sequeira (1983), citada por Hernández y Bustamante (2001) de 0 a 4, donde: 0= planta sin
síntomas, 1= 0- 25% en promedio de la planta con marchitez, 2 = 26 – 50% de planta con
marchitez, 3= 51 – 75% y 4= 76 – 100% de plantas con marchitez.
c. Rendimiento
En cada tratamiento se pesó el rendimiento de cada planta y se expresó en gramos/planta.
Los datos fueron transformados a kg/ha-1
.
d. Estimativo económico de los tratamientos
Se realizó un estimativo económico de los tratamientos de acuerdo a la metodología del
CIMMYT (1988).
3.5.2 ENSAYO 2
a. Número de insectos por planta
Se evaluó el número de insectos, adultos por planta usando la escala propuesta por la (Ciba
Geigy, 1981).
22
Para adultos se estimará sobre 50 hojas por tratamiento, en el tercio superior y para
ninfas 50 hojas por parcela en el tercio medio de las plantas con una escala de 0 a 3
donde:
0 = sin infestación
1 = 1 – 5 individuos
2 = 6 – 10 individuos
3 = > de 10 individuos.
b. Dinámica poblacional de mosca blanca
La dinámica poblacional se hizo en base a los datos meteorológicos de la estación.
c. Rendimiento
Encada tratamiento se pesó el número de frutos de cada planta y se expresó en Kg/planta.
Los datos fueron transformados a kg/ha-1
.
d. Estimativo económico de los tratamientos
Se realizó un estimativo económico de los tratamientos de acuerdo a la metodología del
CIMMYT (1988).
23
IV. RESULTADOS
4.1 ENSAYO 1
a. Microorganismos causales de la marchitez
En el Cuadro 1se observa el porcentaje promedio del hongo Fusarium sp. aislado en
muestra de tejido de plantas marchitas. El mayor valor fue en el tratamiento que contenía
T. asperellum 45x106
esporas por litro 7 días después del transplante (ddt) (9) con
7,40%, seguido del tratamiento T. asperellum 45x106 esporas por litro al momento del
transplante (at) (6) con 7,36% y fueron estadísticamente iguales entre sí. Los
tratamientos Testigo convencional (3) y T. asperellum 15x106
esporas por litro (7)
ambos con1,83% fueron iguales entre sí. En los demás tratamientos no se observó
presencia de este patógeno.
Cuadro 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos
Repeticiones Σ X
1/
I II III
1 Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d
2 Testigo químico (Captan) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d
3 Testigo Biológico comercial (GP) 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 c
4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d
5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d
6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 0,00 5,50 16,60 22,10 7,36 a
7 T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 c
8 T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 d
9 T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 0,00 11,10 11,10 22,20 7,40 a
Promedio general 2,05
C.V. 3,30% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
En cuanto a Rhizoctonia sp. aislado de tejido, el mayor porcentaje se presentó en el
tratamiento 7 que consistió en aplicar T. asperellum 15x106
esporas por litro al
momento del transplante con 17,46seguido de los tratamientos T. asperellum 30x106
esporas por litro (at) (5), T. asperellum 30x106
esporas por litro (7ddt) (8) y T.
24
asperellum 45x106
esporas por litro (7ddt) (9) todos con 1,83%, estadísticamente
iguales entre sí. En los tratamientos testigos absoluto, químico y convencional (1, 2 y
3), así como los tratamientos T. asperellum 15x106 esporas por litro (at) (4) y T.
asperellum 45x106 esporas por litro (at) (6) no se observó presencia de este patógeno
(Cuadro 2).
Cuadro 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Repeticiones Σ X1/
I II III
1. Testigo absoluto 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
2 Testigo químico (Captan) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
3 Testigo Biológico comercial (GP) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
4T. asperellum 15x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
5T. asperellum 30x106 esporas/L at 0,00 0,00 5,50 5,50 1,83 b
6T. asperellum 45x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
7T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 5,50 33,30 5,50 44,30 14,76 a
8T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 0,00 5,50 0,00 5,50 1,83 b
9T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 0,00 5,50 0,00 5,50 1,83 b
Promedio general 2,25
C.V. 4,34% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
En el Cuadro 3 se observan los porcentajes promedios de aislamiento del hongo
Sclerotium rolfsii en tejido y suelo de plantas marchitas. En tejido los valores mas altos lo
registraron los tratamientos Testigo químico con 53,67 %, diferente de los demás
tratamientos, seguido por T. asperellum30x106 esporas por litro (at) con 47,83 %,
tratamiento 3 testigo convencional con 44,37 % estadísticamente iguales entre si;
tratamiento 9, T. asperellum45x106
esporas por litro con 35,13 %, los mismos que
presentan diferencias estadísticas entre sí. El menor porcentaje de crecimiento lo
presento el tratamiento T. asperellum15x106
esporas por litro con 9,23%, diferente de
los demás tratamientos.
En cuanto a los porcentajes promedios de S. rolfsii aislado de suelo, el tratamiento
químico tuvo el mayor valor con 8,4% fue diferente a los demás tratamientos, los
25
tratamientos5, 8 y 9 con 2,11;1,43 y 2,59% en su orden fueron iguales estadísticamente
entre sí.
Cuadro 3. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de tejido y suelo. INIAP-
EELS, 2010.
Tratamientos Tejido1/
Suelo1/
1 Testigo absoluto 22,20 de 0,00 d
2 Testigo químico (Captan) 53,67 a 8,40 a
3 Testigo Biológico comercial (GP) 44,37 ab 2,74 bc
4T. asperellum 15x106 esporas/L at 25,90 cd 5,97 b
5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 47,83 ab 2,11 c
6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 20,33 ef 3,36 bc
7 T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 9,23 f 3,19 bc
8 T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 33,30 bc 1,43 c
9 T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 35,13 abc 2,59 c
Promedio general 32,44 3,31
C.V. 21,30% 26,54%
1/ Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
En el Cuadro 4 se muestran los porcentajes promedio de la bacteria Ralstonia
solanacearum aislada de suelo de la rizósfera de plantas marchitas. En el tratamiento
químico se obtuvo el promedio mas alto con 5,18% y fue diferente de los demás
tratamientos; seguido del testigo absoluto con1,30%; en los demás tratamientos fueron
iguales estadísticamente entre si y no se observó la presencia de esta bacteria.
