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Di r ecci ó n:Di r ecci ó n: Biblioteca Central Dr. Luis F. Leloir, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Buenos Aires. Intendente Güiraldes 2160 - C1428EGA - Tel. (++54 +11) 4789-9293
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Tesis Doctoral
Deshidratación osmótica de tejido deDeshidratación osmótica de tejido demanzana: influencia de la naturaleza delmanzana: influencia de la naturaleza del
agente osmótico y de la actividad de agua enagente osmótico y de la actividad de agua enla estructura, las propiedades reológicas y lala estructura, las propiedades reológicas y la
movilidad molecular del aguamovilidad molecular del agua
Vicente, Sebastián
2016-03-03
Este documento forma parte de la colección de tesis doctorales y de maestría de la BibliotecaCentral Dr. Luis Federico Leloir, disponible en digital.bl.fcen.uba.ar. Su utilización debe seracompañada por la cita bibliográfica con reconocimiento de la fuente.
This document is part of the doctoral theses collection of the Central Library Dr. Luis FedericoLeloir, available in digital.bl.fcen.uba.ar. It should be used accompanied by the correspondingcitation acknowledging the source.
Cita tipo APA:
Vicente, Sebastián. (2016-03-03). Deshidratación osmótica de tejido de manzana: influencia dela naturaleza del agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedadesreológicas y la movilidad molecular del agua. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.Universidad de Buenos Aires.Cita tipo Chicago:
Vicente, Sebastián. "Deshidratación osmótica de tejido de manzana: influencia de la naturalezadel agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedades reológicas y lamovilidad molecular del agua". Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad deBuenos Aires. 2016-03-03.
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
Departamento de Industrias
Deshidratación osmótica de tejido de manzana: Influencia de la naturaleza del
agente osmótico y de la actividad de agua en la estructura, las propiedades
reológicas y la movilidad molecular del agua.
Tesis presentada para optar al título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires
en el área Química Industrial
Sebastián Vicente
Directora de tesis: Dra. Andrea Bibiana Nieto
Consejera de estudios: Dra. Stella Maris Alzamora
Buenos Aires, 2015
Deshidratación osmótica de tejido de manzana: Influencia de la naturaleza del
agente osmótico y la actividad de agua en la estructura, las propiedades reológicas
y la movilidad molecular del agua.
Se evaluaron los efectos causados por el proceso de deshidratación osmótica con
soluciones de glucosa, trehalosa, jarabe de maíz de alta maltosa y maltosa, para alcanzar
actividades de agua (aw) en equilibrio de 0,97 y/o 0,94 en el tejido parenquimático de manzana.
La estructura (estudiada mediante microscopía óptica y electrónica de transmisión),
las propiedades reológicas (estudiadas a altas y bajas deformaciones) y la movilidad molecular
del agua (estudiada mediante espectros de 1H–RMN) de la manzana fueron significativamente
afectadas por los tratamientos.
Los tejidos deshidratados presentaron una textura más blanda y deformable que los
frescos y perdieron dureza y su estado crujiente. Las propiedades de compresión cambiaron
abruptamente luego del tratamiento de deshidratación a aw 0,97, mientras que la reducción de
la aw hasta 0,94 produjo una respuesta más similar a la de las muestras frescas.
Luego de la ósmosis, los módulos G’ y G’’ indicaron una estructura que conservaba su
comportamiento de gel débil.
La deshidratación provocó un aumento de las capacitancias nombradas J0, J1 y J2 y de
la fluidez 1/N de las matrices.
Fue posible determinar una fuerte disminución en la movilidad del agua debido al
descenso de humedad en el tejido. La relajación de los protones del agua exhibió un
comportamiento bi y triexponencial, que indicó la presencia de poblaciones de agua de
diferente movilidad.
La naturaleza del agente osmótico empleado y el nivel de aw alcanzado influyeron en el
comportamiento frente a la compresión, en la movilidad molecular del agua y en la estructura
de la muestra, mientras que no se distinguieron diferencias físicas en los ensayos a bajas
deformaciones.
Palabras claves: Manzana, ósmosis, azúcares, movilidad molecular del agua, reología, estructura.
Osmotic dehydration in apple tissue: Influence of the nature of the osmotic agent
and the water activity in the structure, the rheological properties and the
molecular mobility of the water.
The effects caused by the osmotic dehydration process with different impregnation
glucose, trehalose, corn syrup high maltose and maltose solutions, reaching equilibrium water
activities (aw) of 0.97 and / or 0.94 in apple parenchyma tissue were evaluated.
The structure (studied by light and transmission electron microscopy), rheological
properties (studied by high and low deformations) and molecular water mobility (studied by 1H
NMR spectra) of apple were significantly affected by treatments.
