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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE
ESTACAS DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)
TESIS DE GRADO PREVIA A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE
INGENIERO AGRÓNOMO
REMIGIO MANUEL LLIGÜÍN LLIGÜÍN
QUITO - ECUADOR
2015
II
DEDICATORIA
Dedico a Dios que me ha guiado en todo momento
A mis padres: Martha Lligüín, y Gonzalo Lligüín
A todos mis hermanos y a toda mi familia.
III
AGRADECIMIENTOS
En primer lugar agradezco de todo corazón a Dios que me permitió llevar a feliz
término este reto.
Luego a toda mi familia por el apoyo incondicional brindado.
Dejo constancia de mi gratitud a la Facultad de Ciencias Agrícolas, en especial a
los docentes que intervinieron en la realización de este trabajo:
Ing. Valdano Tafur Ing. Lenin Ron Lic. Narcisa Yar
Ing. Jorge Caicedo Ing. Vladimir Cruz Sr. Orlando Trujillo
Ing. Juan León M. Sc. Mónica Jadán Sr. Daniel Herazo
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, Remigio Manuel Liigüín Lligüín. En calidad de autor del trabajo de investigación o
tesis realizada sobre "USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA
ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS
(Rubus glaucus Benth)". USE OF AUXINS AT THREE IMMERSION TIMES FOR
THORN-LESS BLACBERRY (RUBUS GLAUCUS BENTH) CUTTINGS
ROOTING, Por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR,
hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contienen esta
obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19
y demás pertinentes de la ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Quito, 26 de mayo del 2015
Remigio Manuel Lligüín Lligüín1100753944remastro@hotmail.com
IV
En calidad de tutor del trabajo de graduación cuyo título es: "USO DE AUXINAS A
TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA DE
CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucas Benth)", presentado por el señor REMIGIO
MANUEL LLIGÜÍN LLIGÜÍN previo a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo,
considero que el proyecto reúne los requisitos necesarios.
Tumbaco, 26 de mayo del 2015
In. Juan León Fuentes M, Se.
TUTOR
Tumbaco, 26 de mayo del 2015
Señor IngenieroCarlos Alberto Ortega, M. Se.DIRECTOR DE CARRERA DEINGENIERÍA AGRONÓMICAPresente.-
Señor Director:
Luego de las revisiones técnicas realizadas por mi persona del trabajo de graduación,"USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACASDE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucas Benth)^. Llevado a cabopor parte del Señor Egresado: Remigio Manuel Lliguín Lliguín de la Carrera de IngenieríaAgronómica, ha concluido de manera exitosa, consecuentemente, el indicado estudiantepodrá continuar con los trámites de graduación correspondientes de acuerdo a lo queestipulan las normativas y disposiciones legales.
Por la atención que se digne a dar a la presente, le anticipo mi agradecimiento.
Atentamente,
<7Ing. Agr. Juan León F., M.Sc.TUTOR
VII
"USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS
DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)"
APROBADO POR:
Ing. Agr. Juan León F., M.Sc.TUTOR DE TESIS
Lie. Diego Salazar V., M. Se.
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. Agr. Valdano Tafur
PRIMER VOCAL
Ing. Agr. Jorge Caicedo, M. Se.
SEGUNDO VOCAL
VIII
VIII
CONTENIDO
CÁPITULO PÁGINAS
1. INTRODUCCIÓN 1
1.1. Objetivos 2
2. REVISIÓN DE LITERATURA 3
2.1. Generalidades del cultivo de mora 3
2.2. Taxonomía de la mora 4
2.3. Requerimientos agroclimáticos 4
2.4. Botánica de la mora 5
2.5. Métodos de propagación 6
2.6. Sustratos 10
2.7. Etiolación 10
2.8. Sustancias reguladoras del crecimiento 11
2.9. Formación de raíces adventicias 14
2.10. Plagas en estacas de mora 18
3. MATERIALES Y MÉTODOS 20
3.1. Materiales 20
3.2. Método 20
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓNES 28
4.1. Normalidad 28
4.2. Porcentaje general de prendimiento de estacas a los 60 días 30
4.3. Porcentaje de estacas eliminadas 30
4.4. Porcentaje de prendimiento de estacas testigo 31
4.5. Longitud de brote a los 30 días 31
4.6. Longitud de brote a los 60 días 33
4.7. Peso de raíz a los 60 días 36
4.8. Longitud de raíz a los 60 días 38
4.9. Análisis económico 41
5. CONCLUSIONES 46
6. RECOMENDACIONES 47
7. RESUMEN 48
8. SUMMARY 49
X
LISTA DE ANEXOS
ANEXO PÁG.
A Peso seco de raíces a los 60 días del ensayo “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
54-55
B Longitud de raíz a los 60 días del ensayo “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
56-57
C Promedios finales de las diferentes variables en comparación con los
tratamientos aplicados del ensayo “Uso de auxinas a tres tiempos
para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
58
D
Datos de brotes tomados en campo a los 30 días del ensayo “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
59-61
E
Datos de longitud de brote tomados a los 60 días del ensayo “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
62-64
11.
Fotografías del manejo del ensayo “Uso de auxinas a tres tiempos
para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
65-66
XI
LISTA DE CUADROS
CUADRO PÁG.
1 Características morfológicas de la variedad de mora INIAP
ANDIMORA-2013
4
2 Características agronómicas de la variedad de mora INIAP
ANDIMORA-2013.
4
3 Factores en estudio en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora sin espinas
(Rubus glaucus Benth)”
23
4 Codificación y descripción de los tratamientos en el estudio “Uso
de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”
23
5 Cálculo de prueba Shapiro – Wilks para las variables a 30 y 60
días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
28
6 Análisis de Varianza para la variable longitud de brote a los 30
días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
31
7
Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de
brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
32
8
Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable
longitud de brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas
a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
32
9
Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de
inmersión en la variable longitud de brote a los 30 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
33
10 Análisis de la Varianza para la variable longitud de brote a los 60
días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
34
11
Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de
brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres
34
XII
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
12
Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable
longitud de brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas
a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
35
13
Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de
inmersión en la variable longitud de brote a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
35
14 Análisis de Varianza para la variable peso de raíz a los 60 días
en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
36
15 Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable peso de raíz
a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos
para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas
(Rubus glaucus Benth)”.
37
16
Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable
peso de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a
tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
37
17 Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de
inmersión, en la variable peso de raíz a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
38
18 Análisis de Varianza para longitud de raíz a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
39
19 Prueba de Tukey al 5 % para Hormona en la variable longitud de
raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
39
20
Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable
longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas
a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
39
XIII
CUADRO PAG
21
Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de
inmersión en la variable longitud de raíz a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
40
22
Costos de producción con auxina ANA en el experimento “Uso
de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora
de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
41
23
Costos de producción con auxina IBA en el experimento “Uso
de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora
de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
42
24
Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona
IBA a porcentaje de 70 % en el experimento “Uso de auxinas a
tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
44
25
Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona
IBA, a porcentaje de 70 % y a cantidad de plantas en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth)”.
45
XIV
LISTA DE GRÁFICOS
GRÁFICO PÁG.
1 Croquis de la distribución de las unidades experimentales bajo
invernadero
22
2 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de brote1
a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos
para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas
(Rubus glaucus Benth)”.
28
3 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de brote
final a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
29
4 Prueba gráfica de normalidad para la variable peso raíz a los 60
días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
29
5 Prueba gráfica de normalidad para la variable longitud de raíz a
los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
30
6 Longitud de brote a los 30 días con hormona (ANA, IBA) y
tiempo de inmersión (T1, T2, T3) en el experimento “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
33
7 Longitud de brote a los 60 días con hormona (ANA, IBA) y
tiempo de inmersión (T1, T2, T3) en el experimento “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
36
8 Peso de raíz a los 60 días en hormona ANA e IBA con tiempos
de inmersión T1, T2, T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
38
9 Longitud de raíz a los 60 días con hormona ANA e IBA con
tiempos de inmersión T1, T2 y T3 en el experimento “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
40
XV
USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS
DE MORA DE CASTILLA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth)
RESUMEN
En la Facultad de Ciencias Agrícolas (CADET) de la UCE, parroquia Tumbaco, sector la
Morita, se realizó el ensayo para evaluar el enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas con dos factores en estudio: ácido naftalenacético (ANA), ácido indolbutírico
(IBA) a 1000 ppm y tres tiempos de inmersión (5, 10 y 15 minutos). El diseño fue factorial
A X B + 1, con siete tratamientos y cuatro repeticiones. El mejor tratamiento fue con IBA
y 15 minutos de inmersión, las variables fueron longitud de brote y raíz, peso seco a los 60
días con valores de: 0.14 cm, 6.55 cm y 70.78 mg respectivamente; el porcentaje de
prendimiento fue de 57.85 %. El costo unitario alcanzó 3.94 dólares y no ofrece
rentabilidad, pero si se proyecta la efectividad del prendimiento a 70 %, o a cantidad de
plántulas, el costo unitario llega a 1.06 y 0.71 dólares respectivamente y por lo tanto
rentable.
PALABRAS CLAVES: HORMONAS, MORA SIN ESPINAS, PRENDIMIENTO.
USE OF AUXEVS AT THREE TIMES FOR THORN-LESS BLACKBERRY
(RUBUS GLAUCUSBENTH) ROOTED CUTTINGS
ABSTRACT
At the school of agricultural sciences (CADET) of the Universidad Central del Ecuador
UCE, parish of Tumbaco, área of La Morita, an essay to evalúate rooting of thorn-less
blackberry cuttings was carried outs using two study factors:: naphthaleneacetic acid
(NAA), indole-butyric acid (IBA) at 1000 ppm and three different immersion times (5,
10 and 15 minutes). Factorial design was A X B + 1, with seven treatments and four
repetitions. The best treatment was using IBA and 15 minutes immersion time, the
variables were sprout and root length, dry weight at 60 days with valúes of: 0.14 cm,
6.55 cm and 70.78 mg accordingly; apprehension percentage was of 57.85 %. Unit cost
reached 3.94 dollars and offers no profitability, but if the apprehension effectiveness
projects towards 70 %, or towards amount of seedlings, unit cost can go from 1.06 to
0.71 dollars accordingly and thus becoming profítable.
KEYWORDS: HORMONES, THORN-LESS BLACKBERRY, APPREHENSION.
CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original document inSpanish.
O,"._ ó-
Silvia Donoso AcostaCertified TranslatorID..-0601890544
1. INTRODUCCIÓN
En Ecuador, se estima existe una superficie aproximada de 5 247 ha de mora, cultivada por 15 000
pequeños productores, quienes la tienen como rubro principal dentro de un sistema de producción
de la finca, y dependen económicamente de este frutal, por lo que el cultivo ha incrementado la
producción en los últimos años, pasando de 4 480 t en el año 2000 a 12 603 t en el 2009; de igual
forma, en el mismo período de tiempo los rendimientos promedio anuales se han aumentado de
1,93 t ha-1
a 4,73 t ha-1
(SICA, 2002).
La mora se encuentra distribuida en Ecuador principalmente en las provincias de: Tungurahua,
Azuay, Cotopaxi, Bolívar, Chimborazo, Pichincha, Imbabura y Carchi, siendo la primera la
principal zona de producción de mora de castilla con 70% de superficie (3673 ha), y con
rendimiento por hectárea de 5,45 t (INIAP, 2010).
En Ecuador la variedad con mayor importancia comercial y mayor aceptación por parte de los
agricultores y consumidores, es la mora de castilla, con el 98% de superficie sembrada (Martínez,
2007).
En el país existe la variedad de mora sin espinas andina (Rubus glaucus Benth) INIAP
ANDIMORA - 2013, y tres accesiones sin espinas de origen colombiano. Estas provienen del plan
de mejoramiento de mora del INIAP que con el empleo de marcadores micro satélites ISSR donde
se determinaron accesiones duplicadas y luego caracterizadas con marcadores AFLPs en el que se
distinguieron dos grupos A y B, el primero, compuesto por accesiones cultivadas, y el segundo
integrado por especies silvestres; el grupo A, se subdividió en dos subgrupos denominados C1 y
C2. El C1 incluye a tres accesiones sin espinas de origen colombiano, y tres accesiones sin espinas
de origen ecuatoriano, entre las que se encontraba la accesión MA - 0100 que corresponde a la
variedad ANDIMORA; el C2 estuvo conformado por materiales cultivados ecuatorianos con
espinas (Garridos, 2009).
Sin embargo de los logros alcanzados en la producción hasta el 2009, la mora sin espinas registra
problemas de oferta de plantas en Ecuador, y en función de esta necesidad para aumentar la
propagación de Rubus glaucus Benth, se plantea explorar tecnologías que abaraten y estimulen el
uso de plantas obtenidas en los campos, y permitan mayor número, en menor tiempo y de mejor
calidad, además reducir los costos de producción por planta Sharma y Ahuja (2004).
Los métodos actuales de propagación asexual (estacas, acodos, meristemos, tejidos, etc.), para la
producción de plántulas de mora de castilla sin espinas, presentan bajas tasas de enraizamiento; y
mucho tiempo para obtener plantas listas para el campo. Las plantas producidas mediante las
metodologías de propagación asexual, presentan un alto porcentaje de mortalidad al trasplante,
debido a la baja calidad fitosanitaria y un sistema radicular débil; además existe heterogeneidad
entre plantas, para ello hay que hacer una selección de plantas madres (Vásquez, 2008).
Existe desconocimiento por parte de los viveristas sobre la propagación vegetativa por estaca de
mora de castilla sin espinas, el uso de fitohormonas para enraizamiento y por lo tanto la obtención
de plántulas se ve afectada por la larga duración del periodo de enraizamiento; por lo que es
2
necesario determinar la metodología adecuada y el tipo de auxina apropiada para obtener plantas de
calidad (Salazar y Erazo, 1983).
Ante esto se plantea esta investigación de propagación por estacas de mora de castilla sin espinas,
por ser la forma más recomendada para propagar plantas de mora de manera asexual, porque
garantizan la calidad genética de los clones a partir de una planta madre seleccionada (Salazar y
Erazo, 1983).
La propagación sexual es poco utilizada, por el largo tiempo que la semilla requiere para la
germinación y por un mayor periodo hasta la producción (Vásquez, 2008). Además de que existe
variabilidad genética y la mora es una planta parcialmente auto estéril lo que requiere de la
polinización entomófila, para producir más y mejores frutos. La reproducción sexual es más
utilizada con fines de investigación como cruzamientos, evaluar progenies etc. (Garridos, 2009).
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. Objetivo General
Evaluar tres tiempos de inmersión, utilizando dos hormonas, en estacas para la
propagación de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).
1.1.2. Objetivos Específicos
Establecer el mejor tiempo de inmersión en estacas de mora de castilla sin espinas.
Determinar el tipo de hormona que influye para el tiempo de enraizamiento de estacas de
mora de castilla sin espinas.
Determinar el porcentaje de prendimiento en estacas sin brotes.
Realizar el análisis financiero del mejor tratamiento en mora de castilla sin espinas.
3
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. GENERALIDADES DEL CULTIVO DE MORA
2.1.1. Origen
La mora es originaria de las estribaciones de la cordillera de los Andes de Ecuador y Colombia;
también se encuentra en las zonas altas de Panamá, Costa Rica, Honduras, Guatemala, México.
Existen especies de mora en todo el mundo excepto en las zonas desérticas (Rosero, 2005).
Farinango (2010). Manifiesta que la Mora de Castilla (Rubus glaucus Benth), fue descubierta por
Hartw y descrita por Benth. Es originaria de las zonas altas tropicales de América principalmente
Colombia, Ecuador, Panamá, Guatemala, Honduras, México y El Salvador. Sin embargo, Calzada
(1993), indica que, las moras son nativas de Asia, Europa, norte y sur de América. Pero, las moras
encontradas en cada región son nativas de las mismas.
La variedad de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth) INIAP ANDIMORA (Mora
Andina) - 2013, proviene de una mutación de semilla sexual de mora de castilla con espinas,
identificada en los semilleros de los segregantes donde se buscaba ampliar la variabilidad genética
como parte del programa de mejoramiento en esta especie, misma que se identificó y seleccionó en
Píllaro - San Miguelito, Tungurahua en el año 2007 (INIAP, 2013).
Las plantas sin espinas fueron evaluadas, multiplicadas y distribuidas a diferentes localidades de la
provincia del Tungurahua para observar su comportamiento agronómico y la permanencia de la
característica de la ausencia de espinas (INIAP, 2013). La variedad de mora sin espinas (Rubus
glaucus Benth) INIAP ANDIMORA-2013 proviene de una mutación de semilla sexual de
mora de castilla con espinas, planta de origen andino, nativa de climas fríos y moderados
de los Andes ecuatorianos y colombianos.
Según Guerrero (2010) la variedad de mora de castilla sin espinas se obtuvo después de tres años
de investigaciones en mejoramiento genético, realizadas por técnicos e investigadores del Programa
Nacional de Fruticultura del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias,
INIAP. El estudio se realizó mediante la identificación y selección de materiales de mora de castilla
que tienen como característica relevante no tener espinas.