En el Cuadro 5 se presentan los porcentajes promedios de Trichoderma asperellum
aislado en tejido y suelo. En tejido, el mayor porcentaje fue en el tratamiento 6, T.
asperellum 45x106 esporas por litro al momento del transplante con 24 %
estadísticamente diferente a los demás tratamientos; seguido por el tratamiento 1,
testigo absoluto 14,8%. Los valores mas bajos se presentaron en los tratamientos 3 y 4
ambos con 3,70% iguales entre sí; en los tratamientos testigo químico, T.
asperellum15x106
esporas por litro 7ddt y T. asperellum30x106
esporas por litro 7ddt
todos con 0% iguales estadísticamente entre sí.
26
Cuadro 4. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de suelo. INIAP-
EELS, 2010.
Tratamientos
Repeticiones
Σ X1/ I II III
1 Testigo absoluto 1,40 1,25 1,25 3,90 1,30 b
2 Testigo químico (Captan) 4,57 3,00 8,00 15,6 5,18 a
3 Testigo Biológico comercial (GP) 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
4T. asperellum 15x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
5T. asperellum 30x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
6T. asperellum 45x106 esporas/L at 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
7T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
8T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
9T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00 c
Promedio general
0,72
C.V. 13,89% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05 at = al transplante
ddt = días después del transplante
En el mismo Cuadro 5, los porcentajes más altos de T. asperellum aislado de suelo , fue
en el tratamiento con 47,03 y fue diferente de los demás tratamientos; seguido de los
tratamientos 5, T. asperellum30x106 esporas por litro al momento del transplante con
27.56% y 4, T. asperellum 15x106 esporas por litro al momento del transplante con
25.34% iguales entre sí.
Cuadro 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de tejido y suelo.
INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Tejido1/
Suelo1/
1 Testigo absoluto 14,8 b 13,51 d
2 Testigo químico (Captan) 0,00 f 7,10 e
3 Testigo Biológico comercial (GP) 3,70 e 0,61 f
4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 3,70 e 25,34 b
5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 12,93 c 27,56 b
6T. asperellum 45x106 esporas/L at 24,00 a 47,03 a
7 T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 0,00 f 17,08 cd
8 T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 0,00 f 20,62 c
9 T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 9,23 d 7,84 e
Promedio general 7,60 18,53
C.V. 5,00% 13,08% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
27
b. Incidencia y severidad de fitopatógenos
En el Cuadro 6se observan los porcentajes promedio de incidencia y severidad de plantas
con marchitez en cada uno de los tratamientos con dosis y frecuencias de aplicación de
Trichoderma asperellum. El tratamiento 9 que contenía T. asperellum 45x106 esporas por
litro aplicado 7 días después del transplante tuvo 0.87% de plantas marchitas y fue
diferente a los demás tratamientos; seguido por el tratamiento 4 con 3,35% diferente de
los demás. El valor más alto se observó en el testigo absoluto con 14,54% de plantas
afectadas.
En cuanto a severidad los tratamientos 7 y 6 tuvieron los menores valores con 1,16 y
1,72% en su orden e iguales entre sí; el mayor porcentaje fue en el tratamiento 4 con
7,44 diferente de los demás tratamientos, seguido de los testigos químico y biológico
comercial con 5,83 y 5,61% respectivamente e iguales estadísticamente entre si.
Cuadro 6. Incidencia y severidad de plantas con marchitez. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Marchitez Severidad
X1/
X1/
1 Testigo absoluto 14,54 a 0,88 f
2 Testigo químico (Captan) 7,33 d 5,83 b
3 Testigo Biológico comercial (GP) 9,96 b 5,61 b
4 T. asperellum 15x106 esporas/L at 3,35 f 7,44 a
5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 5,89 e 3,55 d
6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 6,38 e 1,72 e
7 T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 6,12 e 1,16 e
8 T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 8,43 c 4,5 c
9 T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 0,87 g 2,05 e
Promedio general 6,99
3,64
C.V. 10,68%
14,53%
1/ Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
28
c. Rendimiento
En el Cuadro 7 se observan los rendimientos expresados en kg ha-1
. El tratamientos 6
tuvo el mayor rendimiento con 5307 kg ha-1
seguido del tratamiento 1 con 5039,23kg ha1
siendo estadísticamente iguales. El menor rendimiento fue en el tratamiento 8, T.
asperellum 30x106 aplicado 7 días después del transplante con 3403,44 kg ha
-1.
Cuadro 7. Rendimiento promedio de Pimiento (kg/Ha) en el ensayo de eficacia de T.
asperellum sobre complejo de marchitez. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Rendimiento
1 Testigo absoluto 5039,23 ab
2 Testigo químico (Captan) 5346,53 a
3 Testigo Biológico comercial (GP) 4244,73 abcd
4T. asperellum 15x106 esporas/L at 4128,16 abcd
5 T. asperellum 30x106 esporas/L at 4295,58 abcd
6 T. asperellum 45x106 esporas/L at 5307,47 a
7 T. asperellum 15x106
esporas/L 7 ddt 4639,83 abc
8 T. asperellum 30x106
esporas/L 7 ddt 3403,44 d
9 T. asperellum 45x106
esporas/L 7 ddt 3520,68 cd
Promedio general 4436,19
C.V. 25,50%
1/ Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
at = al transplante
ddt = días después del transplante
d. Análisis económico de los tratamientos
En el Cuadro 8 se observa el estimativo económico en cada uno de los tratamientos, el precio
de campo fue $ 0,15 por kilogramo de fruto a nivel de finca. También se detallan los costos
que varían, los tratamientos de mayor costo fueron el 3, 9 y 6 con $50 cada uno. El mayor
beneficio neto fue en el tratamiento químico con $932,28. En este estudio debido a los bajos
rendimientos no se pudo obtener una tasa interna de retorno aceptable para el productor.