Dehydrated tissues showed softer and more deformable texture than fresh apples and
lost crispness and hardness. The compression properties of tissue abruptly change after
osmotic dehydration treatment at aw 0.97, while reducing aw to 0.94 resulted in a compression
response similar to the fresh samples.
The behavior of G’ and G’’ modules indicate a weaker gel behavior after osmosis.
Dehydration caused an increase in the J0, J1 and J2 capacitances and the fluidity 1/N
in the matrices.
It was possible to determine a sharp decrease in water mobility due to lower humidity
in the tissue. Water protons relaxation exhibited a bi and triexponential behavior which
indicate the presence of different water mobility populations.
The osmotic agent nature and the aw level reached influenced the performance of
compression, water mobility and structure of the sample, whereas physical differences in low
deformations tests could not be distinguished.
Keywords: Apple, osmosis, sugars, water molecular mobility, rheology, structure.
Agradecimientos
A mi directora, la Dra. Andrea Bibiana Nieto, excelente maestra, agradezco su
inmensa ayuda, guía y dedicación en todo el trabajo de investigación, y sobre todo, por
demostrarme su confianza a lo largo de este tiempo.
A la Dra. Stella Maris Alzamora por brindarme atención, dedicación y apoyo
profesional. Por preocuparse constantemente por el bienestar y crecimiento de la gente de
su grupo, por su confianza, apoyo científico y soportar mis equivocaciones con paciencia.
A mis compañeras y compañeros del laboratorio: Paula, Silvina, Analía, Marcela,
Joaquín Gabriela y Mariana por su amistad y ayuda.
A la Dra María Agueda Castro por su colaboración en los temas relacionados con la
morfología vegetal.
A la Agencia Nacional de Promoción Científica y Tecnológica por el aporte
financiero brindando para la realización de esta tesis.
A la Dra Silvia Resnik, alma máter de mi carrera profesional, por brindarme su
amistad.
A la Universidad de Buenos Aires por permitirme trabajar en sus instalaciones.
A la Dra Ana Pacin por su apoyo y cariño.
A mis compañeras del laboratorio de la Fundación Teresa Benedicta de la Cruz:
Vanesa, Emilia, Gabriela, Daniela y Bernarda.
A Gisela, Airita y Luis.
A mi papá Aquiles y mi mamá Norma.
A Andrea. Gracias por tu amor, tu apoyo y no dejarme renunciar.
A mis hijos Joaquín e Ignacio porque nada tiene sentido si no es con ustedes. Los
quiero.
A Norma y Aquiles A Andrea, Joaquín e Ignacio
ÍÍnnddiiccee
1. OBJETIVOS…………………………………………………………………………….1
1.1. Objetivos generales…………………………………………………………………..3
1.2. Objetivos específicos…………………………………………………………………4
2. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………....5
2.1 Tecnologías de conservación de alimentos…………………………………………...6
2.1.1 Deshidratación osmótica………………………………………………………….7
2.2 Organización interna del cuerpo de las plantas: células, tejidos y órganos………….15
2.2.1 La estructura celular……………………………………………………………..15
2.2.2 La manzana……………………………………………………………………....22
2.3 Examen micro y ultraestructural de los alimentos…………………………………..26
2.4 Propiedades mecánicas de los alimentos…………………………………………….27
2.4.1 Comportamiento reológico de los materiales alimenticios……………………...28
2.4.2 Evaluación instrumental de las propiedades reológicas…………………………30
ensayos reológicos a altas deformaciones……………………………………..31
ensayos reológicos a bajas deformaciones……………………………………33
ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros Dinámicos)………………………34
ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)………………………………...37
2.5 Movilidad molecular del agua……………………………………………………….45
2.5.1 Principios básicos de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN)………………..45
2.5.2 Movilidad molecular del agua en los sistemas alimenticios…………………….53
2.6 Relación entre los cambios en la estructura, las características reológicas y la
movilidad molecular del agua de los tejidos vegetales producidos por los tratamientos
osmóticos…………………………………………………………………………….53
3. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………..60
3.1. Materia prima……………………………………………………………………….61
3.2. Preparación del material…………………………………………………………….61
3.3. Tratamientos de deshidratación e impregnación con agentes osmóticos……….......63
3.4. Determinación de la actividad de agua……………………………………...............66
3.5. Determinación del contenido de humedad……………………………….................66
3.6. Determinación del contenido de sólidos solubles……………………......................67
3.7. Determinación del pH……………………………………………………….............67
ÍÍnnddiiccee
3.8. Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a altas deformaciones:
ensayos de compresión……………………………………………………………...67
3.9. Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a bajas deformaciones:
ensayos oscilatorios dinámicos y rotatorios………………………………………...70
3.9.1. Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros Dinámicos)…………..……............71
3.9.2. Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)……………………………….....72
3.10. Determinación de la movilidad del agua……………….......................................74
3.11. Características micro y ultraestructurales………………………………………..76
3.12. Análisis estadístico de los datos…………………………..……………………..78
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………………………80
4.1. Tratamientos osmóticos…………………………………………………………….81
4.2. Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones……………...84
4.2.1. Curvas experimentales fuerza vs distancia de compresión y parámetros
mecánicos……………………………………………………………………….84
Tejidos de manzana fresca……………………………………………………...84