2.1.2. Características de mora de castilla sin espinas variedad INIAP Andimora-2013
La mora de castilla sin espinas es muy notable por su capacidad productiva, pues se pueden obtener
rendimientos promedio de 18.20 – 18.54 ton· ha-1
por año, otra característica es su ausencia de
espinas en los tallos, misma que facilita las labores de cosecha y poda del cultivo, y que es una
demanda del productor (INIAP, 2013).
4
Cuadro 1. Características morfológicas de la variedad de mora INIAP ANDIMORA-2013
DESCRIPTORES DATOS MORFOLÓGICOS
Forma de tallo Cilíndricos
Diámetro del tallo principal 0.7 – 1.4
Nº yemas por ramas 40 – 50
Color yemas Verde café
Diámetro de yema 0.51 – 0.90
Longitud de yema 0.6 – 1.1
Tamaño de la yema Mediano
Forma de foliolo Ovado elíptico
Color hoja Verde obscure
Fuente: Proaño y Martínez (2008)
Cuadro 2. Características agronómicas de la variedad de mora INIAP ANDIMORA-2013.
CARÁCTER DESCRIPCIÓN
Rango de adaptación msnm 2810 – 2950
Hábito de crecimiento Semi-erecto
Altura de planta m 2
Días plantación inicio floración (d) 210 – 220
Rendimiento kg / planta / año 10 – 16
Fuente: INIAP (2011); Proaño y Martínez (2008).
2.2. TAXONOMÍA DE LA MORA
La clasificación botánica de la mora de castilla (Rubus glaucus Benth) según Montalvo (2010) es la
siguiente:
Reino: Plantae
División: Antofita
Clase: Magnoliophyta
Subclase: Magnoliopsida
Orden: Rosales
Familia: Rosaceae
Género: Rubus
Especie: Glaucus
2.3. REQUERIMIENTOS AGROCLIMÁTICOS
Altitud.- La mora puede crecer entre alturas de 1500 y 3000 m.s.n.m., presentando una buena
producción de frutos, no es recomendable sembrar a altitudes mayores cuando el cultivo es a la
intemperie, pues la mora es susceptible a las heladas. Se considera que el cultivo presenta su
mayor potencial productivo en altitudes entre los 2000 y 2300 m.s.n.m., donde es menos
susceptible a enfermedades (Angulo, 2003).
5
Temperatura.- La mora se desarrolla a temperaturas comprendidas entre los 10 y 18º C y la
humedad relativa no debe sobrepasar el 90% para evitar problemas fitosanitarios (Angulo,
2003).
Precipitación.- La precipitación anual está entre 1400 y 2300 mm (Angulo, 2003).
Suelos.- La planta presenta un buen desarrollo en suelos francos, profundos ya que las raíces
pueden crecer hasta un metro, también se requiere que el suelo tenga una buena capacidad de
retención de la humedad para que ocurra un crecimiento constante de la planta. Los suelos
apropiados deben tener un buen contenido de materia orgánica, además de un pH entre 5,5 y
6,5 Castro y Cerdas (2005).
El suelo franco arenoso, arcillo arenoso o ligeramente arenoso, es el mejor para formar las
platabandas, las mismas que pueden tener las siguientes dimensiones: 1,20 metros de ancho; 10
centímetros de alto sobre el suelo; y, 25 a 30 metros de largo.
(Rosero, 2005). Reporta que la mora es exigente en suelos, prefiere suelos con alto contenidos de
materia orgánica, bien drenados pero al mismo tiempo deben ser capaces de retener el agua. Los
suelos de tipo franco son los recomendados. El pH varía alrededor de 5.2 siendo 5.7 el óptimo.
El suelo recomendado debe mantener una relación de Ca: Mg: K: 2:2:1 ya que junto con el Boro
son responsables de una mayor o menor resistencia a las enfermedades (Rosero, 2005).
2.4. BOTÁNICA DE LA MORA
Es una planta de vegetación perenne, arbustiva semi-erecta, conformada por varios tallos espinosos
que pueden crecer hasta tres metros. Las hojas tienen tres foliolos, ovoides de 3 a 5 centímetros de
largo (INIAP, 2007).
2.4.1. Raíz
La mora presenta una raíz fasciculada donde las raíces primarias se forman a partir de la corona
que está en la base de la planta y que también da origen a gran número de tallos. Estas raíces se
distribuyen en los primeros 30 cm o 50 cm de profundidad (dependiendo: del tipo de suelo,
disponibilidad de nutrientes, humedad y temperatura) proporcionando sostén a la planta. Otra
característica importante es que las raíces junto con los tallos subterráneos presentan yemas que
favorecen a la reproducción asexual Castro y Cerdas (2005).
2.4.2. Tallo
Los tallos forman macollos, son de color crema y tienen espinas aunque éstas se presentan más
tenues en las variedades de mora sin espinas. Los tallos crecen durante el primer año y
posteriormente florecen y producen fruto (desarrollo bianual). En muchas especies los tallos a
medida que crecen se van arqueando hasta llegar al suelo en donde producen raíces en ápices y
entrenudos, surgiendo una propagación vegetativa natural similar a los acodos. La corona se
desarrolla en la base de la planta y es desde donde se originan los tallos primarios de donde se
desprenden ramas primarias, secundarias y terciarias y también las raíces Castro y Cerdas (2005).
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2.4.3. Ramas
En las plantas de mora es posible distinguir tres tipos de ramas: ramas látigo, ramas vegetativas y
ramas productivas. Las primeras tienen un diámetro y hojas más pequeñas; las ramas vegetativas
son gruesas por lo general con muchas espinas y en la punta tienen hojas cerradas; mientras que las
ramas productivas tienen un porte intermedio entre los látigos y las ramas vegetativas y se
identifican principalmente porque las hojas en su punta son abiertas y además por su crecimiento
vertical Franco y Giraldo (1998).
2.5. MÉTODOS DE PROPAGACIÓN
2.5.1. Reproducción Sexual
La reproducción sexual no es muy utilizada por varias razones: en primer lugar las semillas tienen
un porcentaje de germinación bajo; adicionalmente se producen plantas con mucha variabilidad, el
tiempo para conseguir una planta nueva por semilla es muy prolongado, mientras que asexualmente
se pueden seleccionar plantas madre con buenas características que se mantengan en la progenie.
Esta etapa puede tardar entre 10 y 30 días y posteriormente se pasarán a vivero por un periodo
aproximado entre 45 y 60 días Castro y Cerdas (2005).
Por otro lado (CORPOICA, 2006) afirma que la propagación sexual se realiza a partir de semilla y
aunque es el menos utilizado por los agricultores, permite obtener plantas con una mayor vida
productiva. Sin embargo, presenta diversos inconvenientes para el agricultor como son: pocas
semillas viables, debido a problemas de auto incompatibilidad en el polen, cultivos altamente no
uniformes, lento crecimiento y desarrollo de las plantas.
2.5.2. Reproducción Asexual
La propagación vegetativa es la reproducción de una planta a partir de una célula, un tejido, un
órgano (raíces, tallos, ramas, hojas); partes de una planta pueden dar origen a otra de iguales
características, dependiendo de condiciones como: luz, temperatura, humedad, nutrientes, sanidad;
esto se debe a que muchas de las células de los tejidos vegetales, mantienen la potencialidad de
multiplicarse, de diferenciarse y dar origen a diversas estructuras como tallos y raíces
(CORPOICA, 2006).
Entre los principales métodos de reproducción asexual tenemos: el acodo rastrero, el acodo de
punta y por estacas.
Acodo rastrero
Franco y Giraldo (1998) manifiestan que se realiza en plantas de tallos largos, para lo cual se
escogen ramas de buenas características, se tiende en el suelo sin arrancar de la planta madre, se
tapa con tierra cada 25 cm y se sostiene con estacas. De la sección de la rama tapada con tierra
nacen raíces, y a los tres meses están listas las nuevas plantas. Esta rama debe tener una longitud de
1.5 a 2.5 metros. De una rama se pueden obtener de tres a cuatro acodos e igual número de plantas.
Después de 30 a 40 días estos acodos se separan de la planta madre y se mantienen por 15 a 30 días
más, para que se encuentren listos para el trasplante definitivo. Con este método se pueden obtener
de tres a cinco plantas por rama.
7
.
Acodo de punta
Franco y Giraldo (1998), menciona que el sistema de acodamiento, consiste en provocar la
formación de raíces a un tallo unido aún a la planta madre. El primer paso es seleccionar una rama
vegetativa (delgada); puede ser un tallo que proviene de la base de la planta, vigorosa, tierna, con
hojas terminales juntas y cuyo diámetro sea mayor al de un lápiz. Este procedimiento se realiza
enterrando su extremo, de 5 a 7 centímetros, dentro de una bolsa con tierra, teniendo cuidado de
mantenerla con buena humedad, después de 30 o 40 días, las raíces ya deben haber aparecido y se
han generado de dos a tres pares de hojas pequeñas en el acodo, en este momento se debe cortar la
nueva planta entre 30 y 50 centímetros desde la base, dependiendo de la distancia a la cual se
trasplantará.
Estacas
La propagación por estacas consiste en cortar secciones de tallo de 35 cm de longitud de tallos
vigorosos, con un diámetro aproximado de 1 cm y debe tener entre 3 a 4 yemas. La estaca es
directamente plantada en una funda con sustrato, utilizando hormonas para enraizamiento. Se
obtendrá la planta lista para trasplante en 60 días aproximadamente (Franco y Giraldo, 1998).
De una planta de buenas características, sana, robusta y de alta producción; se escogen las mejores
ramas para obtener las estacas. Estas pueden ser de madera dura que son ramas que ya han
producido sus frutos, son muy vigorosas y se desarrollan en pleno sol; los que proceden de tallos
jóvenes no garantizan un buen prendimiento. Los tallos intermedios o semiduros son los más
apropiados para propagar, del material disponible se eliminan las hojas y se procede a cortar
estacas de 20 a 30 cm con dos a cuatro yemas. Las ramas deben ser del grosor de un lápiz como
mínimo (Cauca y Peña, 1997).
Para facilitar el enraizamiento se pueden aplicar hormonas en la parte inferior de la estaca, para
posteriormente plantarlas en fundas o platabandas para su prendimiento. En este proceso es
necesario mantener la humedad suficiente y el control de malezas. A los cuatro o seis meses
obtendremos gran cantidad de plantas con las características de la planta madre (Cauca y Peña,
1997).
La longitud y diámetro de las estacas a usar es variable y depende de la especie que se desea
producir. Lo más relevante del tamaño de la estaca, es que según lo determine el patrón de las
longitudes del entrenudo, está estrechamente correlacionada con el porcentaje de estacas
enraizadas, las estacas de la parte apical son las más largas y tienen mejor enraizamiento; sin
embargo si todas las estacas se cortan a la misma longitud, las basales enraízan mejor (Leakey,
1985).
Según Bañon (2002). Afirma que la obtención de un sistema radicular de mayor peso seco, por lo
tanto de mayor desarrollo, está relacionado con el peso seco de la estaca utilizada; lo que en
principio hace pensar utilizar aquellas de mayor grosor.
Probablemente esto se debe al mayor contenido de sustancias de reserva de la estaca, las que
intervienen en el proceso de formación de raíces. El tamaño del sistema radicular formado está
relacionado con la longitud y el diámetro del mismo, es un factor determinante en el proceso de
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enraizamiento; se consigue mejor respuesta de arraigue en las estacas de mayor grosor y longitud;
muchas plantas enraízan fácilmente con estas dimensiones, sin embargo, esto es un inconveniente
si se tiene escaso material vegetativo (Díaz, 1991)
En la propagación vegetativa de especies forestales, Mesen (1998) indica que, las estacas de 3 a 6
cm son apropiadas con diámetros de 3 a 6 mm, dentro de este rango las estacas más gruesas son
preferibles, normalmente los entrenudos son suficientemente largos para permitir estacas con la
longitud recomendada. Se deben evitar estacas de menos de 3 cm de longitud.
Está probado que el enraizamiento aumenta con pH de 6.5 - 7.0, e incrementos del porcentaje de
calcio y en un medio de enraizamiento (Longman, 1993).
Sin embargo, para facilitar la extracción se recomienda sustratos porosos como arena de rio, grava
fina, aserrín descompuesto, se puede usar mezclas de estos materiales con tierra o turba (Soudre,
2008).
En consecuencia, el medio de enraizamiento no solo es importante por ser el lugar donde se
iniciarán y formarán las raíces adventicias, sino también, porque provee de condiciones de
humedad, aire y oscuridad necesaria para facilitar su desarrollo.
Estacas de madera semidura
Generalmente, estas estacas son obtenidas de especies leñosas, siempre verdes y de hoja ancha,
enraízan más fácilmente que las herbáceas, pero demoran más que éstas; es conveniente
cosecharlos justo después de que ha ocurrido un período de crecimiento y la madera es
prácticamente madura (Hartmann y Kester, 1995).
Las estacas de madera semidura deberán tener de 7.5 a 15 cm de longitud reteniendo las hojas en la
parte superior, si las hojas son muy grandes deben reducirse para disminuir la perdida de agua y
permitir menor espaciamiento en las camas de cultivo; es más frecuente que usen las puntas de las
ramas para hacer estacas pero las partes basales del tallo también enraízan; en cuanto al corte basal,
se realiza éste, debajo de un nudo; comercialmente se les hace enraizar bajo aspersiones de niebla
intermitentes o en climas fríos y húmedos (Hartmann y Kester, 1995).
Estacas de hoja
En relación a estacas de hojas, se debe dar esa denominación a las estacas constituidas
exclusivamente por una hoja completa o partes de esta. Solo un número limitado de especies de
plantas pueden ser propagados por estacas de hoja, por ejemplo las hojas largas ensiformes, se
cortan en secciones de 8 a 10 cm y se entierran hasta tres cuartas partes de su longitud en arena y
después de un tiempo se forma una nueva planta en la base de la hoja, desintegrándose la estaca
original (Hartmann y Kester, 1995).
Estacas de hojas con yema
Constan de un limbo de hoja, un peciolo y un pedazo corto de tallo, con la yema axilar adherida,
tienen un valor particular en las plantas capaces de iniciar el enraizamiento, aunque no a los brotes
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a partir de hojas separadas y resultan también valioso cuando se desea lograr una propagación
rápida, ya que uno de los nudos puede servir de estaca (Weaver, 2001).
Dentro de las especies que se inician con facilidad por estacas de hoja con yema están, la
zarzamora, así como también muchos arbustos tropicales y la mayoría de las plantas herbáceas de
invernadero que de ordinario se propagan por estacas de tallo (Hartmann y Kester, 1995).
Las estacas de hojas con yema son apreciables cuando el material de propagación es escaso debido
a que con la misma cantidad de material materno se puede obtener el doble de nuevas plantas que si
se hicieran de estacas de tallos. Cada nudo puede ser usado como una estaca (Hartmann y Kester,
1995).
En plantas con hojas opuestas de cada nudo pueden obtenerse dos estacas de hoja con yema. Las
estacas de hoja con yema se obtienen mejor de material que tengan yemas bien desarrolladas y
hojas sanas que están creciendo activamente (Hartmann y Kester, 1995).
El tratamiento de las superficies cortadas con alguna de las sustancias que estimule el
enraizamiento debe ayudar a la producción de raíces. Las estacas se insertan en el medio de
enraizamiento, colocando la yema a una profundidad de 1.5 a 2.5 cm. (Hartmann y Kester, 1995).
La humedad relativa es esencial y el calor en el fondo conveniente para lograr un enraizamiento
rápido; Es evidente entonces, que este tipo de material, es sumamente importante cuando se
dispone de escaso material vegetativo, pero se debe contar con ambientes y equipos especiales para
el enraizado (Hartmann y Kester, 1995).
2.5.2.1. Ventajas de la propagación por estaca:
Calderón 1990 citado por Sepúlveda (2004); menciona dentro de las ventajas de la propagación por
estacas los siguientes:
Simplicidad del procedimiento.
Absoluta homogeneidad en todos los árboles obtenidos.
Obtención de un gran número de árboles a partir de una sola planta madre.
Cultivos más cortos debido a la rapidez de esta técnica.
Ausencia de problemas de incompatibilidad entre dos partes vegetativas.
Perfecta conservación de las características clonales.
Necesidad de poco espacio.
Se evita la dependencia hacia el uso de semillas.
Es posible lograr un control preciso del parentesco.
López y Carazo (2005). Agrega que la ventaja de la propagación por estacas en relación con la
propagación por injerto, es la confiabilidad de la replicación genética de la planta madre; con esta
técnica podemos obtener nuevas plantas a partir de estacas con las características genéticas
idénticas a las plantas madres. Generalmente se debe realizar con la finalidad de instalar “jardines
clonales”, es decir, propagar las mejores plantas y sembrarlas en un lugar determinado para
promover el cruzamiento entre ellas y así poder tener mejores semillas y por ende mejores plantas.
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2.6. SUSTRATOS
Se define como sustrato, cualquier material sólido diferente del suelo de origen natural, de síntesis
o residual, mineral u orgánico, usado como soporte para el sistema radical, entre los que se
destacan los que se componen de mezclas en variados porcentajes del suelo, turba, arena, compost,
vermiculita, perlita, fibra de coco, entre otros (Gallardo, 2001).