29
Cuadro 8. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de T. asperellum. E.E.L.S. 2010
VARIABLES 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Rendimiento bruto Kg/ha 5039,23 5346,53 4244,73 4128,16 4295,58 5307,47 4639,83 3403,44 3520,68
Rendimiento neto Kg/ha 4484,91 4811,88 3608,02 3508,94 3651,24 4511,35 3943,86 2892,92 2992,58
Precio de campo 0,20
Beneficio bruto de campo 896,98 962,38 721,60 701,79 730,25 902,27 788,77 578,58 598,52
Costos que varían
Fungicidas
Trichoderma$10Kg 0,00 0,00 0,00 10,00 20,00 30,00 10,00 20,00 30,00
Captan 10,00
Biológico comercial G.P 30,00
Aplicación jornal 0,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00
Alquiler de equipo 0,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00 10,00
Total Costos que Varían 0,00 30,00 50,00 30,00 40,00 50,00 30,00 40,00 50,00
Beneficio neto 896,98 932,38 671,60 671,79 690,25 852,27 758,77 538,58 548,52
30
4.2 ENSAYO 2
a. Número de insectos por planta
En el Cuadro 9 se observan los promedios generales del número de mosca blanca por
planta. El mayor promedio se presentó en el tratamiento 8, que contenía B. bassiana1x106
aplicado 15 días después del transplante con 0,36 siendo estadísticamente diferente a los
demás, seguido de los tratamientos 5 y 7, con 0,28 y 0,26 en su orden. El tratamiento 6
tuvo el valor más bajo 0,17 moscas por planta y fue diferente a los demás.
Cuadro 9. Promedio general de presencia de Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Repeticiones
Σ X1/ I II III
1 Testigo absoluto 0,30 0,18 0,15 0,63 0,20 bc
2 Testigo químico (Acetamiprid) 0,18 0,18 0,33 0,68 0,22 bc
3 Testigo biológico comercial (Neem X) 0,33 0,15 0,25 0,73 0,24 bc
4B. bassiana 1x106
5ddt 0,20 0,15 0,33 0,68 0,22 bc
5 B. bassiana 10 x106
5ddt 0,20 0,25 0,40 0,85 0,28 b
6 B. bassiana 1x106 10ddt 0,13 0,18 0,23 0,53 0,17 c
7 B. bassiana 10x106
10ddt 0,28 0,23 0,30 0,80 0,26 b
8 B. bassiana 1x106 15ddt 0,25 0,33 0,53 1,10 0,36 a
9 B. bassiana 10x106 15ddt 0,20 0,23 0,18 0,60 0,20bc
Promedio general 0,24
C.V. 30,84% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
ddt = días después del transplante
b. Dinámica poblacional de mosca blanca
Debido a la poca presencia de B. tabaci se acudió a los registros climatológicos de la
estación, los que se describen en la Figura 1 A y B. En la primera se muestran las barras
de las temperatura y humedad relativa mínimas y máximas durante 15 semanas de
evaluación. La temperatura mínima fluctuó entre 19,6 y 21,4ºC y la máxima entre 26,6 y
30,7ºC; la humedad relativa mínima 50,1 y 59,6% y la máxima entre 82,9 y 88,4%;en la
Figura 1B las poblaciones promedio de B. tabaci, éstas, fueron menos de un individuo por
planta, lo que no permitió cuantificar el efecto de B. bassiana sobre este insecto.
31
Figura 1. Datos de temperatura (ºC) y Humedad relativa (%) (A), población promedio de
B. tabaci (B), en el ensayo de eficacia de B. bassiana sobre Bemisia tabaci.
INIAP-EELS, 2010
c. Rendimiento
En el Cuadro 10 se observan los rendimientos promedio en kg ha-1
, hubo diferencias
estadísticas, el tratamiento de mayor rendimiento fue B. bassiana10x106
10ddt con
14049,64 kg ha-1
seguido de el tratamiento 6, B. bassiana1x106
10ddt con 13268,53 kg
ha-1
estadísticamente iguales. Por otra parte, el tratamiento que obtuvo el menor
rendimiento fue el testigo absoluto con 8077,80 kg ha-1
.
32
Cuadro 10. Rendimiento promedio de pimiento kg ha-1
en el ensayo de eficacia de B.
bassiana sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos Promedio1/
1 Testigo absoluto 8077,80 f
2 Testigo químico (Acetamiprid) 8221,19 f
3 Testigo biológico comercial (Neem X) 10326,24 cd
4 B. bassiana 1x106 5 ddt 10734,49 c
5 B. bassiana 10 x106
5 ddt 9743,85 de
6 B. bassiana 1x106
10 ddt 13268,53 ab
7 B. bassiana 10x106
10 ddt 14049,64 a
8 B. bassiana 1x106
15 ddt 12970,53 b
9 B. bassiana 10x106 15 ddt 8890,66 ef
Promedio general 10698,11
C.V. 8,36% 1/
Las cifras de las columnas con la misma letra son iguales estadísticamente de acuerdo a la prueba de
rangos múltiples de Duncan P=0.05
ddt = días después del transplante
d. Análisis económico de los tratamientos
En el Cuadro 11 se observan los rendimientos brutos y ajustado al 15% en cada uno de los
tratamientos, el precio de campo fue $ 0,15 por kilogramo de fruto a nivel de finca. También
se detallan los costos que varían, el tratamiento de mayor costo fue el 5 (B. bassiana10 x106
aplicado 5 días después del transplante) con $80; y los de menor costo fueron los
tratamientos4 (B. bassiana 1x106 aplicado 5 días después del transplante), 6 (B.
bassiana1x106
aplicado 10 días después del transplante) y 8 (B. bassiana1x106
aplicado 15 días después del transplante) con $32.
En el Cuadro 12 se muestra el análisis marginal de beneficios netos, costos y el
porcentaje tasa interna de retorno (TIR). El tratamiento 3 (Testigo biológico comercial)
tuvo una TIR de 1278,78 %; seguido de los tratamientos 4 (B. bassiana 1x106
aplicado 5 días después del transplante) y el 6 (B. bassiana1x106
aplicado 10 días
después del transplante) que tuvieron 1199,63 % y 915,21 % respectivamente
33
Cuadro 11. Estimativo económico de los rendimientos en el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana. E.E.L.S. 2010
VARIABLES 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Rendimiento bruto Kg/ha 8077,8 8221,19 10326,24 10734,49 9743,85 13268,53 14049,64 12970,53 8890,66
Rendimiento neto Kg/ha 6866,13 6988,01 8777,30 9124,32 8282,27 11278,25 11942,19 11024,95 7557,06
Precio de campo 0,1
Beneficio bruto de campo 686,61 698,80 877,73 912,43 828,23 1127,83 1194,22 1102,49 755,71
Costos que varían
Fungicidas
Beauveria$10Kg 0 0 0 2 20 2 20 2 20
Acetamiprid 20
neem x 30 30
Aplicación jornal 0 20 20 20 20 20 20 20 20
Alquiler de equipo 0 10 10 10 10 10 10 10 10
Total Costos que Varían 0 50 60 32 80 32 50 32 50
Beneficio neto 686,61 648,80 817,73 880,43 748,23 1095,82 1144,22 1070,49 705,72
34
Cuadro 12. Análisis marginal de los tratamientos en el ensayo de eficacia de B. bassiana
sobre Bemisia tabaci. INIAP-EELS, 2010.