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97……90
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94........94
4.2.2. Comparación del comportamiento mecánico a altas deformaciones de los tejidos
frescos y los osmotizados a aw 0,97y aw 0,94…………………………………..98
4.3. Propiedades reológicas del tejido de manzana a bajas deformaciones.……………105
4.3.1. Ensayos oscilatorios…………………………………………………………...105
4.3.1.1. Espectros dinámicos: curvas experimentales y parámetros viscoelásticos….105
Tejidos de manzana frescos………………………………………………...…105
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97…..111
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94…..115
4.3.1.2. Estimación de las diferencias en los parámetros viscoelásticos obtenidos a
bajas deformaciones entre los tejidos frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw
0,94………………………………………………………………………….119
4.3.2. Ensayos rotatorios……………………………………………………………..127
4.3.2.1. Curvas de fluencia - recuperación y parámetros viscoelásticos…………..…127
Tejidos de manzana frescos…………………………………………………...127
ÍÍnnddiiccee
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97..…134
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94…..138
4.3.2.2. Comparación del comportamiento de fluencia entre los tejidos frescos y los
osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94…………………………………………..143
4.4. Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana……………………………..155
4.4.1. Ensayos de 1H-RMN: Curvas de relajación obtenidas mediante la secuencia
de pulsos CPMG……………………………………………......................155
Tejidos de manzana frescos……………………………..…………………….155
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97…..162
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94......166
4.4.2. Análisis comparativo de los parámetros de las curvas de relajación
transversal del protón para los distintos tratamientos osmóticos en soluciones
acuosas de aw 0,97 y aw 0,94………………………………………………170
4.5. Caracterización micro y ultra estructural de los tejidos de manzana frescos y tratados
en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97 y aw 0,94…………………………...177
4.5.1. Observaciones microscópicas………………………………………………….177
Tejidos de manzana frescos…………………………………………………...177
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97…..180
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94…..186
4.5.2 Relación entre la estructura, el comportamiento reológico de los tejidos y la
movilidad del agua…………………………………………………………………..192
5. CONCLUSIONES……………………………………………………………………197
6. BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………………….. 201
7. ANEXO…………………………………………………………………...ver cd adjunto
1. OBJETIVOS
OObbjjeettiivvooss
2
Las frutas constituyen una categoría importante de alimentos en términos de
consumo, contribución nutricional (especialmente por su aporte de fibra, vitaminas,
minerales y sustancias de acción antioxidante) y atributos sensoriales.
El carácter perecedero de las frutas ocasiona inconvenientes en su comercialización
y consumo en fresco. Es importante resaltar el interés social y económico en desarrollar
tecnologías de conservación que permitan a los sectores agrícolas e industriales mejorar las
condiciones de almacenamiento, distribución y conservación de estos productos,
minimizando los cambios que disminuyen sus características de frescura y manteniendo
sus atributos de calidad nutricional, organoléptica y microbiológica.
La deshidratación osmótica es una operación que se aplica en la industria
alimenticia y forma parte de las tecnologías de procesamiento de frutas y vegetales. Dicha
operación puede utilizarse como paso previo al secado por métodos convencionales, tales
como el secado por convección forzada y la liofilización, o bien antes de la congelación,
con el objetivo de mejorar la calidad del producto final. Los pretratamientos osmóticos
resultan en una deshidratación baja o media, previenen el encogimiento excesivo durante el
secado y mejoran la rehidratación de los tejidos. El tratamiento osmótico también puede
emplearse en una única etapa de un proceso industrial para la obtención de productos de
alta humedad, con aw reducida hasta aproximadamente 0,93-0,97 y con una vida útil
comercialmente aceptable, o bien para conservar las frutas previo a la elaboración de
mermeladas y pulpas.
En la deshidratación osmótica se producen procesos de transferencia de masa donde
la efectividad de la remoción de humedad y la incorporación de sólidos dependen de la
resistencia al transporte y a los factores que afecten a las fuerzas impulsoras. El peso
molecular y/o la carga iónica de los agentes de impregnación utilizados son algunos de los
factores a tener en cuenta, ya que afectan la cinética de remoción de agua, la ganancia de
sólidos, el contenido de agua en el estado de equilibrio y el tiempo requerido de
tratamiento para llegar a este estado. Los niveles de remoción de agua e incorporación de
sólidos en un alimento pueden ser controlados mediante la selección del tipo de soluto y su
concentración y por la regulación de los parámetros del proceso de ósmosis. Los agentes de
impregnación más comúnmente utilizados en frutas son los jarabes de almidón hidrolizado,
las maltodextrinas, el sorbitol, el glicerol y el disacárido sacarosa. Según un trabajo
publicado por Ferrando y Spiess (2001), los disacáridos cumplen un rol importante en la
preservación de la funcionalidad de las membranas celulares. Entre ellos se encuentran la
OObbjjeettiivvooss
3
trehalosa y la maltosa, que han presentado mayor eficiencia que la sacarosa en mantener la
integridad de membranas.