Aunque no existe un sustrato ideal que cubra totalmente las exigencias de las plántulas, los criterios
para seleccionar los materiales o las diferentes mezclas, deben considerarse las siguientes
características:
• Disponibilidad del material en el mercado.
• Facilidad de manipulación y de mantenimiento de características adecuadas al humedecerse.
• Buen precio del material y de la preparación.
• Su estabilidad a través del tiempo y la posibilidad de reutilización (en cultivos).
• Características físicas adecuadas de tamaño de partículas, la porosidad y la retención de humedad.
• Características químicas como el pH, la salinidad y el contenido de nutrientes, adecuadas para el
crecimiento de las plántulas o estacas. Ninguno de los soportes puede contener metales pesados, ni
debe presentar contaminación con residuos de agroquímicos (plaguicidas, fertilizantes de síntesis
en exceso), hidrocarburos u otro tipo de contaminantes.
• Características biológicas: los sustratos deben estar libres de patógenos (bacterias, hongos,
actinomicetos, nematodos, etc.), insectos y semillas de malezas.
• En caso de su utilización en mezcla, deben ser fáciles de manipular y/o almacenar.
• Deben resistir los cambios del ambiente, tanto físicos como químicos.
2.6.1. Desinfección del sustrato
Enmarcados en la tendencia actual de producción limpia, que implica el menor uso de
agroquímicos, el método de desinfestación de suelo recomendado es la solarización húmeda, ya
que utiliza la energía calórica del sol, a través del cubrimiento del suelo húmedo con coberturas
plásticas bien selladas, que ayudan a incrementar la temperatura hasta el punto de que es capaz de
controlar organismos dañinos, como patógenos presentes en los sustratos, así como el control de
semillas de algunas plantas no deseadas en el cultivo (Jaramillo, Díaz, Sánchez, y Tamayo, 2006).
2.7. ETIOLACIÓN
La etiolación es el desarrollo de plantas o partes de las mismas en ausencia de luz, que tiene como
resultado hojas pequeñas no expandidas, brotes elongados y falta de clorofila, lo que da lugar a un
color blanco de los tejidos. En la práctica, los propagadores de plantas también usan el término de
etiolación para referirse a brotes de plantas madres forzadas a crecer bajo una fuerte sombra
(Hartmann y Kester, 1997).
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La etiolación de brotes aumenta la concentración interna de auxinas, disminuye la lignificación de
los tejidos, aumenta la acumulación de almidón en la región etiolada y disminuye el contenido de
co-factores negativos del enraizamiento, especialmente de AIA –oxidasa, la etiolación aumenta
considerablemente la sensibilidad del tallo a la auxina, asimismo, induce cambios anatómicos en
los tejidos del tallo que podrían incrementar la iniciación de primordios radicales, principalmente a
partir de células parenquimáticas indiferenciadas (Hartmann y Kester, 1997).
El tiempo requerido en ausencia de luz para que los brotes sean adecuadamente etiolados, es
variable. En promedio se ubica entre 3 y 8 semanas. En la mayoría de casos y para fines de
propagación, una vez que los brotes están totalmente etiolados, éstos son puestos en condiciones de
luz para desetiolarlos, manteniendo etiolada sólo la porción donde posteriormente tendrá lugar el
enraizamiento (Ernst, 1999).
2.7.1. Etiolación o etiolado
Desde hace mucho tiempo se sabe que la etiolación es sumamente eficaz para incrementar la
formación de raíces adventicias en tejidos de tallos. Los métodos de acodo, acodo aéreo y aporque
usados en la multiplicación de muchas plantas se basan en este principio. En la etiolación los
tejidos verdes (con cloroplastos) se modifican en tejidos sin cloroplastos, blancos y muy semejantes
a las raíces, esto se logra privando de luz a una parte o toda una planta. (Hartmann y Kester, 1995).
2.7.2. Sombreado, etiolación y aplicación de bandas
Para etiolar es preferible, entre el 95 al 98% de exclusión de luz, luego de esto se inicia el
crecimiento en la oscuridad hasta que los nuevos brotes tengan entre 5 a 7 cm. En este punto la
sombra se elimina progresivamente a lo largo de una semana. En el primer día de la remoción de la
sombra se inicia la con la colocación de bandas autoadhesivas negras o unos anillos de tejido tipo
Velcro (exclusión de luz localizada), la cinta aislante negra de electricidad también es útil. Estas
bandas mantienen el extremo basal del brote en una condición etiolada, zonas blanqueadas o
amarillas donde existe una concentración mayor de auxina endógena (Hartmann y Kester, 1995).
Para ejemplificar lo mencionado, se realizó un experimento de etiolación y posterior aplicación de
bandas en Hibiscus rosa-sinensis, concluyendo que la combinación de estos dos tratamientos,
incrementaron marcadamente el porcentaje de enraizamiento y el número de raíces de esta especie.
Por tanto; en las estacas que presentan dificultad de enraizamiento, es posible efectuar combinación
de técnicas especiales en las plantas madres como la etiolación y la aplicación de bandas, que
permitan blanquear los tejidos, concentrar auxinas y dotar de condiciones favorables a los brotes
para el arraigue más eficiente.
2.8. SUSTANCIAS REGULADORAS DEL CRECIMIENTO
Los reguladores de las plantas son compuestos orgánicos diferentes de los nutrientes, que en
pequeñas cantidades: fomentan, inhiben o modifican de alguna forma, cualquier proceso fisiológico
vegetal (Lira, 2007).
Para distinguir entre hormonas vegetales y sustancias reguladoras del crecimiento de las plantas,
puede decirse que todas las hormonas regulan el crecimiento; pero no todas las sustancias
reguladoras del crecimiento son hormonas (Hartman y Kester, 1991).
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2.8.1. Clasificación de las Fitohormonas
Weaver (2011) citado por Anchaly (2011) manifiesta que los reguladores de crecimiento, como las
auxinas, citoquininas, giberelinas, ácido abscísico y etileno, influyen en la formación de raíces; de
ellos, las auxinas son las que ejercen mayor efecto en la formación de raíces en los esquejes.
Los cinco grupos principales de hormonas y reguladores de crecimiento son, las auxinas,
citoquininas, giberelinas, ácido absicico y etileno ; no obstante, los dos primeros son los más
usados en la práctica de propagación por estacas (Rojas, García, y Alarcón, 2004).
2.8.1.1. Auxinas
La auxina es un término genérico que se aplica al grupo de compuestos caracterizados por su
capacidad para inducir la extensión de las células de los brotes. Son un grupo de sustancias
reguladoras que intervienen en una serie de actividades fisiológicas de las plantas tales como
crecimiento del tallo, inhibición de yemas laterales, abscisión de hojas y frutos y en la activación de
las células del cambium (Anchaly, 2011)
La formación de las auxinas se asocia con los tejidos en intensa división, especialmente en:
meristemos apicales de tallos y raíces, hojas jóvenes y frutos en desarrollo; también en hojas
maduras y ápices de raíces, aunque en menor proporción, además fueron encontradas en otras
partes de las plantas, a donde son movilizadas desde su sitio de síntesis por transporte polarizado
(Raisman y Gonzáles, 2007).
Las auxinas son esenciales en el proceso de enraizamiento, posiblemente porque estimulan la
síntesis de etileno, el cual a su vez favorece la emisión de raíces. El aumento en la capacidad de
enraizamiento de estacas tratadas con auxina, se atribuye a los efectos positivos de estas sobre la
división celular, unido al reconocido efecto de estas, de promover el transporte de carbohidratos y
cofactores foliares, hacia las regiones tratadas con auxinas; otro efecto de las auxinas sobre la
formación de raíces, radica en su capacidad de estimular la síntesis de ADN, lo cual resulta en una
mayor división celular (Ruíz y Mesen, 2010).
Algunas concentraciones de materiales que ocurren naturalmente, tienen una acción hormonal más
favorable que otras; dentro del grupo de reguladores del crecimiento. Las auxinas son las que
ejercen mayor efecto en la formación de raíces adventicias en estacas (Hartman y Kester, 1991).
Se ha confirmado muchas veces que la auxina natural o aplicada artificialmente, es un
requerimiento para la iniciación de raíces adventicias, ya sea exógena o endógena (Hartman y
Kester, 1991).
Posteriormente se demostró que él IBA y ANA aunque no sean de ocurrencia natural, eran aún más
efectivos para la formación de raíces adventicias en estacas, que el ácido indolacético de ocurrencia
natural.
Según la Unesco (2007) las auxinas sintéticas existentes son: Ácido indolbutírico (IBA), Ácido
naftalenacético (ANA), 2, 4 diclorofenoxiacético (2,4-D).
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Auxinas: La auxina fue la primera hormona que se descubrió en las plantas, intervienen en
actividades como el crecimiento del tallo, la formación de raíces, la inhibición de las yemas
laterales, la abscisión de las hojas y frutos y en la activación de las células del cambium (Hartmann
y Kester, 1995);
Estas sustancias se sintetizan en el ápice caulinar y son transportados basipetalmente desde el ápice
a las partes inferiores de la planta (Taíz y Zeiger, 2006).
Cabe mencionar, que el propósito de tratar con auxinas a las estacas es aumentar el porcentaje de
estacas que forman raíces, acelerar la iniciación de ellas, aumentar el número y calidad de las raíces
y mejorar la uniformidad del enraizamiento (Hartmann y Kester, 1995).
Dentro de los reguladores de crecimiento del tipo auxina que influyen en el enraizamiento tenemos:
el ácido indolacético (AIA), el ácido indolbutírico (AIB) y el ácido naftalenacético (ANA), sin
embargo, las dos últimas a menudo son más eficaces cuando se utilizan en combinación, que
cualquiera de ambos utilizados por separado (Weaver, 2001).
Ácido Naftalenacético (ANA)
Ácido naftalenacético (ANA): es obtenido por síntesis, tiene una gran actividad auxínica general y
rizógena. Es bastante estable y es ligeramente más toxico para la planta que el AIB. Su empleo es
más delicado, porque el margen entre el umbral de su actividad y el umbral de su toxicidad es más
pequeño (Leví, 1987)
Para (Noboa, 2011) indica que el ANA es un fitorregulador hormonal con actividad auxínica
horizontal, que ejerce su acción en forma análoga a otros compuestos homólogos, como el ácido
indolbutírico (AIB) y el ácido indolacético (AIA), pero con mayor versatilidad y eficiencia que
éstos; ya que estimula el metabolismo de la planta en diversos eventos fisiológicos, además del
enraizamiento, brindando mayor energía y vigor y presentando menores tasas de degradación.
ANA actúa estimulando la actividad fisiológica de la planta, sobre los puntos de crecimiento
activo en diferentes procesos; es un activador enzimático que afecta la división celular,
promoviendo la emisión radical en plantas por trasplantar o en plantas ya sembradas (Noboa,
2011).
Es un poderoso estimulante hormonal, diseñado para inducir la formación de un sistema radicular
más fuerte en una amplia gama de especies vegetales, es empleado para la propagación asexual por
medio de estacas, para el enraizamiento de acodos y esquejes y para estimular la formación de
macollos (Noboa, 2011).
Ácido Indolbutírico (IBA)
IBA es probablemente la mejor fitohormona vegetal para uso general, debido a que no es tóxico
para las plantas, en una amplia gama de concentraciones y es efectivo para estimular el
enraizamiento en un gran número de especies de plantas (Conesa, 2006).
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Es un compuesto hormonal muy común, utilizado para el enraizamiento de esquejes, que ha
demostrado su efecto promotor sobre la rizogénesis de esquejes de numerosas especies (Conesa,
2006).
El ácido indolbutírico (IBA) se utiliza para causar la formación de raíces aún más a menudo que
NAA o cualquier otra auxina (Hartmann y Kester, 1997).
Ácido indolbutírico (AIB).-Producto de síntesis, tiene una débil actividad auxinica en general pero
una excelente acción rizógena. Sin embargo, el AIB es probablemente el mejor material para uso
masivo debido a que no es toxico para las plantas en una amplia gama de concentraciones y es
efectivo para estimular el enraizamiento de un gran número de especies de plantas (Hartmann y
Kester, 1997).
La mayoría de las especies forestales enraízan bien con dosis de 0,2% a 0.3% de AIB, aunque
algunas pueden requerir dosis mayores o menores (Soudre, 2008).
2.9. FORMACIÓN DE RAÍCES ADVENTICIAS
Hartmann y Kester (1995) afirman que las plantas se pueden dividir en tres clases, respecto a la
iniciación de raíces adventicias:
1. Aquellas en que los tejidos proporcionan todas las diversas sustancias nativas, incluso
auxina. Cuando se hacen las estacas y se les coloca en condiciones ambientales adecuadas,
ocurre una rápida formación de raíces.
2. Aquella en que hay presentes amplias cantidades de cofactores de ocurrencia natural, pero
en que la auxina es limitante. Con la aplicación externa de auxina, el enraizamiento
aumenta grandemente.
3. Aquellas en que falta la actividad de una o más de los cofactores internos, aunque la auxina
natural puede o no estar presente en abundancia. Con la aplicación externa de auxina se
obtiene poca o ninguna respuesta
Asimismo, cualquier nutriente que esté presente en los procesos metabólicos, asociados a la
diferenciación y formación del sistema radicular es considerado esencial para la iniciación de
raíces; a modo de ejemplo, un contenido moderado de nitrógeno en los tejidos es mejor para lograr
un enraizamiento optimo; debe existir un equilibrio de bajo contenido de nitrógeno y alto contenido
de carbohidratos en la planta madre (Sadhu, 2005).
Sin embargo para que pueda efectuarse la iniciación de raíces, el nitrógeno es importante para la
síntesis de ácidos nucleicos y de proteínas, debajo de ese nivel mínimo de disponibilidad de
nitrógeno se detiene la iniciación de raíces; asimismo, la recolección de estacas para la propagación
debe realizarse en las mañanas cuando el material vegetal es turgente (Hartmann y Kester, 1995).
De acuerdo a Salvarrey (2008) las raíces adventicias son de dos tipos: las raíces preformadas y las
raíces de lesiones; las primeras se desarrollan naturalmente en los tallos o ramas, cuando todavía
están adheridas a la planta madre, pero que no emergen sino hasta después de que se corta la
porción del tallo; las raíces de lesiones se desarrollan, sólo después de que se ha hecho la estaca; es
una respuesta al efecto de lesión al preparar la misma.
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El proceso subsecuente de cicatrización y regeneración ocurre en tres pasos: primero; al morir las
células externas lesionadas, se forma una placa necrótica que sella la herida con un material
suberoso (suberina) y tapa el xilema con goma; esta placa protege las superficies cortadas de la
desecación; segundo; después de unos cuantos días, las células que están detrás de esa placa
empiezan a dividirse y se puede formar una capa de células de parénquima (callo); finalmente en
ciertas células próximas al cambium vascular y al floema se empieza a iniciar raíces adventicias.
(Hartmann y Kester, 1995).
Según Hartman y Kester (1991) manifiestan los cambios anatómicos que pueden observarse en el
tallo durante la iniciación de las raíces, pueden dividirse en cuatro etapas:
Desdiferenciación de células maduras específicas.
Formación de células iniciales de raíz en ciertas células cercanas a los haces vasculares, las
cuales se han vuelto meristemáticas por desdiferenciación.
Desarrollo subsecuente de estas células iniciales de raíces en primordios de raíces
organizados.
Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales hacia afuera a través del tejido de
tallo, más la formación de conexiones vasculares entre los primordios radicales y los
tejidos conductores de la propia estaca.
En plantas leñosas perennes, en las cuales hay una o más capas de xilema y floema secundarios, en
las estacas de tallo normalmente se originan células de parénquima vivientes, primordialmente en
el xilema secundario joven, pero a veces lo hacen de otros tejidos como los radios vasculares como:
el cambium, el floema, las lenticelas o la médula; por lo general, el origen y desarrollo de las raíces
adventicias se efectúa justamente fuera del núcleo central del tejido vascular al salir del tallo las
raíces adventicias han formado una cofia y los tejidos usuales de la raíz, así como las conexiones
vasculares completas, con el tallo de que se originan; las raíces adventicias usualmente se originan
dentro del tallo (endógenamente) y cerca del cilindro vascular, justo fuera del cambium (Hartman y
Kester, 1991).
El tiempo que tarda la diferenciación de las células iniciales de la raíz, después de la colocación de
las estacas en las camas de propagación, varía mucho; las células iniciales de las raíces,
preformadas o latentes generalmente permanecen en letargo, hasta que se hacen estacas de los
tallos y se colocan en condiciones ambientales favorables, para el desarrollo posterior y la
emergencia de los primordios, como raíces adventicias (Hartman y Kester, 1991).
Entre los diferentes procesos anatómicos y fisiológicos involucrados en la obtención de
enraizamiento a partir de estacas tenemos:
2.9.1. Formación del callo
Cuando una estaca se coloca en condiciones ambientales favorables para el enraizamiento, se
desarrolla cierta cantidad de callo en su extremo basal; el callo es una masa irregular de células
meristemáticas en varios estados de lignificación; el callo prolifera de células jóvenes que se
encuentran en la base de la estaca en la región del cambium vascular, aunque también pueden
contribuir células de la corteza y de la médula (Hartman y Kester, 1991).