Tratamientos
Costos que
varían Beneficios netos TIR (%)
($/ha) ($/ha)
1 Testigo absoluto 0 686,61
2 Testigo químico (Acetamiprid) 32 880,43
3 Testigo biológico comercial (Neem X) 32 1095,82 1278,79
4 B. bassiana 1x106 5ddt 32 1070,49 1199,63
5 B. bassiana 10 x106
5ddt 50 648,80
6 B. bassiana 1x106
10ddt 50 1144,22 915,21
7 B. bassiana 10x106
10ddt 50 705,71
8 B. bassiana 1x106
15ddt 60 817,73
9 B. bassiana 10x106 15ddt 80 748,23
ddt = días después del transplante
35
V. DISCUSIÒN
En el estudio de eficacia de T. asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento se
identificó a Fusarium sp., Rhizoctonia sp. S. rofsii, y R. solanacearum,
microorganismos que coinciden con los causales de la marchitez de tomate reportados
por Cevallos (2010).
La presencia de Rhizoctonia sp. en el tratamiento de T. asperellum antes del transplante
y en dosis de 45x106 no influenció en el rendimiento posiblemente a la baja severidad
de la enfermedad y por otra parte, a los altos porcentajes de Trichoderma aislado tanto
de suelo como de tejido.
En cuanto a S. rolfsii aislado de tejidos de plantas marchitas tuvo más de 20% en todos
los tratamiento excepto en el tratamiento a base de T. asperellum aplicado 7 días
después del transplante y en dosis de 15 millones de esporas por litro de agua. En
muestras de suelo no estuvo presente en el testigo absoluto, lo que posiblemente influyo
en el rendimiento de este tratamiento.
De acuerdo a la presencia de Trichoderma en el tratamiento testigo demuestra que este
biocontrolador esta en forma nativa en el suelo, información que se relaciona con
Reyes et al (2002) quienes mencionan que T. harzianum es eficiente contra S. rolfsii,
Rhizoctonia solani entre otros y que las plantas de tomate fueron tratadas con este
microorganismo no presentaron síntomas con relación a las parcelas testigo.
Los bajos rendimientos en todos los tratamientos posiblemente esté relacionado con la
marchitez ocasionada por otros microorganismos que no fueron objetos de estudio y
entre ellos los nematodos.
En el estudio de eficacia de B. bassiana, la presencia de B. tabaci las poblaciones
fueron bajas, posiblemente debido a las condiciones de temperatura, aunque un estudio
efectuado en Costa Rica por Arias e Hilje (1993) demuestran que no existe relación
entre el número de adultos y la temperatura; por otra parte estos autores mencionan que
la mayor actividad de vuelo del insecto está entre 6:30 a 8:30 y entre las 15:30 a 17:30
36
con una notoria reducción entre las 10:30 a 13:30 lo que podría estar relacionada con los
resultados de esta investigación ya que las evaluaciones siempre se realizaron entre las
9:00 a 12:00. Por otra parte, el estudio de Jovel et al (2000) observaron que el máximo
de adultos posados sobre plantas de tomate se observó a las 8:00 después de lo cual
hubo una declinación progresiva hasta cerca del mediodía, seguido por un leve
incremento durante la tarde y un decrecimiento final.
Si bien no se cuantificó el porcentaje de mortalidad del insecto posiblemente se deba al
comportamiento del insecto en cuanto al movimiento diario y aquellos que se infectaron
por las aplicaciones del hongo murieron en otro lugar en el que no se evaluaba, por otra
parte, podría deberse a que el hongo retardó el tiempo de eclosión de las ninfas como lo
reportan Ramos et al (2000), ellos indican que en tres periodos de aplicación de B.
bassiana en condiciones de laboratorio la eclosión de las ninfas se retardaron 8 días
después de la aplicación.
Los promedios generales de adultos por planta variaron entre 0,17 a 0,36, resultados
similares se observaron en Costa Rica por Cubillo, Sanabria e Hilje (1999), quienes
reportaron que aún con bajas densidades de mosca blanca (0,3 adultos por planta)
pueden causar el 100% de plantas infectadas por virus.
Las dosis de B. bassiana de 1 x 106y 1 x 10
8esporas por litro aplicado 10 días después
del transplante, tuvieron los mejores rendimientos y una densidad de 0,26 y 0,17
adultos de B. tabaci por planta, no se observaron otros insectos en el cultivo lo que
posiblemente este relacionado con las aplicaciones oportunas de este hongo
entomopatógeno. Estos resultados se relacionan con el estudio Orozco-Santos et al
(2000) en melón, quienes reportan que en parcelas testigos los daños fueron del 100%
en los testigo sin aplicación con respecto a las plantas tratadas con una formulación
comercial de B. bassiana.
37
VI. CONCLUSIONES
En base a los resultados se concluye que en estudio de eficacia de Trichoderma asperellum
los causales de la marchitez aislados de suelo y tejido fueron Fusarium sp, Rhizoctonia sp,
Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.
La mayor presencia del hongo Fusarium sp. se observó en el tratamiento T. asperellum
45x106
esporas/L aplicado al momento del transplante con 7,36%.
El hongo Rhizoctonia sp. tuvo el mayor promedio en el tratamiento T. asperellum 15x106
esporas/L aplicado 7 días después del transplante con 17,76% en muestra de tejido.
El mayor porcentaje de Sclerotium rolfsii aislado en tejido y suelo fue en el tratamiento
químico con 53,67 y 8,40 respectivamente.
El tratamiento T. asperellum 45x106
esporas/L aplicado al momento del transplante
tuvo el mayor porcentaje de crecimiento de T. asperellum en tejido y suelo con 24 y
45,03% en su orden.
La bacteria Ralstonia solanacearum solamente se aisló en los testigos absoluto y
químico con 1,30 y 5,8% en su orden.
El tratamiento testigo absoluto presentó la mayor incidencia de plantas marchitas con
14,54% y la severidad fue 0,88 %, la menor incidencia fue en el tratamiento T.