En frutas la textura es uno de los atributos de calidad más importantes. Según la
definición del estándar internacional ISO 5492 del año 1992: “La textura está dada por
todos los atributos mecánicos, geométricos y de superficie de un producto que se perciben
por medio de receptores mecánicos, táctiles, y cuando corresponde, auditivos y visuales”.
La estructura de los materiales se manifiesta a través de sus propiedades reológicas, las que
dependen del ordenamiento que adquieren los distintos elementos estructurales en el
espacio y sus interacciones.
La aplicación de tratamientos de ósmosis provoca cambios en la textura del tejido,
asociados con modificaciones en sus tres niveles crecientes de organización: molecular
(que abarca los constituyentes químicos y las interacciones entre los polímeros), celular
(que incluye la arquitectura celular y sus interacciones) y órgano (que se refiere a los
arreglos de las células en los tejidos, y puede analizarse mediante ensayos reológicos y
sensoriales). Por ejemplo, algunas modificaciones estructurales que pueden generar
cambios en la textura son: pérdidas de la presión de turgor debido a la ruptura de la
membrana plasmática y del tonoplasto; ruptura y degradación de la laminilla media y
separación de las paredes celulares; ruptura de la pared celular por la solubilización de
polímeros; hinchamiento de las paredes primarias y encogimiento del tejido, entre otros
(Alzamora y col. 2000).
Las frutas están compuestas básicamente por macromoléculas y agua. Por este
motivo es interesante estudiar la movilidad molecular del agua y sus interacciones con las
macromoléculas y los solutos del sistema. Teniendo en cuenta que los protones
provenientes del agua son los constituyentes principales en las determinaciones de los
tiempos de relajación de los protones totales del producto, es posible plantear técnicas de
Resonancia Magnética Nuclear (RMN) para estudiar la movilidad.
1.1 Objetivos generales
El objetivo general de esta tesis fue investigar el comportamiento material de tejido
de manzana (var. Granny Smith) sometido a procesos de deshidratación osmótica
utilizando distintos solutos, mediante el análisis de los cambios micro y ultra -estructurales,
las propiedades reológicas y la distribución del agua, y analizar cómo las diferencias
OObbjjeettiivvooss
4
estructurales provocadas en los tejidos se expresaron en los parámetros viscoelásticos, de
compresión y de movilidad molecular del agua.
1.2. Objetivos específicos
Los objetivos específicos de esta tesis fueron:
Estudiar las propiedades reológicas a altas y bajas deformaciones y la movilidad
del agua de muestras de manzana sometidas al proceso de deshidratación
osmótica hasta alcanzar niveles de aw de 0,97 o 0,94, utilizando glucosa,
trehalosa, jarabe de maltosa y/o maltosa como agentes de ósmosis.
Describir matemáticamente cuando fuera posible las distintas curvas
instrumentales (curvas de esfuerzo-deformación, curvas de fuerza-tiempo,
curvas de fluencia, espectros de frecuencia y curvas de los tiempos de relajación
de los protones del agua de las muestras) para obtener una descripción completa
de la conducta mecánica y de la movilidad molecular del agua generada por los
procesos osmóticos.
Observar los cambios en las características estructurales de los tejidos
sometidos a los tratamientos de deshidratación osmótica mediante microscopía
óptica y microscopía electrónica de transmisión.
Integrar los resultados obtenidos en los ítems anteriores con el objetivo de
adquirir un mejor conocimiento de las relaciones estructura – textura –
distribución del agua de las frutas y aportar a la optimización de la tecnología
de procesamiento osmótico.
2. INTRODUCCIÓN
IInnttrroodduucccciióónn
6
2.1 Tecnologías de conservación de alimentos
Desde el punto de vista microbiológico, la conservación de alimentos implica
básicamente interferir con la homeostasis activa de las células vegetativas y la homeostasis
pasiva de las esporas de microorganismos que intervienen en la deterioración, para inhibir
su crecimiento, acortar su sobrevivencia y/o causar su muerte. Las tecnologías más
corrientes de preservación de alimentos pueden clasificarse según su modo de acción sobre
los microorganismos (López-Malo y col., 2000):
disminución o inhibición del crecimiento microbiano utilizando factores
tradicionales tales como baja temperatura (refrigeración y congelación), reducción
de la actividad de agua (aw), acidificación, fermentación, empaquetamiento en
atmósferas controladas o modificadas, adición de conservadores antimicrobianos o
compartimentalización de emulsiones de agua en aceite.
inactivación de microorganismos por aplicación de calor (esterilización o
pasteurización), radiaciones ionizantes, altas presiones hidrostáticas, pulsos
eléctricos, pulsos luminosos, campos magnéticos, ultrasonido o adición de enzimas
(lisozima).
prevención de la entrada de microorganismos al alimento utilizando envasado o
manejo aséptico del alimento, empaquetamiento, centrifugación o filtración.