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Con frecuencia las primeras raíces aparecen a través del callo, conduciendo a la creencia de que la
formación de callo es esencial para el enraizamiento; en la mayoría de las plantas, la formación del
callo y de las raíces son procesos independientes entre sí y cuando ocurren simultáneamente es
debido a su dependencia de condiciones internas y ambientales similares (Hartman y Kester, 1991).
2.9.2. Condiciones climáticas para el enraizamiento
Las condiciones ambientales son de gran importancia para aquellos cultivares de difícil
enraizamiento y la atención que se preste a ello, hace la diferencia entre el éxito y el fracaso de
obtener un enraizamiento satisfactorio (Hartman y Kester, 1991).
Humedad
Las estacas de mora como los acodos, enraízan con prontitud cuando el suelo tiene la suficiente
humedad que estimula el nacimiento de las raíces.
El ambiente donde se desarrollan las ramillas debe poseer una humedad saturada de un 99 o 100%,
para evitar la evapotranspiración y a la vez mantener la turgencia de las células de los tejidos
foliares; condiciones que se logran mediante el uso de sistemas de riego de nebulización,
dependiendo de las condiciones climáticas de la zona (Hernández, 2003).
Temperatura
La temperatura del suelo y del ambiente que predomina en el sector ayuda al desarrollo de las
raíces, aunque este factor puede regular el proceso natural cuando se presentan variaciones de
temperatura. El factor térmico cuando es “alto” acelera el crecimiento de las yemas en relación a
las raíces (Pedroza y Montes, 2008).
En días de fuerte insolación, será necesario proteger las platabandas improvisando alguna cubierta,
que bien puede ser con ramas, tamo, paja, o cualquier otro material que permita crear sombra.
La temperatura está relacionada tanto con el desarrollo vegetal de la planta, como con la floración y
la fructificación del cultivo; asimismo ejerce un efecto sobre la actividad de las raíces y de los
brotes, de manera que las bajas temperaturas disminuyen su actividad y las altas limitan la
capacidad de absorción (Pedroza y Montes, 2008).
Para el enraizamiento de estacas de la mayoría de las especies, son satisfactorias las temperaturas
diurnas de unos 21 a 27ºC, y las temperaturas nocturnas de 15ºC; aunque ciertas especies enraízan
mejor a temperaturas más bajas; temperaturas elevadas del aire tienden a estimular el desarrollo de
las yemas, con anticipación al desarrollo de raíces y aumenta la pérdida de agua por las hojas
(Hartman y Kester, 1991).
Iluminación
En todas las fases de crecimiento y desarrollo de las plantas, la luz es de importancia primordial
como fuente de energía para la fotosíntesis, en el enraizamiento de estacas; los productos de la
fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces. (Hartman y Kester,
1991).
17
Los efectos de la luz en el enraizamiento pueden deberse a: la intensidad, fotoperiodo (longitud del
día) y la cantidad de luz, esos efectos pueden ser ejercidos ya sean en las plantas madres de las que
se toma el material o en las estacas mismas, durante el proceso de enraizamiento (Hartman y
Kester, 1991).
Nebulización
En la propagación por medio de estacas, uno de los principales problemas es evitar que estas se
marchiten antes que formen las raíces; esto se logra manteniendo el aire circundante a las estacas, a
una humedad relativa elevada (Hartman y Kester, 1991).
Escobar (2011) afirma que, la nebulización es una técnica derivada de la humidificación, que opera
mediante controles automáticos, especialmente graduables que determinan: por una parte el
intervalo entre una aspersión y la siguiente, y por otra parte la duración de la aspersión; esta se
efectúa por medio del paso de agua a presión por boquillas atomizadoras de diversos tipos, siendo
mejores las de menor caudal, siempre que la mesa quede bien y uniformemente cubierta por la
niebla.
Esta nebulización ha de ser intermitente, para no mojar demasiado el sustrato y no bajar mucho la
temperatura de las estacas, ni las del medio; lo que resultará perjudicial, y así evitar la pérdida por
lavado de hojas de nutrientes orgánicos e inorgánicos necesarios para la iniciación radical
(Hartman y Kester, 1991)
2.9.3. Factores que influyen en el enraizamiento de las estacas
Se recomienda utilizar las ramas productivas de las plantas, sin embargo, en la práctica, los
productores emplean las ramas vegetativas por ser más vigorosas y para no reducir la producción
de fruta de la plantación existente (Martínez, 2007).
El suelo debe estar suelto y libre de malezas. La mejor técnica para obtener plantas vigorosas
consiste en el enraizamiento de una zona del tallo mientras la rama continúa adherida a la planta
madre. El desarrollo normal de una planta depende de la interacción de factores externos como:
luz, nutrientes, agua y temperatura, entre otros; como así mismo, de factores internos como las
hormonas vegetales o fitohormonas (Martínez, 2007).
El éxito de enraizamiento de estacas depende de: gran cantidad de factores relacionados con la
minimización del déficit hídrico, la optimización de la fotosíntesis durante el proceso de
propagación, utilización de sustratos adecuados y reguladores de crecimiento que favorezcan la
iniciación y desarrollo de las raíces (Ruíz y Mesen, 2010).
Existen varios factores internos como: el contenido de auxina, cofactores de enraizamiento y las
reservas de carbohidratos; que pueden influir en la iniciación de raíces de las estacas. Para
seleccionar el material vegetal es conveniente tomar las porciones basales de las ramas en las
mañanas, cuando el material vegetal está turgente; así tendrán el equilibrio de bajo contenido de
nitrógeno y alto contenido de carbohidratos, favorable para el buen enraizamiento; sin embargo,
para que pueda efectuarse la iniciación de formación de raíces, el nitrógeno es necesario para la
síntesis de ácidos nucleicos y de las proteínas (Hartman y Kester, 1991).
18
En plantas difíciles de enraizar, la edad de la planta madre puede ser un factor dominante en la
formación de las raíces; las estacas de tallo o de raíz tomadas en la fase de desarrollo juvenil del
crecimiento, forman con frecuencia nuevas raíces, con mayor facilidad que aquellas tomadas de
plantas que están en la fase adulta de su desarrollo, ya sean procedentes de semilla o propagadas
vegetativamente (Hartman y Kester, 1991).
La variabilidad en crecimiento y desarrollo en las fases juvenil y adulta, representan otro factor de
variación asociados a la propagación vegetativa, y es necesario que los propagadores reconozcan
esos factores para poder controlarlos; el desarrollo de la plántula durante su ciclo biológico se
efectúa en diferentes fases designadas como juveniles y adultas y separadas por una fase de
transición.
Según Hartman y Kester (1991) las fases pueden manifestarse en tres formas básicas:
El potencial para cambiar del crecimiento vegetativo a la madurez reproductiva, está
controlada en las puntas de las ramas (meristemas) que en la fase juvenil no tienen la
capacidad para iniciar flores, aun cuando se les proporcionen condiciones adecuadas para
inducir la floración.
Pueden ocurrir variaciones en caracteres morfológicos y fisiológicos específicos;
incluyendo forma de la hoja, vigor y presencia de espinas que están asociadas con
diferentes fases.
En las diferentes fases de las plantas, ocurren diferencias en la capacidad de sus partes para
regenerar ramas o raíces, siendo la regeneración más probable en la fase juvenil que en la
madura.
Hartaman y Kester (1991) expresan que, hay muchas posibilidades de escoger el tipo de material
vegetal a usar, se abarca desde las ramas terminales muy suculentas del crecimiento en curso, hasta
grandes estacas de madera dura de varios años de edad.
Para lograr un buen enraizamiento de las estacas con hojas, es esencial que éstas mantengan su
turgencia y que tengan un potencial de agua elevado (Hartman y Kester, 1991).
2.10. PLAGAS EN ESTACAS DE MORA
2.10.1. Plagas insectiles
Barrenador del tallo (Epialu ssp)
Síntomas: Producen agujeros en las ramas, luego se marchitan y mueren. Forman galerías o
túneles oscuros dentro de los tallos.
Manejo: Con poda y quema del material afectado, prácticas culturales adecuadas y oportunas.
(PROMUSTA, 1997).
Perla de tierra (Margarode sp.)
Síntomas: El daño principal es la destrucción de las raíces. Son escamas del orden Homóptera las
cuales tienen mayor presencia en suelos ácidos. Forma agallas y verrugas al chupar la sabia.
19
Produce clorosis y poco desarrollo radicular facilitando el volcamiento. Por lo general, su detección
es tardía.
Manejo: De acuerdo con experiencias de investigadores de CORPOICA (2008), la forma de
controlar este insecto es tratando el material de siembra con una mezcla de fungicida + insecticida.
El sitio de siembra se debe desinfectar inyectando furadan o basudín directamente al suelo. Según
experiencias de algunos agricultores, los suelos bajos en materia orgánica son más susceptibles. Se
debe mantener la zona de plateo muy limpia y ventilada.
2.10.2. Plagas patogénicas
Antracnosis (Glomerella singulata); (Colletotrichum sp):
Oleas, (2001), manifiesta que esta enfermedad produce pudrición en las ramas y en los tallos, no
importa el estado de desarrollo en que se encuentre la planta, el primer síntoma observado son
pequeñas manchas de color negro en los tallos, en todas las labores del cultivo se debe tener
cuidado de no herir el tallo ya que esto favorece su ataque, en las hojas se presentan manchas
pardas rodeadas de un aro púrpura.
Manejo ecológico: El manejo más recomendado para esta enfermedad es realizar las labores de
podas a tiempo cada 15 a 20 días, el buen control cultural y posterior quema de las partes afectadas,
disminuye el ataque del hongo si se mantiene la planta bien aireada con podas y un buen tutorado,
bajando así la humedad relativa. El control químico, se realiza con la aplicación alterna de
fungicidas cúpricos (Oleas, 2001).
Benomyl ha sido empleado para estimar el potencial de los compuestos benzimidazoles en el
control químico. Este método sencillo puede ser utilizado para una caracterización de poblaciones
locales de Colletotrichum asociadas con enfermedades particulares de antracnosis (Freeman, Katan,
y Shabi, 1998).
Muerte Descendente (Gloesporium sp):
Oleas, A (2001), menciona que el ataque se manifiesta a través de manchas grises de borde café
morado. La planta comienza a debilitarse de arriba hacia abajo, tornándose de color negro y seco.
Manejo: Todo el material que se encuentre afectado debe eliminarse y quemarse. Las aplicaciones
químicas con productos fungicidas a base de mancozeb o captan han mostrado buenos resultados.
Marchitez (Verticilium alboatrum).
Oleas, (2001), menciona que este hongo es vascular, ocasiona un amarillamiento de las hojas que
se caen posteriormente. La enfermedad se manifiesta en el tallo por manchas negras y un color
azuloso característico.
Manejo; De manera preventiva, con buen drenaje se puede evitar la presencia del hongo, el
proceso de reproducción vegetativa debe realizarse con sumo cuidado, ya que de esta manera
también puede ser transmitido. En casos extremos, donde se observa que la planta llega a tener
todos sus tallos azulosos, lo mejor es eliminarla y quemarla, desinfectando después el sitio con
fungicidas químicos u orgánicos (Oleas, 2001).
20
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. MATERIALES
3.1.1. Materiales de campo
Libreta de campo
Azadón
Pala
Madera
Vasos de polietileno
Tijeras de podar
Balde
Estilete
Guantes
Mascarilla
Sarán
Materiales de oficina
3.1.2. Materiales de laboratorio
Probeta de 100 ml
Ácido indolbutírico (IBA), concentración 1 000 ppm
Ácido naftalenacético (ANA), concentración 1 000 ppm.
Balanza analítica + - 0.0001 g de METTLER TOLEDO.
3.1.3. Productos químicos para desinfección de suelo, estacas y material
Metalaxil 10 %.
Yoduro de potasio
3.1.4. Material vegetativo
Estacas sin brotes de la parte media de las ramas.
3.2. MÉTODO
3.2.1. Ubicación general del experimento
Provincia: Pichincha
Cantón: Quito
Sitio: Campo Docente Experimental de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la
Universidad Central del Ecuador (CADET).
3.2.2. Ubicación geográfica del experimento
Altitud: 2465 m.s.n.m.
Latitud: 00º13´58´´S
Longitud: 78º23´30´´O
Coordenadas UTM: 17 M 7881949976120
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3.2.3. Condiciones ambientales del invernadero
Temperatura media anual: 25.7 °C
Humedad relativa: 73.9 %
Velocidad del viento: 2.5 m/s
3.2.4. Diseño Experimental
La investigación se realizó dentro de un experimento factorial A x B + 1 con dos factores en
estudio más un testigo, con cuatro repeticiones; se realizó el análisis estadístico y económico con el
fin de determinar el tratamiento más viable. Para el efecto, se utilizó el programa estadístico
Infostat/E versión estudiantil 2015.
Estos experimentos factoriales son arreglos de tratamientos que no son diseños experimentales sino
que son procedimientos estadísticos que necesariamente deben disponerse en un DCA, DBCA o
DCL; en estos experimentos factoriales es necesario que cada factor en estudio participe con varios
niveles; así, los tratamientos resultan de combinar los diferentes niveles de cada factor en estudio.
3.2.5. Unidades Experimentales
Número de tratamientos: 7
Número de estacas por tratamiento: 5
Número de repeticiones: 4
Número de estacas totales: 140
22
3.2.5.1. Ubicación de las unidades experimentales en el sitio experimental
3.2.5.2.
Gráfico 1: Croquis de la distribución de las unidades experimentales bajo invernadero
Rep. 4 Rep. 1 Rep. 3 Rep. 2
23
3.2.6. Factores en estudio
Hormonas
Tiempos de inmersión
Para el factor en estudio de hormonas se estudió dos tipos diferentes (ANA, IBA), mientras que
para tiempos de inmersión se estudió 3 niveles (5, 10 y 15 minutos)
Cuadro 3. Factores en estudio en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”
HORMONAS TIEMPOS
Ácido naftalenacético
(ANA)
5 minutos
Ácido indolbutírico (IBA) 10 minutos
15 minutos
3.2.7. Tratamientos
Cuadro 4. Codificación y descripción de los tratamientos en el estudio “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”
TRATAMIENTOS CODIFICACIÓN DESCRIPCIÓN
T1
T2
T3
T4
T5
T6
Testigo
e2h1t1
e2h1t2
e2h1t3
e2h2t1
e2h2t2
e2h2t3
e2
Estaca, hormona ANA, 5 minutos de inmersión.
Estaca, hormona ANA, 10 minutos de inmersión.
Estaca, hormona ANA, 15 minutos de inmersión.
Estaca, hormona IBA, 5 minutos de inmersión.
Estaca, hormona IBA, 10 minutos de inmersión.
Estaca, hormona IBA, 15 minutos de inmersión.
Estacas.
24
3.2.8. Variables en estudio
Longitud de brote a los 30 días
Se procedió a la medición de cada uno de los brotes de la estaca de todos los tratamientos para
posteriormente realizar un promedio (Anexo C, Cuadro 1) por tratamiento, la variable se evaluó a
los 30 días y su expresión fue en cm. Para la medición se utilizó regla de precisión. (Anexo D,
Cuadro 1)
Longitud de brote a los 60 días
Se procedió a la medición total de cada uno de los brotes de las estacas de todos los tratamientos
para posteriormente realizar un promedio por tratamiento, la variable se evaluó a los 60 días y su
expresión fue en cm, se utilizó regla de precisión. (Anexo E, cuadro 1)
Peso seco de raíces a los 60 días
El cálculo del peso seco de raíz se lo hizo en balanza analítica + - 0.0001 g de METTLER
TOLEDO del laboratorio de Producción animal de la Facultad de Ciencias Agrícola de la UCE, la
unidad se representó en mg. (Anexo A, cuadro 1) (Fotos 8 -11)
Longitud de raíz a los 60 días
Utilizando regla de precisión se midió la longitud de la raíz principal desde la base hasta el ápice de
la raíz de todas las estacas de los tratamientos, en cm. La variable se evaluó a los 60 días. (Anexo
B, cuadro 1)
Porcentaje de prendimiento
Para el cálculo del porcentaje de prendimiento se procedió a contar el número de estacas
eliminadas a los 60 días y luego utilizar la fórmula:
# estacas plantadas - # estacas eliminadas
% de prendimiento = X 100
# estacas plantadas
Análisis económico
Al finalizar el ensayo se procedió a calcular costos de producción y costos unitarios de producción
del ensayo, estos cálculos fueron valores experimentales. Sin embargo, si los costos unitarios
fueran altos, se procederá a proyectarlos, con el porcentaje de prendimiento óptimo o por la
cantidad de unidades producidas con el fin de obtener un costo unitario que sea rentable.