Asperellum 45x106
esporas/L aplicado 7 días después del transplante con 0,87%. La
mayor severidad de daño se presentó en el tratamiento T. Asperellum 15x106
esporas/L
aplicado al momento del transplante con 7,44%.
En el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de B.
tabaci la densidad poblacional de mosca blanca fue baja.
Los mejores rendimientos se dieron en los tratamientos B. bassiana aplicado 10 días
después del transplante en dosis de uno y diez millones de esporas con un promedio de
14 y 13TM en su orden.
38
VII. RECOMENDACIONES
De acuerdo a los resultados se recomienda:
Realizar estudios frecuencias y dosis de T. asperellum y B. bassiana en otras épocas de
siembra y otros climas para comprobar su efectividad.
Efectuar estudios de patogenicidad de otros hongos entomopatógenos y antagonistas para
el control de fitopatógenos e insectos plaga.
Capacitar a productores sobre el uso de agentes de biocontrol para evitar el uso
indiscriminado de pesticidas de síntesis químico.
39
VIII. RESUMEN
El cultivo de pimiento (Capsicum annum L.), es afectado por diversos fitopatógenos
causantes del complejo marchitez e insectos plaga, entre ellos mosca blanca Bemisia
tabaci, vector de algunos virus por ejemplo los Geminivirus.
Los objetivos específicos fueron: 1) Determinar dosis y frecuencias de aplicación de T.
asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento, y 2) Determinar dosis y
frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de Bemisia tabaci.
La investigación se realizó en la época seca del 2010 en la Estación Experimental del
Litoral Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja” del INIAP.
Para la eficacia de T. asperellum sobre el complejo marchitez del pimiento se evaluaron
tres dosis y dos frecuencias de aplicación, se incluyó un testigo químico, un biológico
comercial y un absoluto; se registraron datos de incidencia, severidad y de los causales
de la marchitez.
Para el manejo de B. tabaci se evaluaron dos dosis del hongo entomopatógeno B.
bassiana aplicado cada 5, 10 y 15 días. Se contabilizó el número de insectos por planta
y relacionó con la temperatura y humedad relativa.
En ambos estudios se utilizó un diseño de bloques completamente al azar con tres
repeticiones y para la comparación de las medias se utilizó la prueba de rangos
múltiples de Duncan p = 0.05.
Los causales de la marchitez del pimiento fueron: Fusarium sp., Rhizoctonia sp.,
Sclerotium rolfsii y Ralstonia solanacearum.
La dosis 30x106 esporas/ L aplicado al momento y siete días después del transplante
sólo se observó S. rolfsii en los aislamientos de tejido y suelo en todos los tratamientos,
excepto en suelo del testigo absoluto; R. solanacearum solamente se aisló en los
testigos absoluto y químico. La menor severidad fue en el tratamiento T. Asperellum
45x106
esporas/L aplicado 7 días después del transplante.
40
En el estudio de dosis y frecuencias de aplicación de B. bassiana para el manejo de B.
tabaci, la dosis 1x106 de B. bassiana aplicado diez días después del transplante mostró
la menor presencia de mosca blanca por planta. Los mejores rendimientos se dieron en
los tratamientos B. bassiana aplicado 10 días después del transplante en dosis de uno y
diez millones de esporas con un promedio de 14 y 13TM en su orden. La mejor tasa
interna de retorno fue en los tratamientos Neem X seguido de B. bassiana 5 días
después de la siembra.
41
IX. SUMMARY
The bell pepper crop (Capsicum annum L.), is affected by different plant pathogens that
cause wilt complex and insects, including whitefly Bemisia tabaci, a virus vector e.g.
Geminivirus.
The specific objectives were: 1) to determine doses and frequencies of application of T.
asperellum over the wilt complex on bell pepper, and 2) to determine doses and
frequencies of application of B. bassiana for the management of Bemisia tabaci.
The research was conducted during 2010 dry season at the Experimental Station of the
southern coast "Dr. Enrique Ampuero Pareja" of INIAP.
For the effectiveness of T. asperellum over the bell pepper wilt complex, three doses
and two frequencies of application were evaluated, a chemical, a biological commercial
and an absolute witness were included; severity, incidence, wilt causes data were
registered.
For the B. tabaci management two doses of the entomopathogenic fungi were applied;
B. bassiana applied every 5, 10 and 15 days. The number of insects, was recorded by
plant and associated with temperature and relative humidity.
Both studies used a completely randomly block design with three replicates and Duncan
multiple range test (p = 0.05) was used for the averages comparison.
Bell pepper wilt was caused by: Fusarium sp., Rhizoctonia sp., Sclerotium rolfsii and
Ralstonia solanacearum.
The 30x106
spores / L dose applied at the time and seven days after transplanting S.
rolfsii was observed on tissue and dirt samples in all treatments, except at the absolute
witness; R. solanacearum was only isolated in absolute and chemical witnesses. The
lower severity was observed in the T. Asperellum 45x106 spores/L applied 7 days after
transplantation treatment.
42
In the study of doses and frequencies of application of B. bassiana for B. tabaci
management, B. bassiana 1x106
dose applied ten days after the transplant showed less
presence of whitefly by plant. The best yields were given on B. bassiana applied 10
days after transplantation at a dose of one to ten million spores with an average of 14
and 13 MT in that order. The best internal rate of return was in treatment Neem X
followed by B. bassiana 5 days after sowing.
43
X. BIBLIOGRAFÍA CITADA
Alfano , G; Lewis Ivey, M. L; Cakir, C; Boss, J; Miller, S; Madden, L; Kamoun, S. and
Hoitink, H. AJ. 2007. Systemic modulation of gene expression in tomato by Trichoderma
hamatum 382. Phytopathology 97: 429-437.