La aplicación de estas tecnologías puede dañar y/o alterar y disminuir la calidad
sensorial los alimentos. Además en el mercado actual es cada vez mayor la tendencia de
los consumidores a aumentar sus exigencias en los requerimientos en el desarrollo de
tecnologías de conservación, deseando productos nutricionalmente saludables, frescos, de
alta calidad (mejor sabor, olor, textura y apariencia), más naturales (con características
sensoriales que reflejen una mínima intervención de los procesos industriales), con
inocuidad química y microbiológica y que a su vez tengan una larga vida útil y sean fáciles
de almacenar. Se suma a ello una mayor inclinación a comer fuera de los hogares y en
locales de comidas rápidas. Para responder a estas exigencias se deben emplear
procesamientos leves, disminuir el uso de aditivos artificiales, disminuir los contenidos de
sal, grasa y azúcar y eliminar los microorganismos contaminantes de los alimentos
(Barbosa-Cánovas y col., 2000). Por este motivo, y en lugar de los métodos tradicionales
de preservación, se están utilizando procesos combinados de procesamiento mínimo, o
también llamados tecnología de obstáculos. Los procesos se basan en la se aplicación de
diferentes factores de estrés sobre los microorganismos por la combinación de distintos
IInnttrroodduucccciióónn
7
tratamientos de conservación (Mastrángelo y col., 2000), a diferencia de las tecnologías
convencionales, en las cuales la conservación de alimentos se basa generalmente en una
sola técnica aplicada drásticamente. Algunos de los factores utilizados para el diseño de los
procesos combinados de preservación de fruta cortada son: lavado, tratamiento térmico
suave (escaldado o llenado en caliente), leve reducción de la actividad de agua (aw 0,93-
0,98) mediante la adición de solutos, control del pH (pH 3,0-4,1), adición de iones Ca2+ y
agregado de conservadores (por ejemplo, sorbato de potasio, dióxido de azufre, etc.).
Ninguno de estos factores usados individualmente a igual nivel sería letal para los
microorganismos. Al aplicarse una combinación de factores en forma leve se evita el
desarrollo de microorganismos y alteraciones fisicoquímicas y se obtiene un producto final
de mayor calidad (Alzamora y col., 1995; 2000).
Las frutas y vegetales que luego de ser sometidos a algún proceso mantienen sus
atributos de calidad similares a la de los productos frescos se denominan mínimamente
procesados. Estos productos deben mantener las características de frescura y a su vez
deben poseer una vida útil conveniente, asegurando un nivel apropiado de inocuidad y de
valor nutricional. Por lo tanto las operaciones de manipulación, de procesamiento y
almacenamiento deben ser seleccionadas cuidadosamente (Palou y col., 2000).
2.1.1 Deshidratación osmótica
El proceso de deshidratación osmótica (DO) se basa en un fenómeno natural, no
térmico ni destructivo de difusión a través de las membranas celulares (Torreggiani, 1995).
Es un método que se emplea desde hace mucho tiempo que se lo sigue mejorando y
adecuando a las necesidades actuales y a las de cada matriz alimentaria.
La deshidratación osmótica consiste básicamente en la remoción del contenido de
agua del producto con un aumento simultáneo de sólidos por efecto de la presión osmótica.
Esta técnica se realiza por inmersión de un alimento sólido (entero o en trozos) en una
solución hipertónica de uno o más solutos (agente deshidratante) por un cierto tiempo y
temperatura específicos (Bianchi y col., 2009). Por lo tanto, se reduce el contenido de
humedad hasta un 50-60 % en base húmeda e incrementar el contenido de sólidos solubles
en trozos de frutas. La DO no se ha considerado tradicionalmente por sí misma como un
proceso de conservación, sino una etapa de pretratamiento a otros procesos como secado
exhaustivos en corrientes de aire caliente (Alvarez y col., 1995; Atarés y col., 2009; Nieto
y col., 1998; Gobbi y col., 2012), congelado (Barat y col., 2001; Dermesonlouoglou y col.,
IInnttrroodduucccciióónn
8
2007), liofilizado (Garcia-Noguera y col., 2012; Hawkes y col., 1978) y liofilizado asistido
por microondas (Wang y col., 2010).