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3.2.9. Manejo Específico de la Investigación
Preparación y desinfección del sustrato
Los componentes del sustrato fueron: tierra negra, champiñonaza y pomina en una relación 2 -1 -1
respectivamente, para la desinfección del sustrato se aplicó captan (1g /l de agua), posteriormente
se procedió a cubrir con plástico negro con la finalidad de solarizar el sustrato. (Fotos 1, 3)
Recolección de estacas en campo
Puesto que esta fase es muy importante (70% depende de la estaca), se hizo una selección
minuciosa del material a recolectar, se obtuvieron estacas vigorosas, de diámetro 0.8 – 1 cm,
longitud 15 - 20 cm, de buena producción, bien desarrolladas libre de plagas y enfermedades,
aclimatadas a la región, de la parte intermedia de la planta madre y semimaduras. (Ver Foto 2)
El material genético fue estacas sin brote, se tomaron de la parte media de las ramas de mora de
castilla sin espinas de la Granja del señor Orlando Trujillo, ubicado en el mismo sector de la
Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central (Tumbaco, sector La Morita). La
variedad es ANDIMORA proveniente del INIAP sembrada en el año 2012.
La recolección se la realizó en un día fresco, sombreado a primeras horas de la mañana. Una vez
seleccionada la planta madre, se eligieron las ramas productivas de la parte media de la planta y se
procedió a cortar estacas con tres a cuatro yemas y alrededor de un centímetro de diámetro.
Tratamiento y desinfección de estacas
Después de la recolección de estacas se procedió a desinfectar las estacas de la siguiente manera:
- Ante todo se desinfecta la tijera con yodo al 10%.
- Sumergir las estacas durante media hora en: Previcur (IA: Propamocarb-HCl) 3 cc/litro.
- Dejar secar a la sombra durante 30 minutos.
Preparación y Aplicación de auxinas
Se preparó 500 ml de reguladores de crecimiento ANA e IBA en el laboratorio de Biotecnología de
la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE, a una concentración de 1000 ppm bajo los siguientes
cálculos:
1ppm = 1mg/l
1000 ppm = 1000 mg/l
1000 mg 1000 ml
X 500 ml
X = 500 mg
1g 1000 mg
X 500 mg
X = 0,5 g de auxina
26
Estos 0.5 g se diluyen en NaOH o Alcohol y luego se afora a 500 ml con agua destilada y ya
tenemos preparadas las auxinas ANA e IBA para sumergir las estacas a tres tiempos. Todo este
proceso tiene que ser realizado con gran asepsia. (Foto 4)
Plantación de estacas
Para la aplicación de la hormona se sumergió la base del material vegetal en la dilución de
hormona ANA o IBA de acuerdo a los tiempos planteados en el diseño del experimento (5,10 y 15
minutos respectivamente).
De inmediato se van plantando en el sustrato las estacas sin brote, arreglándolas por tratamientos y
repeticiones de acuerdo a la distribución al azar del experimento sobre una mesa previamente
instalada. (Foto 5, 6)
Etiolación
Las estacas plantadas se colocaron a la sombra y cubiertas con sarán (etioladas), con el propósito
de evitar la brotación inmediata, esto hace que la reserva de la estaca sirva para el enraizamiento en
la base de la estaca y no se agote en la brotación. ( Foto 7) Después de dos semanas se va retirando
paulatinamente el sarán porque va apareciendo la brotación verdadera como consecuencia del
enraizamiento inicial, que es lo que dará lugar a una nueva plántula. En el ápice de la estaca se
colocó pasta de glicerina y vitavax para evitar problemas de patógenos.
Cuidado de las estacas durante y después del enraizamiento
Humedad
El riego en este caso fue mínimo, una vez a la semana puesto que por permanecer a la sombra
transpira menos y progresivamente se aumenta a dos o tres riegos semanales.
Control fitosanitario
Para el manejo fitosanitario durante el enraizamiento y luego del mismo, se controló con la
utilización de tratamientos periódicos de fungicidas (cada 1 o 2 semanas, con Folped o Benomil),
de modo que se reduzca el ataque de patógenos, como hongos saprofitos sobre las estacas.
Durante el ensayo el problema más frecuente que se observó fue una necrosis en la base y ápice de
las estacas (Colletotrichum sp) que avanza progresivamente, muerte descendente, a pesar de los
controles fitosanitarios que se emplearon, la efectividad de estos controles para evitar esta
enfermedad no fue totalmente satisfactoria.
Iluminación
Debe tener: buena iluminación (nunca la luz del sol directa).
Temperatura
La temperatura promedio dentro del invernadero fue de 25 centígrados, se ensayó también con
temperaturas de 30 y 35 centígrados sin resultados, de igual manera las temperaturas bajas no
ayudaron al enraizamiento.
Principales Ensayos Adicionales
Experimento sin etiolar
Todas las estacas fueron colocadas indirectamente a la luz solar y dentro de un microtúnel
elaborado para este propósito y sellado de manera hermética con el fin de obligar a que la
27
transpiración que se dé dentro de este cree mayor humedad relativa y obligue a enraizar a la estaca.
Este ensayo dio resultado parcial porque como siempre hubo muerte descendente que rápidamente
contaminaron a otras estacas.
Experimento en túnel
Se realizaron platabandas en un túnel a temperatura de 37 grados, cubierto con sarán y con riego
constante. Este experimento no tuvo éxito pues la brotación de las yemas fue inmediata y ya no
ocurrió el enraizamiento por el agotamiento de las reservas de la estaca.
Experimento sin sustrato
Consiste en colocar estacas en papel toalla muy humedecida y luego sellada herméticamente en
funda de color negro y colocado de manera horizontal en un lugar obscuro. El resultado en 15 días
todas las estacas tuvieron raíces bien desarrolladas, sin embargo, no se puede asegurar esta
metodología porque se experimentó con pocas repeticiones y habría que determinarse con un
ensayo completo, con control de humedad porque luego se tienen que plantar a sustrato y evaluar
el desarrollo de la plántula.
Factor eliminado
Del primer nivel del factor en estudio que es yema con brote y estaca sin brote, se eliminó el
primero porque no obtuvimos valores; es decir, no hubo prendimiento se obtuvo más del 70 % de
valores en cero y de esta manera un factor no puede ser sometido a un análisis estadístico porque
los datos no son representativos para cálculo de promedios, puesto que no hubo prendimiento y
por lo tanto no puede realizarse análisis estadístico alguno, por ello lo conveniente es eliminar este
factor. De igual manera los datos en el campo no fueron favorables porque no dan ningún tipo de
información y por lo tanto es preferible no tomarlos en cuenta.
28
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. PRUEBA DE NORMALIDAD
A continuación se detallan las pruebas de comprobación de la normalidad realizadas a las distintas
variables estudiadas. De manera general, la prueba de Shapiro - Wilks (Cuadro 5) y el gráfico del
Q-Q plot (Gráfico 2-5), indicaron que nuestros datos tienen una distribución normal; sin embargo,
para la longitud de brote final (longitud de brote a los 60 días) no se ajustó a la normalidad en los
datos por tener un valor disperso, pero se encuentra dentro de los rangos de normalidad.
Cuadro 5. Prueba de Shapiro – Wilks para las variables a 30 y 60 días en el experimento uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth).
Variable N Media D.E. W P*(Unilateral D)
RDUO_Longitud de brote 30 días 36 0.00 0.03 0.97 0.7665
RDUO_Longitud de brote 60 días 36 0.00 0.12 0.92 0.0683
RDUO_Peso de raíz 36 0.00 6.58 0.95 0.3989
RDUO_Longitud de raíz 36 0.00 0.61 0.94 0.1942
* P valor mayor de 0.05 indica normalidad para las variables estudiadas
Gráfico 2. Residuos vs Predichos para la variable longitud de brote a los 30 días en el experimento
uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth).
29
Gráfico 3. Residuos vs Predichos para la variable longitud de brote final a los 60 días en el
experimento uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth).
Gráfico 4. Residuos vs Predichos para la variable peso raíz a los 60 días en el experimento uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth).
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Gráfico 5. Residuos vs Predichos para la variable longitud de raíz a los 60 días en el experimento
uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth).
4.2. PORCENTAJE GENERAL DE PRENDIMIENTO DE ESTACAS A LOS 60
DÍAS
estacas plantadas - # estacas eliminadas
% de prendimiento = X 100
# estacas plantadas
140 - 59
% prendimiento = X 100
140
% prendimiento = 57.85%
4.3. PORCENTAJE DE ESTACAS ELIMINADAS
% estacas eliminadas = 100 % - % prendimiento
= 100 – 57.85
% estacas eliminadas = 42.14 %
31
4.4. PORCENTAJE DE PRENDIMIENTO DE ESTACAS TESTIGO
Estacas testigo elimin.
% prendimiento testigo = x 100
20
10
% prendimiento testigo = x 100
20
% prendimiento testigo = 50 %
El análisis del porcentaje de prendimiento de estacas sin brote de mora de castilla sin espinas,
resultó bajo (57.85 %). Esto pudo haberse debido a la baja resistencia que este material presenta en
condiciones de campo, en las que patógenos oportunistas causan tanto muerte descendente como
ascendente en las estacas plantadas.
De acuerdo a Sharma y Ahuja (2004), la mora de Castilla sin espinas presenta problemas de
productividad en el Ecuador, debido al uso de la propagación tradicional (semilla). La mora es
propagada por métodos vegetativos como: estacas y acodos; estos tipos de procesos pueden
facilitar el aparecimiento de plagas y enfermedades que afectan la calidad y cantidad de producción
y consecuentemente incrementan la pérdida económica para el productor.
LONGITUD DE BROTE A LOS 30 DÍAS
En el análisis de varianza (Cuadro 6) para longitud del brote a los 30 días, se presentaron
diferencias significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la
interacción hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 4.39%. Además el
ADEVA detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado
para el estudio de esta variable fue el adecuado.
Cuadro 6. Análisis de Varianza para la variable longitud de brote a los 30 días en el experimento
“Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas
(Rubus glaucus Benth)”.
F.V SC Gl CM F p-valor
Modelo 0.15 11 0.01 58.84 <0.0001
Hormona 0.09 2 0.05 198.54 <0.0001
Tiempo de inmersión
0.03 2 0.02 75.46 <0.0001
Repetición 2.90E-03 3 9.80E-04 4.25 0.0152
HxT* 0.02 4 5.00E-03 21.62 <0.0001
Error 0.01 24 2.30E-04
Total 0.15 35
R² R² Aj CV
0.96 0.95 4.39% * Interacción Tipo de hormona por Tiempo de inmersión
La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de brote a los 30
días (Cuadro 7), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de brote se
32
alcanzó con la Hormona 1 (ANA) donde se registró un valor de 0.039 cm. La respuesta más baja se
obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 0.028 cm.
Cuadro 7. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de brote a los 30 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tipo de Hormona Medias n E.E
H1 (ANA) 0.39 12 4.4E-03 A*
H2 (IBA) 0.37 12 4.49E-03 B M (Testigo) 0.28 12 4.4E-03 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de brote a
los 30 días (Cuadro 8), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de
brote se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un valor de 0.039 cm.
La respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de
0.031 cm.
Cuadro 8. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de brote a los
30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tiempo de inmersión Medias n E.E.
T3 (15 minutos) 0.39 12 4.4E-03 A*
T2 (10 minutos) 0.34 12 4.4E-03 B T1 (5 minutos) 0.31 12 4.4E-03 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 9, Gráfico 6), se observa que la
mayor longitud de brote (0.046 cm) se alcanzó con el tratamiento 3 (ANA + T3). Al analizar esta
variable, se determinó que su elongación puede ocurrir por la influencia de las hormonas existentes
en forma natural en las yemas y además por la aplicación externa de hormonas como ANA e IBA a
la base de la estaca. Este resultado concuerda con Anchaly (2011), quien menciona que las auxinas
(ANA e IBA) son un grupo de compuestos químicos que al aplicarlos de manera externa pueden
inducir la elongación de las células de los brotes en el cultivo de mora de castilla sin espinas.
33
Cuadro 9. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la
variable longitud de brote a los 30 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Tiempo Medias n E.E.
H1 (ANA) T3 (15 minutos) 0.46 4 0.01 A *
H2 (IBA) T3 (15 minutos) 0.42 4 0.01 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 0.38 4 0.01 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 0.37 4 0.01 C H1 (ANA) T1 (5 minutos) 0.34 4 0.01 C D H2 (IBA) T1 (5 minutos) 0.32 4 0.01 D M (TESTIGO) 0.28 4 0.01 E
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
Gráfico 6. Longitud de brote a los 30 días con hormona (ANA, IBA) y tiempo de inmersión (T1,
T2, T3) en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
4.5. LONGITUD DE BROTE A LOS 60 DÍAS
En el análisis de varianza (Cuadro 10) para longitud del brote a los 60 días, se presentaron
diferencias significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la
interacción hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 10.97 %. Además
el ANOVA detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado
para el estudio de esta variable fue el adecuado.
34
Cuadro 10. Análisis de la Varianza para la variable longitud de brote a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
F.V. SC gl CM F p-valor
Modelo. 0.15 11 0.01 58.84 <0.0001
Hormona 0.09 2 0.05 198.54 <0.0001
Tiempo de inmersión
0.03 2 0.02 75.46 <0.0001
Repetición 2.90E-03 3 9.80E-04 4.25 0.0152
HxT* 0.02 4 5.00E-03 21.62 <0.0001
Error 0.01 24 2.30E-04
Total 0.15 35
R² R² Aj CV
0.96 0.95 4.39% * Interacción Tipo de hormona por Tiempo de inmersión
La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de brote a los 60
días (Cuadro 11), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de brote se
alcanzó con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 0.103 cm. La respuesta más
baja se obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 0.059
cm.
Cuadro 11. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable longitud de brote a los 60 días en
el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tipo de Hormona Medias n E.E
H2 (IBA) 1.03 12 0.03 A*
H1 (ANA) 0.8 12 0.03 B
M (Testigo) 0.59 12 0.03 C
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de brote a
los 60 días (Cuadro 12), identificó dos rangos de significación. El mejor promedio de longitud de
brote se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de 0.099
cm. La menor respuesta se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de
0.071 cm.
35
Cuadro 12. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de brote a los
60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tiempo de inmersión Medias n E.E
T3 (15 minutos) 0.99 12 0.03 A * T2 (10 minutos) 0.76 12 0.03 B T1 (5 minutos) 0.71 12 0.03 B * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 13, Gráfico 7), se observa que la
mayor longitud de brote (0.14 cm) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta
variable, se determinó que su elongación puede ocurrir por la influencia de las hormonas existentes
en forma natural en las yemas y además por la aplicación externa de hormonas como ANA e IBA a
la base de la estaca nuevamente, este resultado concuerda con Anchaly (2011), quien menciona que
las auxinas (ANA e IBA) son un grupo de compuestos químicos que al aplicarlos de manera
externa pueden inducir la elongación de las células de los brotes en el cultivo de mora de castilla
sin espinas.
Cuadro 13. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la variable
longitud de brote a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E
H2 (IBA) T3 (15 minutos) 1.36 4 0.05 A * H1 (ANA) T3 (15 minutos) 1.03 4 0.05 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 0.94 4 0.05 B C H2 (IBA) T1 (5 minutos) 0.80 4 0.05 C D H1 (ANA) T2 (10 minutos) 0.77 4 0.05 C D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 0.75 4 0.05 C D M (TESTIGO) 0.59 4 0.05 D
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
36
Gráfico 7. Longitud de brote a los 60 días con hormona (ANA, IBA) y tiempo de inmersión (T1,
T2, T3) en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
4.6. PESO DE RAÍZ A LOS 60 DÍAS
El análisis de varianza (Cuadro 14) para peso de raíz a los 60 días, se presentaron diferencias
significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la interacción
hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 7.24 %. Además el ANOVA
detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado para el
estudio de esta variable fue el adecuado.
Cuadro 14. Análisis de Varianza para la variable peso de raíz a los 60 días en el experimento
“Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas
(Rubus glaucus Benth)”.
F.V. SC Gl CM F p-valor
Modelo. 17786.73 11 1616.98 303.19 <0.0001
Hormona 13926.3 2 6963.15 1305.61 <0.0001
Tiempo 2474.25 2 1237.12 231.96 <0.0001
Repeticiones 0.61 3 0.2 0.04 0.9897
H X T * 1385.57 4 346.39 64.95 <0.0001
Error 128 24 5.33
Total 17914.73 35
R² R² Aj CV
0.99 0.99 7.24% * Interacción Tipo de hormona por Tiempo de inmersión
37
La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable peso de raíz a los 60 días
(Cuadro 15), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de peso de raíz se alcanzó
con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 50.33 mg. La respuesta más baja se
obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 4.65 mg.
Cuadro 15. Prueba de Tukey al 5% para hormona en la variable peso de raíz a los 60 días en el
experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Medias n E.E
H2 (IBA) 50.33 12 0.67 A * H1 (ANA) 40.74 12 0.67 B M (TESTIGO) 4.65 12 0.67 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable peso de raíz a los
60 días (Cuadro 16), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de peso de raíz se
alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de 43.19 mg. La
respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un promedio de 23.51
mg.