Alves, S. 1986. Control microbiano de insectos. Manole, Sao Paulo, Br. p 407
Arauz, L. 1998. Fitopatología: Un enfoque agroecológico. Editorial Universidad de Costa
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Arias. R. y Hilje L. 1993. Actividad diaria de los adultos de Bemisia tabaci (Gennadius)
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49
IX. ANEXOS
Anexo 1. Porcentaje promedio de Fusarium sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
3 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 c
4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
5 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
6 1,00 2,55 4,20 7,74 2,58 b
7 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 c
8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
9 1,00 3,48 3,48 7,96 2,65 a
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.00 0.000 0.03 0.9678
TRAT 8 11.25 1.406 593.25 0.0000
Error 16 0.04 0.002
Non-additivity 1 0.00 0.000 0.09
Residual 15 0.04 0.003
------------------------------------------------------------------------
Total 26 11.28
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 1.474 Grand Sum= 39.810 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 3.30%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.04469
s_ = 0.01491 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 1.000 D Mean 9 = 2.653 A
Mean 2 = 1.000 D Mean 6 = 2.583 B
Mean 3 = 1.517 C Mean 3 = 1.517 C
Mean 4 = 1.000 D Mean 7 = 1.517 C
Mean 5 = 1.000 D Mean 4 = 1.000 D
Mean 6 = 2.583 B Mean 2 = 1.000 D
Mean 7 = 1.517 C Mean 1 = 1.000 D
Mean 8 = 1.000 D Mean 8 = 1.000 D
Mean 9 = 2.653 A Mean 5 = 1.000 D
50
Anexo 2. Porcentaje promedio de Rhizoctonia sp. aislado de tejido. INIAP-EELS, 2010
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
3 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
5 1,00 1,00 2,55 4,55 1,51 b
6 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
7 2,55 5,86 2,55 10,96 3,65 a
8 1,00 2,55 1,00 4,55 1,51 b
9 1,00 2,55 1,00 4,55 1,51 b
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.00 0.002 0.52 0.6032
TRAT 8 17.63 2.204 543.94 0.0000
Error 16 0.06 0.004
Non-additivity 1 0.05 0.050 50.09 0.0000
Residual 15 0.01 0.001
------------------------------------------------------------------------
Total 26 17.70
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 1.467 Grand Sum= 39.610 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 4.34%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.06320
s_ = 0.02108 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 1.000 C Mean 7 = 3.653 A
Mean 2 = 1.000 C Mean 8 = 1.517 B
Mean 3 = 1.000 C Mean 5 = 1.517 B
Mean 4 = 1.000 C Mean 9 = 1.517 B
Mean 5 = 1.517 B Mean 2 = 1.000 C
Mean 6 = 1.000 C Mean 6 = 1.000 C
Mean 7 = 3.653 A Mean 3 = 1.000 C
Mean 8 = 1.517 B Mean 4 = 1.000 C
Mean 9 = 1.517 B Mean 1 = 1.000 C
51
Anexo 3. Porcentaje promedio de Sclerotium Rolfsii aislado de tejido. INIAP-EELS,
2010.
TRAT REPETICIONES
Σ X1/ I II III
1 4,20 6,74 1,00 11,93 3,97 de
2 7,52 7,14 6,24 20,90 6,96 a
3 6,31 8,22 5,36 19,89 6,62 ab
4 3,48 7,52 3,48 14,47 4,82 cd
5 7,52 9,77 3,48 20,76 6,92 ab
6 1,00 1,00 8,22 10,22 3,40 ef
7 2,55 1,00 4,82 8,37 2,78 f
8 7,14 4,20 5,86 17,19 5,73 bc
9 5,36 7,52 4,82 17,69 5,89 abc
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 3.62 1.810 1.45 0.2630
TRAT 8 58.64 7.331 5.89 0.0013
Error 16 19.92 1.245
Non-additivity 1 4.29 4.287 4.11 0.0607
Residual 15 15.64 1.042
------------------------------------------------------------------------
Total 26 82.19
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 5.240 Grand Sum= 141.470 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 21.30%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 1.115
s_ = 0.3719 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 3.980 DE Mean 2 = 6.967 A
Mean 2 = 6.967 A Mean 5 = 6.923 AB
Mean 3 = 6.630 AB Mean 3 = 6.630 AB
Mean 4 = 4.827 CD Mean 9 = 5.900 ABC
Mean 5 = 6.923 AB Mean 8 = 5.733 BC
Mean 6 = 3.407 EF Mean 4 = 4.827 CD
Mean 7 = 2.790 F Mean 1 = 3.980 DE
Mean 8 = 5.733 BC Mean 6 = 3.407 EF
Mean 9 = 5.900 ABC Mean 7 = 2.790 F
52
Anexo4. Porcentaje promedio de Sclerotium rolfsii aislado de suelo. INIAP-EELS,
2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 d
2 3,43 1,39 3,81 8,63 2,87 a
3 1,00 1,95 2,54 5,49 1,82 bc
4 1,39 1,39 4,13 6,91 2,30 b
5 1,00 1,00 2,71 4,71 1,56 c
6 1,49 1,00 3,14 5,63 1,87 bc
7 2,01 2,57 1,39 5,97 1,98 bc
8 1,39 2,09 1,00 4,48 1,49 c
9 2,81 1,00 1,39 5,19 1,73 c
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.07 0.037 0.15 0.8595
TRAT 8 6.67 0.833 3.45 0.0168
Error 16 3.87 0.242
Non-additivity 1 0.03 0.026 0.10
Residual 15 3.84 0.256
------------------------------------------------------------------------
Total 26 10.61
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 1.853 Grand Sum= 50.020 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 26.54%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.4916
s_ = 0.1640 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 1.000 D Mean 2 = 2.877 A
Mean 2 = 2.877 A Mean 4 = 2.303 B
Mean 3 = 1.830 BC Mean 7 = 1.990 BC
Mean 4 = 2.303 B Mean 6 = 1.877 BC
Mean 5 = 1.570 C Mean 3 = 1.830 BC
Mean 6 = 1.877 BC Mean 9 = 1.733 C
Mean 7 = 1.990 BC Mean 5 = 1.570 C
Mean 8 = 1.493 C Mean 8 = 1.493 C
Mean 9 = 1.733 C Mean 1 = 1.000 D
53
Anexo 5. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de tejido. INIAP-
EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 1,00 1,00 6,74 8,74 2,91 b
2 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 f
3 3,48 1,00 1,00 5,48 1,82 e
4 1,00 1,00 3,48 5,48 1,82 e
5 1,00 1,00 6,31 8,31 2,76 c
6 4,20 6,31 4,20 14,70 4,89 a
7 1,00 1,00 1,00 3,00 0,04 f
8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 f
9 5,36 1,00 1,00 7,36 2,45 d
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.01 0.007 0.62 0.5488
TRAT 8 38.41 4.801 401.70 0.0000