Si bien las frutas osmotizadas no son estables para su conservación, sus
composiciones químicas permiten obtener, luego de los tratamientos tradicionales,
productos finales de buena calidad organoléptica, con mínimos daños por calor y menor
decoloración, incrementos en la retención de volátiles y pigmentos, mejoras en la calidad
textural de los productos rehidratados y reducciones en la carga de agua en los procesos
subsiguientes (Le Maguer y Yao, 1995).
Como se ha mencionado, uno de los factores de conservación que emplean los
procesos combinados es la reducción leve de la actividad de agua (aw) mediante la cual se
obtiene un producto final de humedad alta o intermedia y de buena calidad organoléptica
(Tapia de Daza y col., 1996; Barat y col., 2001). El objetivo principal de la deshidratación
de alimentos es alargar su vida útil mediante la disminución de su contenido en humedad,
reduciendo así la actividad del agua (aw) del producto. Con esta reducción de la aw se
consigue inhibir el crecimiento microbiano y la actividad enzimática, factores responsables
del deterioro de los alimentos.
La eliminación de agua de materiales biológicos sólidos con alto contenido de agua
puede ser obtenida mediante el contacto entre el alimento y una solución concentrada de
solutos solubles. Las diferencias entre los potenciales químicos de la fruta y la solución
establecen una doble transferencia de materia: un flujo de agua desde el producto hacia la
solución junto con sustancias naturales como azúcares, vitaminas y pigmentos (Panarese,
2012), y en sentido opuesto, un flujo de solutos de la solución hacia la fruta (Figura 2.1).
Debido a la selectividad de las membranas biológicas, el agua puede pasar
libremente a través de ellas, mientras que los solutos tienen el paso limitado.
El flujo que genera la pérdida de sólidos nativos por lo general es mucho menos
intenso que el de ganancia de sólidos de la solución, y no se tiene en cuenta en el estudio
de esta operación por ser cuantitativamente despreciable, aunque resulta de interés en lo
que a calidad organoléptica y nutricional se refiere.
Como consecuencia del tratamiento osmótico el producto pierde agua, gana sólidos
solubles y reduce usualmente su volumen.
El transporte de materia no se debe únicamente al mecanismo osmótico sino que
también pueden intervenir de forma acoplada otros mecanismos de transporte, tales como
los mecanismos pseudodifusionales y los mecanismos hidrodinámicos (Chiralt y Fito,
2003).
IInnttrroodduucccciióónn
9
Figura 2.1: Esquema de los procesos de transferencia de masa durante la deshidratación – impregnación con solutos (Adaptado de Bonazzi y col., 1996).
Estos últimos están asociados a los gradientes de presión y a los efectos de la
compresión - relajación del tejido y por lo tanto estarían descriptos por la complejidad y
funcionalidad de la estructura del alimento.
Como la deshidratación – impregnación con solutos es un proceso de transferencia
de masa, la efectividad de la remoción de humedad y la incorporación de sólidos depende
de aquellos factores que afecten la fuerza impulsora y la(s) resistencia(s) al transporte. Por
ejemplo:
la naturaleza del material vegetal. estructura (porosidad), geometría (tamaño,
forma y área superficial).
el tipo agente de impregnación: sales, moléculas de bajo o alto peso
molecular (P.M.).
la concentración de la solución de impregnación.
las condiciones de operación: temperatura, relación másica solución-producto,
agitación, tiempo de inmersión, presión de trabajo.
El factor principal es la naturaleza del material vegetal que puede ser modificada
por la aplicación de otros pretratamientos. Nieto y col. (2004) han observado una gran
variabilidad en la cantidad de azúcares y de agua intercambiadas en frutas de distintas
Pérdida de agua
Ganancia de sólidos
Pérdida de sólidos nativos
Alimentos
Solución acuosa concentrada
IInnttrroodduucccciióónn
10
especies. La estructura y porosidad del tejido (compactabilidad, espacios intercelulares,
composición química a nivel molecular y de macromoléculas, estadio de madurez, etc.)
producen la variabilidad observada en el estado final de los productos a los que se les
aplicaron las mismas condiciones de ósmosis. En los tejidos celulares existen tres caminos
para la transferencia de masa en los tejidos celulares: el transporte apoplástico
(movimiento del material dentro del volumen extracelular, incluidas las paredes celulares);
el transporte simplástico (transporte de material entre células vecinas a través de los
plasmodesmos) y el transporte a través de la membrana plasmática o plasmalema (Le
Maguer y Yao, 1995).
Los flujos de materia que se producen a través de tejidos tienen una alta
complejidad y heterogeneidad. La estructura del tejido tiene un gran protagonismo en los
fenómenos de transporte, ya que con una estructura compartimentada y con espacios
intercelulares que aportan una fase gas provocan el acoplamiento de los distintos
mecanismos de transporte comentados anteriormente (Aguilera y col., 2003).