Cuadro 16. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable peso de raíz a los 60
días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tiempo de inmersión Medias n E.E
T3 (15 minutos) 43.19 12 0.67 A * T2 (10 minutos) 29.03 12 0.67 B T1 (5 minutos) 23.51 12 0.67 C
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 17, Gráfico 8), se observa que el
mayor peso (70.78 mg) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta variable, se
determinó que su peso no puede ocurrir solo por la influencia externa de hormonas, ante esto
(Latsangue, Saéz, y Yánez, 2009) indican que, el peso de las raíces y su longitud originadas de las
estacas no dependen de la aplicación de hormonas, sino de otros factores influyentes en las raíces,
tales como el tipo de sustrato utilizado, el pH de este u otros, en el cultivo de mora de castilla sin
espinas. Además Bañon (2002), afirma que la obtención de un sistema radicular de mayor peso
seco, por lo tanto de mayor desarrollo, está relacionado con el peso seco de la estaca utilizada; lo
que en principio hace pensar utilizar aquellas de mayor grosor.
38
Cuadro 17. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión, en la
variable peso de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E.
H2 (IBA) T3 (15 minutos) 70.78 4 1.15 A * H1 (ANA) T3 (15 minutos) 54.15 4 1.15 B H2 (IBA) T2 (10 minutos) 44.30 4 1.15 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 38.13 4 1.15 D H2 (IBA) T1 (5 minutos) 35.93 4 1.15 D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 29.95 4 1.15 E M (TESTIGO) 4.65 4 1.15 F
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
Gráfico 8. Peso de raíz a los 60 días en hormona ANA e IBA con tiempos de inmersión T1, T2,
T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
4.7. LONGITUD DE RAÍZ A LOS 60 DÍAS
El análisis de varianza (Cuadro 18) para longitud de raíz a los 60 días, presentó diferencias
significativas para los factores en estudio hormona y tiempo de inmersión, y para la interacción
hormona por tiempo de inmersión. El coeficiente de variación fue de 6.17 %. Además el ANOVA
detectó diferencias estadísticas para repeticiones, lo que indica que el diseño empleado para el
estudio de esta variable fue el adecuado.
39
Cuadro 18. Análisis de Varianza para longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de
auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus
glaucus Benth)”.
F.V. SC Gl CM F p-valor
Modelo. 136.13 11 12.38 266.78 <0.0001
Hormona 100.94 2 50.47 1087.98 <0.0001
Tiempo de inmersión 23.11 2 11.56 249.11 <0.0001
Repeticiones 0.05 3 0.02 0.39 0.7618
H X T* 12.03 4 3.01 64.82 <0.0001
Error 1.11 24 0.05
Total 137.25 35
R² R² Aj CV.
0.99 0.99 6.17% * Interacción Tipo de hormona por Tiempo de inmersión
La prueba de Tukey al 5% para hormonas en el estudio de la variable longitud de raíz a los 60 días
(Cuadro 19), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de raíz se
alcanzó con la Hormona 2 (IBA) donde se registró un promedio de 5.08 cm. La respuesta más baja
se obtuvo con el testigo M (sin inmersión en hormona) donde se alcanzó un promedio de 1.18 cm.
Cuadro 19. Prueba de Tukey al 5 % para Hormona en la variable longitud de raíz a los 60 días en
el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Medias n E.E.
H2 (IBA) 5.08 12 0.06 A H1 (ANA) 4.23 12 0.06 B M (TESTIGO) 1.18 12 0.06 C * Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
La prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en el estudio de la variable longitud de raíz a
los 60 días (Cuadro 20), identificó tres rangos de significación. El mejor promedio de longitud de
raíz se alcanzó con el tiempo de inmersión 3 (15 minutos) donde se registró un promedio de
4.60cm. La respuesta más baja se obtuvo con el tiempo 1 (5 minutos) donde se alcanzó un
promedio de 2.73 cm.
Cuadro 20. Prueba de Tukey al 5% para tiempo de inmersión en la variable longitud de raíz a los
60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Tiempo de inmersión Medias n E.E.
T3 (15 minutos) 4.60 12 0.06 A * T2 (10 minutos) 3.14 12 0.06 B T1 (5 minutos) 2.73 12 0.06 C
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
En el análisis de la interacción de los factores en estudio (Cuadro 21, Gráfico 9), se observa que la
mayor longitud de raíz (6.55 cm) se alcanzó con el tratamiento 6 (IBA + T3). Al analizar esta
40
variable, se determinó que su longitud no puede ocurrir solo por la influencia externa de hormonas,
ante esto (Latsangue, Saéz, y Yánez, 2009) manifiestan que, la longitud de las raíces originadas de
las estacas no dependen de la aplicación de auxina, sino serian otros factores influyentes en las
raíces, tales como el tipo de sustrato utilizado, el pH de este u otros, en el cultivo de mora de
castilla sin espinas. También (Díaz, 1991) manifiesta que el tamaño del sistema radicular formado
está relacionado con la longitud y el diámetro del mismo, es un factor determinante en el proceso
de enraizamiento; se consigue mejor respuesta de arraigue en las estacas de mayor grosor y
longitud; muchas plantas enraízan fácilmente con estas dimensiones, sin embargo, esto es un
inconveniente si se tiene escaso material vegetativo.
Cuadro 21. Prueba de Tukey al 5% para la interacción hormona tiempo de inmersión en la
variable longitud de raíz a los 60 días en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
Hormona Tiempo de inmersión Medias n E.E.
H2 (IBA) T3 (15 minutos) 6.55 4 0.11 A H1 (ANA) T3 (15 minutos) 6.08 4 0.11 A H2 (IBA) T2 (10 minutos) 4.70 4 0.11 B H2 (IBA) T1 (5 minutos) 3.98 4 0.11 C H1 (ANA) T2 (10 minutos) 3.55 4 0.11 C D H1 (ANA) T1 (5 minutos) 3.05 4 0.11 D M (TESTIGO) 1.18 4 0.11 E
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes (p > 0.05)
Gráfico 9. Longitud de raíz a los 60 días con hormona ANA e IBA con tiempos de inmersión T1,
T2 y T3 en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora
de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
41
4.8. ANÁLISIS ECONÓMICO
Cuadro 22. Costos de producción con auxina ANA en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO
TOTAL
COSTO FIJO
MANO DE OBRA jornales 12 10 120
SUB TOTAL 1 120
COSTOS VARIABLES
SUSTRATOS
TIERRA NEGRA Carretilla 0,5 3 1,5
POMINA Carretilla 0,25 3 0,75
HÚMUS Carretilla 0,25 4 1
MATERIAL VEGETAL
ESTACAS Unidad 60 0,02 1,2
FUNGICIDAS
CAPTAN gramos 150 0,008 1,2
VITAVAX gramos 150 0,008 1,2
PREVICUR Cc 5 0,024 0,12
RIDOMIL gramos 10 0,017 0,17
YODURO DE POTASIO Cc 10 0,15 1,5
HORMONAS
ANA gramos 0,5 2,24 1,12
MATERIALES
PLÁSTICO metros 5 0,2 1
VASOS DE PLÁSTICO unidad 200 0,01 2
ASPERSOR unidad 1 0,4 0,4
SUB TOTAL 2 13,16
GRAN TOTAL 133,16
Costo de producción unitario : 4.03 Dólares
Gran Total (133.16 dólares) dividido para total plantas enraizadas con brote e inmersión en
hormona ANA (33 plantas), esto resultó en un costo de producción unitario de 4.03 dólares
por planta.
42
Cuadro 23. Costos de producción con auxina IBA en el experimento “Uso de auxinas a tres
tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
COSTOS DE PRODUCCIÓN IBA
DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO TOTAL
COSTO FIJO
MANO DE OBRA jornales 12 10 120
SUB TOTAL 1 120
COSTOS VARIABLES
SUSTRATOS
TIERRA NEGRA Carretilla 0,5 3 1,5
POMINA Carretilla 0,25 3 0,75
HÚMUS Carretilla 0,25 4 1
MATERIAL VEGETAL
ESTACAS Unidad 60 0,002 1,2
FUNGICIDAS
CAPTAN gramos 150 0,008 1,2
VITAVAX gramos 150 0,008 1,2
PREVICUR cc 5 0,024 0,12
RIDOMIL gramos 10 0,017 0,17
YODURO DE POTASIO cc 10 0,15 1,5
HORMONAS
IBA gramos 0,5 2,24 19
MATERIALES
PLÁSTICO metros 5 0,2 1
VASOS DE PLÁSTICO unidad 200 0,01 2
ASPERSOR unidad 1 0,4 0,4
SUB TOTAL 2 31,04
GRAN TOTAL 151,04
Costo de producción unitario: 3.94 Dólares
Gran total (151.04 dólares) dividido para total plantas enraizadas con brote e inmersión auxina IBA
(38 plantas) resultó un costo de producción unitario de 3.97 dólares por planta.
El costo unitario para plántulas de estacas con hormona ANA es de 4.03 dólares, mientras que para
plántulas de estacas de mora con hormona IBA es de 3.97 dólares. Este costo unitario no es
rentable, debido al bajo porcentaje de prendimiento y a que este es un ensayo experimental. Sin
embargo, la literatura recomienda una eficiencia de prendimiento del 70 %, Ante esto (Hartmann y
Kester, 1996) manifiestan que: Este patrón de respuesta ha sido encontrado en gran cantidad en
otras especies, donde normalmente se da un aumento en la capacidad de enraizamiento al aumentar
la dosis de auxina hasta alcanzar un óptimo, a partir del cual cualquier aumento en dosis de auxina
resulta por el contrario en una disminución en el enraizamiento debido a los efectos tóxicos de la
sobredosis.
43
Con el fin de obtener rentabilidad, se hicieron dos proyecciones aumentando el porcentaje de
prendimiento y aumentando la cantidad de plantas, con el mejor resultado en este caso IBA.
Para el caso de proyectar el prendimiento al 70 %, se realizó un nuevo análisis de costos
considerando que en el ensayo actual un jornal hace 60 plantas y en la proyección el mismo jornal
hace 240 plantas de forma comercial, con estos nuevos costos y jornal vemos que si es rentable
porque el costo unitario es ya de 1.06 dólares como se demuestra a continuación.
Se proyectó a número de plantas (1000), y el costo de producción unitario resultó ser de 0.71
dólares que si es rentable.
4.8.1. Cálculos de costo de producción y costo unitario proyectados
240 plantas 100 %
X 70 %
X = 168 plantas
44
Cuadro 24. Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona IBA a porcentaje de
70 % en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
COSTOS PROYECTADOS A NIVEL COMERCIAL
Efectividad final 168 plantas
COSTOS DE PRODUCCIÓN IBA
DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO TOTAL
COSTO FIJO
MANO DE OBRA jornales 12 10 120
SUB TOTAL 1 120
COSTOS VARIABLES
SUSTRATOS
TIERRA NEGRA Carretilla 0,5 3 6
POMINA Carretilla 0,25 3 3
HÚMUS Carretilla 0,25 4 4
FUNGICIDAS
CAPTAN gramos 300 0,008 4,8
VITAVAX gramos 300 0,008 4,8
PREVICUR cc 10 0,024 0,48
RIDOMIL gramos 20 0,017 0,68
YODURO DE POTASIO cc 20 0,15 6
HORMONAS
IBA gramos 0,5 38 19
MATERIAL VEGETAL
Estacas unidad 0,02 240 4,8
MATERIALES
PLÁSTICO metros 5 0,2 1
VASOS DE PLÁSTICO unidad 240 0,01 2,4
ASPERSOR unidad 1 0,4 0,4
SUB TOTAL 2 57,36
GRAN TOTAL 177,36
Costo de producción unitario 1.06 dólares
Gran total (177.36 dólares) dividido para total plantas enraizadas y con brote sumergidas en auxina
IBA (168 plantas), dio un costo de producción unitario de 1.06 dólares por planta, valor que si es
rentable.
45
Cuadro 25. Costos de producción y costo unitario proyectados con hormona IBA, a porcentaje de
70 % y a cantidad de plantas en el experimento “Uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento
de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth)”.
COSTOS PROYECTADOS A NIVEL COMERCIAL
Efectividad del 70 %
Persona 1000 plantas
COSTOS DE PRODUCCIÓN IBA
DETALLE UNIDAD CANTIDAD COSTO UNITARIO TOTAL
COSTO FIJO
MANO DE OBRA jornales 40 10 400
SUB TOTAL 1 400
COSTOS VARIABLES
SUSTRATOS
TIERRA NEGRA Carretilla 2,5 3 7,5
POMINA Carretilla 1,5 3 4,5
HÚMUS Carretilla 1,5 4 6
FUNGICIDAS
CAPTAN gramos 600 0,008 4,8
VITAVAX gramos 600 0,008 4,8
PREVICUR cc 20 0,024 0,48
RIDOMIL gramos 40 0,017 0,68
YODURO DE POTASIO cc 40 0,15 6
HORMONAS
IBA gramos 1 38 38
MATERIAL VEGETAL
Estacas unidad 1000 0,002 2
MATERIALES
PLÁSTICO metros 5 1,5 7,5
VASOS DE PLÁSTICO unidad 1000 0,01 10
ASPERSOR unidad 1 3 3
SUB TOTAL 2 95,26
GRAN TOTAL 495,26
Costo de producción unitario 0.71 dólares
Gran total (495.26 dólares) dividido para la proyección a 1000 plantas con 70 % de prendimiento
(700) plantas, se obtuvo un costo de producción unitario de 0.71 dólares por planta, valor que si es
rentable.
46
5. CONCLUSIONES
1.- El porcentaje de prendimiento de las estacas sin brote fue de 57.85 % con hormona IBA y
tiempo de inmersión de 15 minutos, en relación al porcentaje de prendimiento del testigo que
alcanzó el 50 %, lo que representó diferencia con la aplicación de hormona IBA a 15 minutos de
inmersión.
2.- Para longitud de brote a los 30 días, la mejor respuesta se obtuvo con el tratamiento 3 H1T3
(Hormona ANA con tiempo de inmersión de 15 minutos) que registró el mejor promedio con una
longitud de brote de 0.46 mm o 0.046 cm, mientras que el testigo sin hormona obtuvo una longitud
de 0.28 mm o 0.028 cm.
3.- Para las variables longitud de brote, peso de raíz y longitud de raíz, el mejor tratamiento fue el
H2T3 (Hormona IBA con 15 minutos de inmersión), registrando promedios de 1.36 mm (0.14 cm),
70.78 mg y 6.55 cm, respectivamente. De la misma manera para las tres variables evaluadas, los
menores registros se alcanzaron con el testigo con 0.59 mm (0.059 cm), 4.65 mg y 1.18 cm
respectivamente.
4.- Se concluye indicando que el mejor costo de producción unitario ocurre al utilizar hormona IBA
con tiempo de inmersión de 15 minutos por un valor de 3.94 dólares por planta, pero si
proyectamos a porcentaje óptimo de prendimiento del 70 %, éste costo disminuye a 1.06 dólares
por planta. Mientras que al proyectar a número de plantas (1000) y prendimiento del 70 %, el costo
de producción unitario alcanzó un valor de 0.71 dólares por planta. Siendo estos dos últimos
valores rentables para el cultivo de mora de castilla sin espinas.
47
6. RECOMENDACIONES
1.- De acuerdo a los resultados de la investigación para enraizamientos y brotación de estacas de
mora de castilla sin espinas se recomienda utilizar estacas sin brote con hormona IBA a una
concentración de 1000 ppm y con inmersión de 15 minutos.
2.- Realizar ensayos para alcanzar prendimientos óptimos y lograr con ello disminuir el costo de
producción unitario y por lo tanto lograr rentabilidad.
3.- Encontrar la metodología apropiada para estacas de yema y estacas con brote porque de acuerdo
a la teoría enraízan mucho más rápido que una estaca sin brote.
4.- Continuar este ensayo, sin cálculo de la variable peso seco (porque se destruye la planta) para
verificar la calidad de planta obtenida en campo.
48
7. RESUMEN
La presente investigación se efectuó en la Facultad de Ciencias Agrícolas de La Universidad
Central del Ecuador en la Parroquia Tumbaco, sector la Morita (CADET).
Se probaron auxinas a tres tiempos de inmersión para enraizamiento de estacas de mora de castilla
sin espinas (Rubus glaucus Benth), para ello se utilizaron dos factores en estudio, el primero dos
tipos de hormonas ANA e IBA a una concentración de 1000 ppm, el segundo factor tres tiempos de
inmersión: T1 (5 minutos de inmersión), T2 (10 minutos de inmersión), T3 (15 minutos de
inmersión). El objetivo de la investigación fue: Evaluar tres tiempos de inmersión, utilizando dos
hormonas, en estacas sin brote para la propagación de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus
Benth).
Luego de la investigación en campo se realizó el análisis estadístico utilizando un diseño
experimental factorial A x B + 1 con siete tratamientos y cuatro repeticiones; las variables a
medirse fueron: porcentaje de prendimiento a los 60 días, longitud de brote a los 30 días, longitud
de brote a los 60 días, peso seco de raíz a 60 días, longitud de raíz a 60 días y análisis económico.
Como conclusión del estudio realizado se determinó que: el porcentaje de prendimiento fue de
57.85% resultado experimental, que proyectado a porcentaje óptimo alcanzaría 70 % de
enraizamiento y brotación. El mejor tratamiento es con hormona IBA y 15 minutos de inmersión y
sus variables longitud de brote y raíz, peso seco a los 60 días con valores de 1.36 mm (0.14 cm),
6.55 cm y 70.78 mg respectivamente.