Error 16 0.19 0.012
Non-additivity 1 0.00 0.003 0.21
Residual 15 0.19 0.013
------------------------------------------------------------------------
Total 26 38.62
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 2.188 Grand Sum= 59.080 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 5.00%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.1095
s_ = 0.03651 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 2.913 B Mean 6 = 4.903 A
Mean 2 = 1.000 F Mean 1 = 2.913 B
Mean 3 = 1.827 E Mean 5 = 2.770 C
Mean 4 = 1.827 E Mean 9 = 2.453 D
Mean 5 = 2.770 C Mean 4 = 1.827 E
Mean 6 = 4.903 A Mean 3 = 1.827 E
Mean 7 = 1.000 F Mean 2 = 1.000 F
Mean 8 = 1.000 F Mean 8 = 1.000 F
Mean 9 = 2.453 D Mean 7 = 1.000 F
54
Anexo 6. Porcentaje promedio de Trichoderma asperellum aislado de suelo. INIAP-
EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 4,24 3,49 3,65 11,39 3,79 d
2 1,80 4,48 1,00 7,28 2,42 e
3 1,00 1,39 1,39 3,77 1,25 f
4 4,37 5,71 5,23 15,31 5,10 b
5 5,36 5,05 5,61 16,02 5,33 b
6 7,02 7,72 5,93 20,67 6,89 a
7 3,76 5,47 3,19 12,42 4,14 cd
8 6,26 3,14 3,98 13,38 4,45 c
9 2,81 4,20 1,00 8,01 2,66 e
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.06 0.030 0.11 0.8962
TRAT 8 70.17 8.771 31.88 0.0000
Error 16 4.40 0.275
Non-additivity 1 0.36 0.359 1.33 0.2664
Residual 15 4.04 0.270
------------------------------------------------------------------------
Total 26 74.63
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 4.009 Grand Sum= 108.250 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 13.08%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.5241
s_ = 0.1748 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 3.793 D Mean 6 = 6.890 A
Mean 2 = 2.427 E Mean 5 = 5.340 B
Mean 3 = 1.260 F Mean 4 = 5.103 B
Mean 4 = 5.103 B Mean 8 = 4.460 C
Mean 5 = 5.340 B Mean 7 = 4.140 CD
Mean 6 = 6.890 A Mean 1 = 3.793 D
Mean 7 = 4.140 CD Mean 9 = 2.670 E
Mean 8 = 4.460 C Mean 2 = 2.427 E
Mean 9 = 2.670 E Mean 3 = 1.260 F
55
Anexo 7. Porcentaje promedio de Ralstonia solanacearum aislado de suelo. INIAP-
EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 1,55 1,50 1,50 4,55 1,51 b
2 2,36 2,00 3,00 7,36 2,45 a
3 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
4 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
5 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
6 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
7 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
8 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
9 1,00 1,00 1,00 3,00 1,00 c
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.06 0.028 0.98 0.3969
TRAT 8 5.84 0.730 25.49 0.0000
Error 16 0.46 0.029
Non-additivity 1 0.40 0.399 100.35 0.0000
Residual 15 0.06 0.004
------------------------------------------------------------------------
Total 26 6.36
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 1.219 Grand Sum= 32.910 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 13.89%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.1702
s_ = 0.05676 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 1.517 B Mean 2 = 2.453 A
Mean 2 = 2.453 A Mean 1 = 1.517 B
Mean 3 = 1.000 C Mean 3 = 1.000 C
Mean 4 = 1.000 C Mean 4 = 1.000 C
Mean 5 = 1.000 C Mean 5 = 1.000 C
Mean 6 = 1.000 C Mean 6 = 1.000 C
Mean 7 = 1.000 C Mean 7 = 1.000 C
Mean 8 = 1.000 C Mean 8 = 1.000 C
Mean 9 = 1.000 C Mean 9 = 1.000 C
56
Anexo 8. Porcentaje promedio de incidencia de marchitez. INIAP-EELS, 2010
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 13,64 13,33 16,67 43,64 14,54 a
2 5,56 8,11 8,33 22,00 7,33 d
3 12,82 10,81 6,25 29,88 9,96 b
4 4,17 2,56 3,33 10,06 3,35 f
5 4,88 12,82 0,00 17,70 5,89 e
6 8,11 8,33 2,70 19,14 6,38 e
7 6,67 5,26 6,45 18,38 6,12 e
8 13,64 8,33 3,33 25,30 8,43 c
9 0,00 0,00 2,63 2,63 0,87 g
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.87 0.433 0.78 0.4758
TRAT 8 363.09 45.386 81.51 0.0000
Error 16 8.91 0.557
Non-additivity 1 0.08 0.085 0.14
Residual 15 8.82 0.588
------------------------------------------------------------------------
Total 26 372.86
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 6.990 Grand Sum= 188.730 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 10.68%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.7458
s_ = 0.2488 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 14.55 A Mean 1 = 14.55 A
Mean 2 = 7.333 D Mean 3 = 9.960 B
Mean 3 = 9.960 B Mean 8 = 8.433 C
Mean 4 = 3.353 F Mean 2 = 7.333 D
Mean 5 = 5.900 E Mean 6 = 6.380 E
Mean 6 = 6.380 E Mean 7 = 6.127 E
Mean 7 = 6.127 E Mean 5 = 5.900 E
Mean 8 = 8.433 C Mean 4 = 3.353 F
Mean 9 = 0.8767 G Mean 9 = 0.8767 G
57
Anexo 9. Porcentaje promedio de Severidad. INIAP-EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 0,17 0,83 1,67 2,67 0,88 f
2 6,83 0,00 10,67 17,50 5,83 b
3 9,17 6,00 1,67 16,83 5,61 b
4 0,00 4,17 18,17 22,33 7,44 a
5 2,83 5,50 2,33 10,67 3,55 d
6 2,33 1,67 1,17 5,17 1,72 e
7 0,17 1,33 2,00 3,50 1,16 f
8 2,83 6,83 3,83 13,50 4,5 c
9 3,17 1,17 1,83 6,17 2,05 e
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.22 0.108 0.39 0.6861
TRAT 8 131.23 16.403 58.52 0.0000
Error 16 4.48 0.280
Non-additivity 1 0.04 0.040 0.14
Residual 15 4.44 0.296
------------------------------------------------------------------------
Total 26 135.93
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 3.643 Grand Sum= 98.370 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 14.53%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.5288
s_ = 0.1764 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 0.9000 F Mean 4 = 7.447 A
Mean 2 = 5.833 B Mean 2 = 5.833 B
Mean 3 = 5.613 B Mean 3 = 5.613 B
Mean 4 = 7.447 A Mean 8 = 4.497 C
Mean 5 = 3.553 D Mean 5 = 3.553 D
Mean 6 = 1.723 E Mean 9 = 2.057 E
Mean 7 = 1.167 F Mean 6 = 1.723 E
Mean 8 = 4.497 C Mean 7 = 1.167 F
Mean 9 = 2.057 E Mean 1 = 0.9000 F
58
Anexo 10. Rendimiento promedio de Pimiento Ensayo 1 (Kg/Ha-1
). INIAP-EELS, 2010.