La pérdida de agua y la ganancia de sólidos de la muestra también dependen del
tamaño (Lerici y col., 1985) y de la geometría (Monsalve – González y col., 1993) de la
muestra de tejido vegetal. Los sólidos de mayor tamaño se deshidratan más lentamente
debido a la relación entre la longitud y la difusión del agua. La forma del material también
es importante, a mayor proporción de la relación área superficial – longitud mayor
ganancia de sólidos y pérdida de peso.
El tipo de agente de impregnación utilizado, su peso molecular y/o carga iónica
afectan fuertemente la cinética de remoción de agua, la ganancia de sólidos, el contenido
de agua en el equilibrio y el tiempo necesario para llegar a este valor.
Los solutos más comúnmente utilizados son sacarosa, glucosa y cloruro de sodio.
También se han utilizado otros solutos como glicerol, fructosa, jarabe de maíz, sorbitol,
dextrosa y lactosa. La elección de los solutos de ósmosis se orienta de manera tal que
permitan una remoción máxima de agua, óptimas propiedades sensoriales, adecuada
impregnación del alimento y mínimo costo del soluto.
Si se emplean solutos de alta masa molecular se favorece el proceso de
deshidratación y la pérdida de peso. Los azúcares de bajo PM como por ejemplo: glucosa,
fructosa, sorbitol, etc., favorecen la toma de azúcar por la alta velocidad de penetración de
las moléculas en las muestras (Torreggiani, 1995).
Saurel y col. (1994) estudiaron los fenómenos de transferencia de masa durante la
deshidratación osmótica de tejidos de manzana Granny Smith frescas en distintas
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condiciones de: temperatura, tiempo de proceso, peso molecular y concentración de los
solutos de impregnación. Utilizaron etilenglicol y polietilenglicol como agentes de
ósmosis. De todas las variables estudiadas, el factor dominante que influyó en la
transferencia de solutos fue el peso molecular del agente de ósmosis. Los solutos de alto
peso molecular favorecieron la deshidratación debido a las diferencias marcadas de
concentración de solutos entre la superficie y el interior del producto.
Bolin y col. (1983) y Lewicki y col. (2000) realizaron deshidrataciones osmóticas
en muestras de manzanas empleando soluciones de sacarosa y jarabe de fructosa de maíz y
sacarosa respectivamente. Estos autores sostienen que la penetración de las sustancias
osmo-activas como los azúcares es un proceso superficial. El azúcar penetra a una
profundidad de entre 2-3 mm mientras los cambios en el contenido de agua son observados
a profundidades de 5 mm. La toma de la sustancia osmo-activa da como resultado una
concentración de sólidos en las capas superficiales la cual provoca una resistencia
adicional a la transferencia de masa.
La trehalosa presenta muchas propiedades interesantes y un alto potencial para ser
aplicado en la industria alimenticia, particularmente en los alimentos secos o congelados.
(Patist y Zoerb, 2005).
La trehalosa es un disacárido no reductor ( -D-glucopiranosil-(1 1)- -D-
glucopiranósido, C12H22O11; PM = 342,3). Es un isómero químico de otros agentes como la
maltosa y sacarosa pero presenta un enlace glucósido , -(1 1) que hace que sea una
molécula mucho más flexible que la de otros disacáridos para formar uniones de hidrógeno
con otras biomoléculas (figura 2.2).
Figura 2.2: Estructura molecular de la trehalosa
La trehalosa se encuentra en altas concentraciones en organismos adaptados a
condiciones de sequía extrema (Müller y col., 1995; Iordachescu y Imai, 2008).
Recientemente una compañía japonesa ha desarrollado un método enzimático de
producción de trehalosa con grado alimenticio a partir de almidón, siendo lo
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suficientemente barato como para ser incorporada en la industria. En enero de 2013, los
Ministerios de Salud y Agricultura de la Nación Argentina, a través de la Administración
Nacional de Medicamentos, Alimentos y Tecnología Médica incluyeron a la trehalosa en el
Código Alimentario Argentino (CAA)
(www.infoleg.gov.ar/infolegInternet/anexos/205000-209999/208278/norma.htm).
Asimismo la Administración de Drogas y Alimentos de Estados Unidos (FDA) ha
clasificado a la trehalosa con el estatus de “Generalmente Reconocida como Segura”
(GRAS). Por lo tanto es pertinente el desarrollo de aplicaciones que incluyan a la trehalosa
como ingrediente en la producción de alimentos.