El análisis económico del ensayo experimental dio un costo de producción unitario siendo el mejor
tratamiento con hormona IBA y 15 minutos de inmersión de 3.94 dólares por planta. Mientras que
si se proyecta a porcentaje óptimo comercial de 70% tenemos un costo de producción unitario de
1.06 dólares por planta.
49
8. SUMMARY
This research was conducted at the School of Agricultural Sciences of the Universidad Central del
Ecuador Tumbaco Campus (CADET). The title of this work was: USE OF AUXINS AT THREE
IMMERSION TIMES FOR THORN-LESS BLACKBERRY (RUBUS GLAUCUS BENTH)
CUTTINGS ROOTING. Two study factors were used: the first factor was composed by NAA and
IBA auxins (1000 ppm), the second factor was involved with immersion times T1 (5 minutes), T2
(10 minutes), T3 (15 minutes). The aim of this study was to determine the effect of three
immersion times under the application of two auxins in blackberry cuttings without shooting and
thorns (RUBUS GLAUCUS BENTH). For this research a randomized Complete Block design was
used, applying seven different treatments along with a control and four replications. The variables
analyzed were: survival percentage, length of shoot to 30 days, length of shoot to 60 days, dry
weight of root to 60 days, length of root to 60 days and economic analysis.
In conclusion the most important finding was: For length of shoot (1.36 mm), root (6.55 cm) and
dry weight (70.78 mg) at 60 days, the best results were achieved with treatment 6 (IBA with 15
minutes of immersion).
In the economic analysis the cost of the better treatment (IBA with 15 minutes of immersion) was
3.94 dollar per plant. If we want to make a projection to analyze the production cost in an optimal
percentage (70%), the cost will reduced to 1.06 dollars per plant.
50
9. BIBLIOGRAFÍA
Anchaly, M. (2011) Propagación vegetativa de tres variedades de (Hypericum sp) con tres
enraizadores y tres sustratos orgánicos en dos sistemas de cultivo. Quito: s.n.
Angulo, R. (2003) Frutales exóticos de clima frío. Bogotá, Colombia: Bayer Cropscience.
Bañon, S.; Martínez, J. Fernández, J. Balanzategui, L. Melgares, J. (2002) Influencia de la topófisis
en el esquejado de (Coriara myrtifolia). Sevilla, España: Primera Jornada Ibérica de Plantas
Ornamentales.
Calzada, J. (1993) Frutales nativos de la región Andina. Lima, Perú: Universidad Nacional Agraria
La Molina.
Castro, J. & Cerdas, M. (2005) Mora (Rubus spp) Cultivo y Manejo Poscosecha. Temuco:
Universidad Católica de Temuco.
Cauca, M. & Peña, R. (1997) El cultivo de Mora. Quito, Ecuador: Boletín Técnico N° 8
Conesa, O. (2006) Métodos de propagación sexual y vegetativa de Mora de Castilla en la zona
Continental. Guanajuato, México: s.n.
Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria. (2006). Información (Rubus spp) bajo
condiciones de clima frio moderado. Memoria II curso seminario Proyectos exitosos para el sector
agropecuario. Bogotá: Departamento de Colombia.
Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria. (2008). Aplicación de microorganismos
con potencial como biofertilizantes en el cultivo de mora. Bogotá: Departamento de Colombia.
Diaz, E. (1991) Técnicas de enraizado de estacas juveniles de (Cedrela odorata L.) y (Gmelina
arbórea L.). Costa Rica: s.n.
Dicyt. (2008). Nuevas Tecnologías para el cultivo de mora disponible en URL:
http://www.dicyt.com/noticias/nuevas-tecnologias-para-el-cultivo-de-mora# [consulta 15 abril
2015poner año]
Ernst, A. (1999) A Multiple Cloning Technique for Avocados Using Micro Containers. Revista
Chapingo Serie Horticultura. South Africa, ZAF. disponible en URL:
https://www.avocadosource.com/WAC4/WAC4_p217.pdf [consulta 12 Abril de 2015]
Farinango, M. (2010) Estudio de la fisiología postcosecha de la Mora de Castilla. Quito: s.n.
Franco, G. & Giraldo, J. (1998) El cultivo de la Mora. Manual de asistencia Técnica. Colombia:
Pronatta, LITOAS
51
Freeman, S.; Katan, T. Shabi, E. (1998) Characterization of Colletotrichum species responsible for
antrachnose disease of varius fruits. fungi and salinity on growth, biomass and mineral nutrition of
Acacia. Atlanta, USA.
Gallardo, C. (2001) Tratamiento integral de residuos sólidos sustratos para las plantas, tipos y
principales características. Publicaciones generadas del Proyecto PID-UNER 2067. Brasil:
Universidad Nacional de Entre los Ríos Paraná.
Garridos, P. (2009) Evaluación de la diversidad genética de la mora cultivada (Rubus glaucus
Benth) y especies emparentadas en zona productivas del Ecuador mediante marcadores
moleculares RAPDs, ISSRs, AFLPs. Quito: s.n.
Guerrero, M. (2010). Iniap de Ecuador promueve nueva variedad de mora sin espinas. Disponible
en URL: http://www.elnuevoempresario.com/noticias_19658_iniap – de – ecuador – promueve –
nueva – variedad – mora [consultado el 30 de Abril de 2015]
Hartman, H. & Kester, D. (1991) Propagación de plantas principios y prácticas. México: s.n.
Hartmann T. & Kester E. (1996) Propagación de plantas: principios y prácticas. México: s.n.
Hartmann, H & Kester, D. (1995) Propagación de plantas. Principios y prácticas. (4ª edición)
México: s.n.
Hartmann, H; Kester, D. Davies, F. Geneve, R. (1997) Plant propagation. Principles and practices.
New Jersey, USA: s.n.
Hernandéz, J. (2003) Evaluación de sustratos para la producción de plántulas de pimiento
(Capsicum annum L) en bandejas. Sangolqui, Ecuador: s.n.
Instituto nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias. (2007) “Manual del cultivo de la
mora de castilla” (Rubus glaucus Benth). Ambato, Ecuador.
___________ (2010) “Mejoramiento de la Productividad y Calidad de la Fruticultura en la
Región Litoral, Andina y Amazónica del Ecuador”. Quito, Ecuador.
___________ (2013) La Variedad De Mora Sin Espinas (Rubus Glaucus Benth). Ficha Técnica de
la Variedad de la mora. Ambato, Ecuador.
Jaramillo, A.; Díaz, C. Sánchez, G. Tamayo, P. (2006) Manejo de semilleros de hortalizas. Bogotá,
Colombia: s.n. Manual Técnico N° 8
Latsague Vidal, M.; Saéz Delgado, P. Yánez Delgado, J. (2009). Efecto de ácido indolbutirico en
la capacidad de rizógenesis de estacas de Eucryphia glutinosa. Notas Universidad Católica de
Temuco. www.scielo.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0717. [Consulta 12 de Enero de 2014].
Leakey, R. (1985) The capacity for vegetative propagation in trees, attributes of trees as crop
plants. New Jersey, USA: Abbots Ripton.
52
Leví, Y. (1987) Propagación de estacas de tornillo (Cedrelinga cateniformis Ducke) con
aplicación de estimulantes del enraizamiento bajo condiciones de Tingo María. Universidad
Nacional Agraria de la Selva. Huanuco, Perú.
Lira, R. (2007) Fisiologia Vegetal. En R. H. Saldivar, Fisiologia Vegetal. Quito, Ecuador.
Longman, K. (1993) Rooting cutting of tropical trees. Common wealth Science Council. New
York, USA.
Lopez, D. & Carazo, N. 2005. La producción de esquejes. Horticultura internacional, Nº 1.
Ejemplar dedicado a viveros. Bogotá, Colombia.
Martinez, A. (2007) Manual Del cultivo de la mora de castilla. Ambato, Ecuador.
Martinez, M. (2007) Propagación vegetativa de Tamarix 78 boveana Bunge: ensayos de
enraizamiento de esquejes. Disponible en URL:
repositorio.bib.upct.es/dspace/bitstream/1037/289/1pfc [consulta 10 Abril de 2015]
Mesen, F. (1998) Enraizamiento de estacas juveniles de especies forestales: uso de propagadores
de sub-irrigación. Costa Rica: s.n. Manual técnico N° 30
Montalvo Vargas, D. A. (2010). Repositiro digital ESPE. Recuperado el julio de 2012, de
Naturales Renovables. s.n.t.
Noboa, V. (2011) Efecto de seis tipos de sustratos y tres dosis de ácido naftalenacético en la
propagación vegetativa. Disponible en
URL:demortiñoVaccniumfloribundumKunth)p3http://dspace.espoch.edu.ec./bistream/123456789/7
13/1/33T0067NoboaVilma.pdf [consulta 01 de Mayo 2015]
Oirsa. (2003). Proyecto Regional de Fortalecimiento de la vigilancia fitosanitaria en cultivo de
exportación no tradicional. Buenas prácticas agrícolas en mora orgánica. Costa Rica: s.n.
Oleas, A. 2001. Tratado de fertilización. Madrid: Mundi-Prensa.
Pedroza, M. & Montes, M. (2008) El cultivo de Hypericum tiene seguidores de Micropropagacion
de Hypericum goyanesii. Disponible en URL:
http://revista.udistrital.edu.co/ojs/index.phd/revcie/article/view/300 [consulta 8 de Abril 2015]
Proaño, D. & Martínez, A. (2008) Caracterización agromorfológica in situ de los Rubus en el
Ecuador. Ambato, Ecuador.
Raisman, J., y Gonzáles, A. (2007) Cultivo de mora. s.l. Universidad Nacional del Nordeste,
Facultad de Ciencia Agrarias.
Rosero, F. (2005). Hipertextos del Ares de Biología Plantas Fitohormonas: 80 s.n.t.
53
Rojas, S; Garcia, J. Alarcon M. (2004) Propagación asexual de plantas. Conceptos básicos y
experiencias con especies amazónicas. Bogotá, Colombia.
Ruiz, H. & Mesen, F. (2010) Efecto del ácido indolbutirico y tipo de estaquilla en el enraizamiento
de sacha inchi (Plukenetia avolubilis L). Disponible en URL:
httpwww.scielo.sa.crpdfacv34n2a11v34n2.pdf. [consulta 13 de Abril 2015]
Sadhu, M.K. (2005). Plant propagation. New Age International Limited Publishers. India. s.n.
Salazar, R. & Erazo, B. (1983) El cultivo de la mora en Colombia. Memorias Curso Nacional de
Frutales. Bogotá, Colombia.
Salvarrey, E. (2008) Evaluación de diferentes técnicas de propagación vegetativa en guayabo
(Accasel lowianaBerg) del país. Disponible en URL:
http:www.guayubira.org.uy/monte/bibliografía [consulta 01 de Abril 2015]
Sepúlveda, S. (2004) Efecto de diferentes dosis de AIB y fecha de recolección sobre la
propagación de estacas semileñosas basales y apicales de olivo (Olea europea L.) de la variedad
empeltre. Trabajo de grado presentado como requisito para optar por el título de Ing. Agp. Quito:
Facultad de Ciencias Agropecuarias y Forestales.
Servicio de Información de Censos Agropecuarios. (2002). Censo Agropecuario 2002. Disponible
en URL: http: //www.sica.gov.ec/censo/(Octubre 2012) [consulta Octubre de 2015]
Sharma, P. & Ahuja, P. (2004) Directs hootre generation from leaft explants of Rosa Damascena
Mill. Toronto, Canada.
Soudre, M; Mesen, F. Del Castillo, D. Guerra, H. (2008) “Bases técnicas para la propagación
vegetativa de árboles tropicales mediante enraizamiento de estaquillas”. Pucallpa, Perú. s.n.
TAIZ, L; ZEIGER, E. 2006. Fisiología Vegetal. (3º edición) Barcelona, España: Universitat
Jaume.
UNESCO, 2007. Biotecnología vegetal en mora sin espinas. Disponible
en::http://www.unesco.org/unuoe/unuesp/centros/biolac.htm. [Consultado 28 marzo 2015].
Vásquez Villavicencio, W. (2008). Guía Técnica de cultivos. Quito: s.n.
Weaver, R. (2001) Reguladores de crecimiento de las plantas en la agricultura. México: Tulipe.
54
10. ANEXOS
Anexo A.
Cuadro 1. Peso seco de raíces a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).
HORMONA ANA, 5 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 1
Estaca 1 ELIMINADA 32,7 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 2 28,9 ELIMINADA 28,9 ELIMINADA
Estaca 3 29,0 ELIMINADA ELIMINADA 28,4
Estaca 4 29,9 34,4 28,0 ELIMINADA
Estaca 5 ELIMINADA 33,6 ELIMINADA 28,3
Total 87,8 100,7 56,9 56,7
Promedio 29,3 33,6 28,5 28,4
HORMONA ANA, 10 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 2
Estaca 1 ELIMINADA 37,4 ELIMINADA 37,2
Estaca 2 ELIMINADA 35,8 41,3 ELIMINADA
Estaca 3 37,2 ELIMINADA 39,4 ELIMINADA
Estaca 4 37,6 37,2 ELIMINADA 38,0
Estaca 5 37,0 ELIMINADA 41,2 ELIMINADA
Total 111,8 110,4 121,9 75,2
Promedio 37,3 36,8 40,6 37,6
HORMONA ANA, 15 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 3
Estaca 1 57,5 50,5 55,4 55,2
Estaca 2 ELIMINADA 50,6 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 55,3 ELIMINADA ELIMINADA 56,3
Estaca 4 56,7 ELIMINADA 53,2 55,1
Estaca 5 ELIMINADA 49,8 54,3 ELIMINADA
Total 169,5 150,9 162,9 166,6
Promedio 56,5 50,3 54,3 55,5
HORMONA IBA, 5 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 4
Estaca 1 32,5 ELIMINADA 33,7 38,9
Estaca 2 ELIMINADA 38,2 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 34,6 ELIMINADA 35,2 35,9
Estaca 4 ELIMINADA 38,7 35,0 ELIMINADA
Estaca 5 32,3 ELIMINADA ELIMINADA 37,6
Total 99,4 76,9 103,9 112,4
55
Promedio 33,1 38,5 34,6 37,5
Cuadro 1. (cont.).
HORMONA IBA, 10 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 5
Estaca 1 41,2 ELIMINADA 46,8 42,1
Estaca 2 43,2 46,8 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 44,3 ELIMINADA 44,8 40,9
Estaca 4 ELIMINADA 45,6 46,2 ELIMINADA
Estaca 5 44,2 46,9 ELIMINADA 42,1
Total 172,9 139,3 137,8 125,1
Promedio 43,2 46,4 45,9 41,7
HORMONA IBA, 15 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 6
Estaca 1 ELIMINADA 68,9 69,5 ELIMINADA
Estaca 2 76,3 ELIMINADA 68,7 ELIMINADA
Estaca 3 74,5 65,8 ELIMINADA 71,6
Estaca 4 74,7 64,2 68,4 70,9
Estaca 5 ELIMINADA 67,4 69,1 74,6
Total 225,5 266,3 275,7 217,1
Promedio 75,2 66,6 68,9 72,4
TESTIGO
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 7
Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 4,7 5,2
Estaca 2 3,7 4,8 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 4,4 ELIMINADA
Estaca 4 ELIMINADA 4,6 ELIMINADA 5,4
Estaca 5 4,3 4,7 4,6 ELIMINADA
Total 8 14,1 13,7 10,6
Promedio 4,0 4,7 4,6 5,3
56
Anexo B.
Cuadro 1. Longitud de raíz a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para
enraizamiento de estacas de mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).
HORMONA ANA, 5 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 1
Estaca 1 ELIMINADA 3,4 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 2 3,5 ELIMINADA 2,8 ELIMINADA
Estaca 3 2,7 ELIMINADA ELIMINADA 3,0
Estaca 4 2,8 3,0 3,3 ELIMINADA
Estaca 5 ELIMINADA 3,2 ELIMINADA 2,8
Total 9 9,6 6,1 5,8
Promedio 3,0 3,2 3,1 2,9
HORMONA ANA, 10 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 2
Estaca 1 ELIMINADA 3,1 ELIMINADA 3,8
Estaca 2 ELIMINADA 3,2 3,9 ELIMINADA
Estaca 3 3,8 ELIMINADA 3,9 ELIMINADA
Estaca 4 3,5 2,8 ELIMINADA 3,8
Estaca 5 3,6 ELIMINADA 3,7 ELIMINADA
Total 10,9 9,1 11,5 7,6
Promedio 3,6 3,0 3,8 3,8
HORMONA ANA, 15 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 3
Estaca 1 6,4 6,6 5,6 6,1
Estaca 2 ELIMINADA 6,6 ELIMINADA 6,3
Estaca 3 6,0 ELIMINADA ELIMINADA 5,9
Estaca 4 6,1 ELIMINADA 5,9 5,8
Estaca 5 5,7 6,1 5,8 ELIMINADA
Total 24,2 12,7 17,3 24,1
Promedio 6,1 6,4 5,8 6,0
HORMONA IBA, 5 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 4
Estaca 1 3,8 ELIMINADA 4,1 4,3
Estaca 2 ELIMINADA 4,3 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 3,6 ELIMINADA 4,1 4,3
Estaca 4 ELIMINADA 3,7 4,0 ELIMINADA
Estaca 5 3,7 ELIMINADA ELIMINADA 4,1
Total 11,1 8 12,2 12,7
57
Promedio 3,7 4,0 4,1 4,2
Cuadro 1. (cont.).