TRAT Repeticiones
Σ X1/ I II III
1 3636,33 3666,63 7814,74 15117,69 5039,23 ab
2 864,19 6156,09 4536,99 11557,28 3852,42 bcd
3 4102,52 3423,39 5208,28 12734,19 4244,73 abcd
4 5370,32 4643,83 2370,35 12384,49 4128,16 abcd
5 5094,80 4273,46 3518,48 12886,74 4295,58 abcd
6 7207,14 4691,31 4023,98 15922,43 5307,47 a
7 5777,72 3625,69 4516,08 13919,50 4639,83 abc
8 4747,43 2685,16 2777,75 10210,34 3403,44 d
9 4844,40 2121,19 3596,46 10562,04 3520,68 cd
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 2867665.75 1433832.876 1.21 0.3242
TRAT 8 9939065.96 1242383.245 1.05 0.4428
Error 16 18967018.64 1185438.665
Non-additivity 1 22635.74 22635.735 0.02
Residual 15 18944382.90 1262958.860
------------------------------------------------------------------------
Total 26 31773750.35
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 4270.174 Grand Sum=115294.710 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 25.50%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 1088.
s_ = 362.9 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 5039. AB Mean 6 = 5307. A
Mean 2 = 3852. BCD Mean 1 = 5039. AB
Mean 3 = 4245. ABCD Mean 7 = 4640. ABC
Mean 4 = 4128. ABCD Mean 5 = 4296. ABCD
Mean 5 = 4296. ABCD Mean 3 = 4245. ABCD
Mean 6 = 5307. A Mean 4 = 4128. ABCD
Mean 7 = 4640. ABC Mean 2 = 3852. BCD
Mean 8 = 3403. D Mean 9 = 3521. CD
Mean 9 = 3521. CD Mean 8 = 3403. D
59
Anexo 11. Promedio general de presencia de Mosca blanca, Bemisia tabaci. INIAP-
EELS, 2010.
TRAT
Repeticiones Σ X1/
I II III
1 0,30 0,18 0,15 0,63 0,20 bc
2 0,18 0,18 0,33 0,68 0,22 bc
3 0,33 0,15 0,25 0,73 0,24 bc
4 0,20 0,15 0,33 0,68 0,22 bc
5 0,20 0,25 0,40 0,85 0,28 b
6 0,13 0,18 0,23 0,53 0,17 c
7 0,28 0,23 0,30 0,80 0,26 b
8 0,25 0,33 0,53 1,10 0,36 a
9 0,20 0,23 0,18 0,60 0,20 bc
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 0.04 0.020 3.55 0.0531
TRAT 8 0.08 0.010 1.65 0.1862
Error 16 0.09 0.006
Non-additivity 1 0.02 0.021 4.48 0.0515
Residual 15 0.07 0.005
------------------------------------------------------------------------
Total 26 0.21
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 0.246 Grand Sum= 6.650 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 30.84%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 0.07741
s_ = 0.02582 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 0.2100 BC Mean 8 = 0.3700 A
Mean 2 = 0.2300 BC Mean 5 = 0.2833 B
Mean 3 = 0.2433 BC Mean 7 = 0.2700 B
Mean 4 = 0.2267 BC Mean 3 = 0.2433 BC
Mean 5 = 0.2833 B Mean 2 = 0.2300 BC
Mean 6 = 0.1800 C Mean 4 = 0.2267 BC
Mean 7 = 0.2700 B Mean 1 = 0.2100 BC
Mean 8 = 0.3700 A Mean 9 = 0.2033 BC
Mean 9 = 0.2033 BC Mean 6 = 0.1800 C
60
Anexo 12. Rendimiento promedio de Pimiento Ensayo 2 (Kg/Ha-1
). INIAP-EELS, 2010
Trat
REPETICIONES Σ
PROM I II III
1 9813,95 6960,00 7459,46 24233,41 8077,80
2 10920,00 7076,92 6666,67 24663,59 8221,20
3 10086,96 10619,05 10272,73 30978,73 10326,24
4 10925,00 8181,82 13096,67 32203,48 10734,49
5 11600,00 6000,00 11631,58 29231,58 9743,86
6 9769,23 11636,36 18400,00 39805,59 13268,53
7 9487,18 16137,93 16523,81 42148,92 14049,64
8 11052,63 13025,64 14833,33 38911,61 12970,54
9 10857,14 9032,26 6782,61 26672,01 8890,67
A N A L Y S I S O F V A R I A N C E T A B L E
Degrees of Sum of
Source Freedom Squares Mean Square F-value Prob
------------------------------------------------------------------------
REP 2 986547.53 493273.767 0.62 0.5522
TRAT 8 120965592.54 15120699.067 18.90 0.0000
Error 16 12802159.71 800134.982
Non-additivity 1 134234.26 134234.260 0.16
Residual 15 12667925.45 844528.363
------------------------------------------------------------------------
Total 26 134754299.78
------------------------------------------------------------------------
Grand Mean= 10698.109 Grand Sum=288848.930 Total Count= 27
Coefficient of Variation= 8.36%
Duncan's Multiple Range Test
LSD value = 893.9
s_ = 298.2 at alpha = 0.050
x
Original Order Ranked Order
Mean 1 = 8078. F Mean 7 = 14050. A
Mean 2 = 8221. F Mean 6 = 13270. AB
Mean 3 = 10330. CD Mean 8 = 12970. B
Mean 4 = 10730. C Mean 4 = 10730. C
Mean 5 = 9744. DE Mean 3 = 10330. CD
Mean 6 = 13270. AB Mean 5 = 9744. DE
Mean 7 = 14050. A Mean 9 = 8891. EF
Mean 8 = 12970. B Mean 2 = 8221. F
Mean 9 = 8891. EF Mean 1 = 8078. F
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