HORMONA IBA, 10 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 5
Estaca 1 5,1 ELIMINADA 4,7 5,2
Estaca 2 4,1 5 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 4,4 ELIMINADA 4,7 4,5
Estaca 4 ELIMINADA 4,8 4,7 ELIMINADA
Estaca 5 4,6 4,4 ELIMINADA 4,7
Total 18,2 14,2 14,1 14,4
Promedio 4,6 4,7 4,7 4,8
HORMONA IBA, 15 MINUTOS
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 6
Estaca 1 ELIMINADA 6,5 6,8 ELIMINADA
Estaca 2 7,2 ELIMINADA 6,2 ELIMINADA
Estaca 3 7 6 ELIMINADA 6,3
Estaca 4 6,5 6,3 6,5 6,3
Estaca 5 ELIMINADA 6,6 6,5 6,6
Total 20,7 25,4 26 19,2
Promedio 6,9 6,4 6,5 6,4
TESTIGO
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4
Trat. 7
Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 1 0,7
Estaca 2 0,9 1,2 ELIMINADA ELIMINADA
Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 1,4 ELIMINADA
Estaca 4 ELIMINADA 1,3 ELIMINADA 1,2
Estaca 5 1,1 1,3 1,4 ELIMINADA
Total 2 3,8 3,8 1,9
Promedio 1,0 1,3 1,3 1,0
58
Anexo C.
Cuadro 1. Promedios finales de las diferentes variables en comparación con los tratamientos
aplicados del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de
castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).
Hormona Tiempinmers Repetición Longbrote1 Longbr f Long br2 Peso raíz Long raíz
H1 T1 1 0,31 0,78 0,47 29,30 3,00
H1 T1 2 0,35 0,79 0,44 33,60 3,20
H1 T1 3 0,33 0,70 0,37 28,50 3,10
H1 T1 4 0,37 0,72 0,35 28,40 2,90
H1 T2 1 0,37 0,79 0,42 37,30 3,60
H1 T2 2 0,36 0,75 0,39 36,80 3,00
H1 T2 3 0,35 0,77 0,42 40,60 3,80
H1 T2 4 0,38 0,76 0,38 37,80 3,80
H1 T3 1 0,49 0,96 0,47 56,50 6,10
H1 T3 2 0,45 0,97 0,52 50,30 6,40
H1 T3 3 0,45 0,99 0,54 54,30 5,80
H1 T3 4 0,46 1,20 0,74 55,50 6,00
H2 T1 1 0,30 0,80 0,50 33,10 3,70
H2 T1 2 0,33 0,79 0,46 38,50 4,00
H2 T1 3 0,32 0,82 0,50 34,60 4,10
H2 T1 4 0,33 0,78 0,45 37,50 4,10
H2 T2 1 0,38 0,95 0,57 43,20 4,60
H2 T2 2 0,37 0,96 0,59 46,40 4,70
H2 T2 3 0,38 0,92 0,54 45,90 4,70
H2 T2 4 0,37 0,91 0,54 41,70 4,80
H2 T3 1 0,42 1,20 0,78 75,20 6,90
H2 T3 2 0,43 1,27 0,84 66,60 6,40
H2 T3 3 0,40 1,24 0,84 68,90 6,50
H2 T3 4 0,44 1,72 1,28 72,40 6,40
M 0 1 0,26 0,62 0,36 4,00 1,10
M 0 2 0,30 0,56 0,26 4,70 1,30
M 0 3 0,26 0,58 0,32 4,60 1,30
M 0 4 0,28 0,60 0,32 5,30 1,00
59
Anexo D.
Cuadro 1. Datos de brotes tomados en campo a los 30 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth).
USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth).
Nombre Fecha 05-Mar-15
ESTACAS CON BROTE A LOS 30 DÍAS
Hormona ANA, 5 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio Trat.
Trat. 1 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,30 0,30
Estaca 2 0,2 0,3 ELIMINADA 0,3 0,4 ELIMINADA 1,20 0,30
Estaca 3 0,3 0,4 ELIMINADA ELIMINADA 0,4 0,4 1,48 0,37
Estaca 4 0,4 0,3 0,4 0,3 0,3 0,3 ELIMINADA 1,98 0,33
Estaca 5 ELIMINADA 0,4 0,3 ELIMINADA 0,4 0,3 1,40 0,35
Total 0,9 1,0 0,8 0,9 0,6 0,7 0,8 0,7 6,36 0,80
Promedio 0,3 0,3 0,4 0,3 0,3 0,4 0,4 0,3 2,72 0,34
Pomedio Rep. 0,31 0,35 0,33 0,37 1,36 0,34
Hormona ANA, 10 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 0,3 0,5 ELIMINADA 0,3 0,3 1,40 0,35
Estaca 2 ELIMINADA 0,5 0,3 0,2 ELIMINADA 0,96 0,32
Estaca 3 0,4 0,4 ELIMINADA 0,3 0,5 ELIMINADA 1,60 0,40
Estaca 4 0,3 0,3 0,3 ELIMINADA 0,5 0,4 1,80 0,36
Estaca 5 0,3 0,4 ELIMINADA 0,4 0,3 ELIMINADA 1,40 0,35
Total 1,0 0,8 1,1 1,1 0,9 0,8 0,8 0,7 7,16 0,90
Promedio 0,3 0,4 0,4 0,4 0,3 0,4 0,4 0,4 2,90 0,36
Pomedio Trat. 0,37 0,36 0,35 0,38 1,45 0,36
Cuadro 1. (cont.).
60
Hormona ANA, 15 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 3 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,5 0,6 0,3 0,3 0,4 0,5 0,3 0,5 3,35 0,42
Estaca 2 ELIMINADA 0,5 ELIMINADA ELIMINADA 0,50 0,50
Estaca 3 0,5 0,5 ELIMINADA ELIMINADA 0,5 0,5 2,00 0,50
Estaca 4 0,4 0,5 ELIMINADA 0,4 0,6 0,4 0,6 2,85 0,48
Estaca 5 ELIMINADA 0,5 0,7 0,5 0,3 ELIMINADA 2,00 0,50
Total 1,4 1,6 0,8 1,5 1,3 1,4 1,2 1,6 10,70 1,34
Promedio 0,5 0,5 0,4 0,5 0,4 0,5 0,4 0,5 3,70 0,46
Pomedio Trat. 0,49 0,45 0,45 0,46 1,85 0,46
Hormona IBA, 5 minutos
Trat. 4 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,2 0,3 ELIMINADA 0,4 0,3 0,3 1,50 0,30
Estaca 2 ELIMINADA 0,3 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,60 0,30
Estaca 3 0,3 0,3 ELIMINADA 0,3 0,3 0,4 0,3 1,90 0,32
Estaca 4 ELIMINADA 0,4 0,3 0,3 ELIMINADA 1,00 0,33
Estaca 5 0,3 0,4 ELIMINADA ELIMINADA 0,3 1,00 0,33
Total 0,8 1,0 0,7 0,6 0,3 1,0 0,7 0,9 6,00 0,75
Promedio 0,3 0,3 0,4 0,3 0,3 0,3 0,4 0,3 2,53 0,32
Pomedio Trat. 0,30 0,33 0,32 0,33 1,27 0,32
Hormona IBA, 10 minutos
Trat. 5 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,4 ELIMINADA 0,3 0,5 0,4 0,4 2,00 0,40
Estaca 2 0,4 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 0,70 0,35
Estaca 3 0,4 0,4 ELIMINADA 0,5 0,3 0,4 2,00 0,40
Estaca 4 ELIMINADA 0,3 0,4 0,3 0,4 ELIMINADA 1,40 0,35
Estaca 5 0,3 0,4 0,4 ELIMINADA 0,4 0,3 1,80 0,36
Total 1,1 1,2 1,0 0,4 0,6 1,4 1,1 1,1 7,90 0,99
Promedio 0,4 0,4 0,3 0,4 0,3 0,5 0,4 0,4 3,00 0,38
Cuadro 1. (cont).
Pomedio Trat. 0,38 0,37 0,38 0,37 1,50 0,38
61
Hormona IBA, 15 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 6 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 0,5 0,4 0,4 ELIMINADA 1,30 0,43
Estaca 2 0,4 0,5 ELIMINADA 0,5 ELIMINADA 1,40 0,47
Estaca 3 0,4 0,5 0,3 0,4 0,6 2,20 0,44
Estaca 4 0,4 0,4 0,4 0,3 ELIMINADA 0,4 0,5 2,40 0,40
Estaca 5 ELIMINADA 0,5 0,4 0,4 0,5 0,2 2,00 0,40
Total 0,8 1,3 1,4 1,6 1,2 0,8 0,9 1,3 9,30 1,16
Promedio 0,4 0,4 0,5 0,4 0,4 0,4 0,5 0,4 3,38 0,42
Pomedio Trat. 0,42 0,43 0,40 0,44 1,69 0,42
Testigo sin brotes
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 7 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 0,4 0,3 0,3 0,95 0,32
Estaca 2 0,2 0,2 0,4 0,3 ELIMINADA ELIMINADA 1,10 0,28
Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 0,3 0,2 ELIMINADA 0,50 0,25
Estaca 4 ELIMINADA 0,2 0,2 ELIMINADA 0,3 0,2 0,90 0,23
Estaca 5 0,5 0,2 0,3 0,4 0,3 0,2 ELIMINADA 1,85 0,31
Total 0,7 0,4 0,9 0,9 1,0 0,4 0,6 0,5 5,30 0,66
Promedio 0,3 0,2 0,3 0,3 0,3 0,2 0,3 0,3 2,19 0,27
Pomedio Trat. 0,26 0,30 0,26 0,28 1,10 0,27
62
Anexo E.
Cuadro 1. Datos de longitud de brote tomados a los 60 días del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de mora de castilla sin
espinas (Rubus glaucus Benth).
USO DE AUXINAS A TRES TIEMPOS PARA ENRAIZAMIENTO DE ESTACAS DE MORA SIN ESPINAS (Rubus glaucus Benth).
Nombre Fecha 05-Abr-15
ESTACAS CON BROTE A LOS 60 DÍAS
Hormona ANA, 5 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio Trat.
Trat. 1 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 0,9 ELIMINADA ELIMINADA 0,90 0,90
Estaca 2 0,8 0,9 ELIMINADA 0,6 0,7 ELIMINADA 3,00 0,75
Estaca 3 0,9 0,8 ELIMINADA ELIMINADA 0,7 0,8 3,20 0,80
Estaca 4 0,7 0,6 0,7 0,7 0,8 0,7 ELIMINADA 4,20 0,70
Estaca 5 ELIMINADA 0,8 0,9 ELIMINADA 0,7 0,7 3,07 0,77
Total 2,4 2,3 1,5 2,5 1,4 1,4 1,4 1,5 14,37 1,80
Promedio 0,8 0,8 0,8 0,8 0,7 0,7 0,7 0,7 5,99 0,75
Pomedio Rep. 0,78 0,79 0,70 0,72 2,99 0,75
Hormona ANA, 10 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 0,7 0,7 ELIMINADA 0,7 0,8 2,90 0,73
Estaca 2 ELIMINADA 0,7 0,8 0,9 0,7 ELIMINADA 3,10 0,78
Estaca 3 0,8 0,8 ELIMINADA 0,8 0,7 ELIMINADA 3,10 0,78
Estaca 4 0,8 0,8 0,8 ELIMINADA 0,8 0,8 3,95 0,79
Estaca 5 0,9 0,7 ELIMINADA 0,7 0,8 ELIMINADA 3,10 0,78
Total 2,5 1,5 2,2 2,3 2,4 2,2 1,5 1,6 16,15 2,02
Promedio 0,8 0,8 0,7 0,8 0,8 0,7 0,7 0,8 6,14 0,77
Cuadro 1. (cont.).
63
Pomedio Trat. 0,79 0,75 0,77 0,76 3,07 0,77
Hormona ANA, 15 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 3 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,9 1,0 1,1 0,9 1,1 0,6 1,2 1,2 8,03 1,00
Estaca 2 ELIMINADA 0,9 0,8 ELIMINADA ELIMINADA 1,70 0,85
Estaca 3 1,3 0,8 ELIMINADA ELIMINADA 1,3 1,1 4,50 1,13
Estaca 4 0,9 0,8 ELIMINADA 1,0 1,1 1,2 1,2 6,16 1,03
Estaca 5 ELIMINADA 0,8 1,3 1,1 1,1 ELIMINADA 4,30 1,08
Total 3,1 2,6 2,8 3,0 3,2 2,8 3,7 3,5 24,69 3,09
Promedio 1,0 0,9 0,9 1,0 1,1 0,9 1,2 1,2 8,23 1,03
Pomedio Trat. 0,96 0,97 0,99 1,20 4,12 1,03
Hormona IBA, 5 minutos
Trat. 4 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,8 0,9 ELIMINADA 0,9 0,8 0,8 0,7 4,90 0,82
Estaca 2 ELIMINADA 0,8 0,7 ELIMINADA ELIMINADA 1,50 0,75
Estaca 3 0,9 ELIMINADA 0,8 0,9 0,8 0,8 4,20 0,84
Estaca 4 ELIMINADA 0,8 0,8 0,7 0,8 ELIMINADA 3,10 0,78
Estaca 5 0,7 0,7 ELIMINADA ELIMINADA 0,8 2,20 0,73
Total 2,4 1,6 1,6 1,5 2,4 2,5 1,6 2,3 15,90 1,99
Promedio 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 0,8 6,35 0,79
Pomedio Trat. 0,80 0,78 0,82 0,78 3,18 0,79
Hormona IBA, 10 minutos
Trat. 5 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 0,9 ELIMINADA 0,9 0,9 0,9 0,9 4,50 0,90
Estaca 2 1,0 0,9 1,1 ELIMINADA ELIMINADA 3,00 1,00
Estaca 3 1,0 1,0 ELIMINADA 0,9 1,0 0,9 4,84 0,97
Estaca 4 ELIMINADA 0,9 0,9 0,9 1,0 ELIMINADA 3,70 0,93
Estaca 5 0,9 0,9 0,8 1,2 ELIMINADA 0,9 0,8 5,45 0,91
Total 2,8 2,9 2,6 3,2 1,8 2,8 2,8 2,6 21,49 2,69
Promedio 0,9 1,0 0,9 1,1 0,9 0,9 0,9 0,9 7,46 0,93
Cuadro 1. (cont.).
Pomedio Trat. 0,95 0,96 0,92 0,91 3,73 0,93
64
Hormona IBA, 15 minutos
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 6 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA 1,3 1,2 1,2 ELIMINADA 3,70 1,23
Estaca 2 1,2 1,2 ELIMINADA 1,3 ELIMINADA 3,70 1,23
Estaca 3 1,2 1,3 ELIMINADA 1,7 1,8 6,00 1,50
Estaca 4 1,2 1,2 1,3 1,3 1,3 1,7 1,7 9,66 1,38
Estaca 5 ELIMINADA 1,2 1,3 1,2 1,8 1,6 7,10 1,42
Total 2,4 3,6 3,8 5,1 2,5 2,5 5,2 5,1 30,16 3,77
Promedio 1,2 1,2 1,3 1,3 1,3 1,2 1,7 1,7 10,86 1,36
Pomedio Trat. 1,20 1,27 1,24 1,72 5,43 1,36
Testigo sin brotes
Repetición 1 Repetición 2 Repetición 3 Repetición 4 Total Promedio rep.
Trat. 7 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2 Brote 1 Brote 2
Estaca 1 ELIMINADA ELIMINADA 0,6 0,6 0,7 1,90 0,63
Estaca 2 0,6 0,6 0,6 0,6 ELIMINADA ELIMINADA 2,43 0,61
Estaca 3 ELIMINADA ELIMINADA 0,5 0,6 ELIMINADA 1,10 0,55
Estaca 4 ELIMINADA 0,5 0,6 ELIMINADA 0,5 0,6 2,15 0,54
Estaca 5 0,6 0,7 0,5 0,6 0,4 0,7 ELIMINADA 3,45 0,58
Total 1,2 1,3 1,6 1,8 1,5 1,3 1,1 1,3 11,03 1,38
Promedio 0,6 0,7 0,5 0,6 0,5 0,7 0,6 0,7 4,71 0,59
Pomedio Trat. 0,62 0,56 0,58 0,60 2,35 0,59
65
11. FOTOGRAFÍAS
Fotografías del manejo del ensayo uso de auxinas a tres tiempos para enraizamiento de estacas de
mora de castilla sin espinas (Rubus glaucus Benth).
Foto 1: Desinfección de sustrato Foto 2: Recolección de estacas
Foto 3: Preparación del sustrato Foto 4: Inmersión en hormonas
Foto 5: Plantación de estacas Foto 6: Unidades experimentales
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