Se han propuesto varios mecanismos por los cuales la trehalosa produce un efecto
protector sobre algunas estructuras biológicas (Buera y col., 2005). Una de las hipótesis
propone que la trehalosa se estructura de tal manera que se asemeja a varias moléculas de
agua superpuestas. Se supone que gracias a esto cumpliría una función de barrera que
protegería la estructura de la célula de la deformación. Colla y col. (2010) han sugerido que
las uniones de hidrógeno entre la trehalosa y los grupos polares de los fosfolípidos
contribuyen a preservar la integridad de las membranas. A medida que los tejidos se
deshidratan estas interacciones reemplazan a aquellas en las que participaba el agua en la
interface membrana – líquido, manteniendo los grupos polares hidratados y previniendo a
las biomembranas de una transición de fase lamelar a una fase gel (Patist y Zoerb, 2005).
Una segunda hipótesis se refiere a la habilidad de la trehalosa de formar una
estructura vítrea durante un proceso de remoción de agua. Los sólidos amorfos vítreos son
materiales meta – estables que se encuentran en un estado de no equilibrio. En este estado
los cambios estructurales ocurren muy lentamente debido a la restricción de los
movimientos moleculares. La trehalosa estaría interviniendo y estabilizando en forma
específica las membranas biológicas frente a un proceso de deshidratación. Sin embargo,
Crowe y col. (1998) reportaron que la vitrificación de la estructura es necesaria para
mejorar la estabilidad de enzimas y liposomas, pero también es necesaria la formación de
uniones de hidrógeno entre los disacáridos y los biomateriales.
Dermesonlouoglou y col. (2007) analizaron los efectos producidos por los agentes
de ósmosis: glucosa, oligofructosa y oligofructosa/trehalosa, sobre la calidad de tomates
inmediatamente después de ser tratados y durante el almacenamiento en congelación. Los
autores observaron que con glucosa los tratamientos mostraron valores bajos de pérdida de
agua y con la mezcla de oligofructosa/trehalosa mostraron los valores menores de ganancia
de sólidos.
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13
Atarés y col. (2009) estudiaron los efectos de distintos agentes de impregnación en
el desarrollo del perfil composicional de manzanas osmóticamente deshidratadas. Se
reportó un aumento en la resistencia a la transferencia de masa en los tejidos deshidratados
con soluciones de trehalosa, tanto en las muestras recién tratadas como en las almacenadas
en bajas temperaturas por 7 días. Los autores atribuyeron estos efectos a los cambios
inducidos por la trehalosa en la permeabilidad de las membranas celulares a través de la
interacción de sus componentes.
La maltosa (4 O -D-glucopiranosil-(1 4)-D-glucopiranósido, C12H22O11;
PM = 342,3) es un disacárido no reductor por lo que tampoco toma parte en las reacciones
de Maillard (Figura 2.3)
Figura 2.3: Estructura molecular de la maltosa
Forni y col. (1997) y Torregiani (1995) aplicaron tratamientos de deshidratación
osmótica combinados con secado y congelado en kiwis y damascos. Las frutas
almacenadas e impregnadas con maltosa como agente de ósmosis presentaron los efectos
de mayores protecciones en la retención del ácido ascórbico y en la estabilidad del color
comparadas con las frutas tratadas con otros agentes como la sacarosa. Los autores
propusieron que los dos fenómenos son causados por la reducción de la actividad de una
enzima fenolasa que estaría relacionada con el bajo nivel de daño estructural del tejido
provocado durante el secado.
Pani y col. (2010) estudiaron los mecanismos complejos de la pérdida de agua en
pulpa de manzana expuesta a deshidrataciones osmóticas con diferentes soluciones de
azúcares. La comparación entre los jarabes, de la misma aw, mostró que la maltosa es más
efectiva que la sacarosa y que una solución de sacarosa, glucosa y fructosa en reducir la
humedad relativa de la muestra. Los autores consideraron que la maltosa cuenta con una
mayor actividad termodinámica que el resto de los azúcares analizados.
Ferrando y Spiess (2001) estudiaron la influencia de los azúcares en los cambios
estructurales del tejido de frutilla y cebolla producidos por la deshidratación osmótica.
Como agentes osmóticos utilizaron sacarosa, maltosa y trehalosa que son disacáridos de
igual peso molecular. La maltosa y la trehalosa mostraron efectos de protección sobre las
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membranas plasmáticas de las células del tejido epidérmico de cebolla, manteniendo sus
propiedades de barrera indicado por la baja difusibidad del agua. Durante el proceso de
rehidratación la trehalosa jugó un papel fundamental en el tejido de cebolla. Por el
contrario las células parenquimáticas de frutilla no resultaron susceptibles a ningún efecto
protector sobre sus membranas.
Una alta concentración de la solución de impregnación favorece la
deshidratación antes que la ganancia de sólidos (Sereno y col., 2001). Cuanto mayor sea la
diferencia de concentraciones entre la fruta y la solución, mayor será la diferencia de
presión osmótica y se favorece un flujo rápido de agua a través de las membranas celulares
hasta alcanzar un punto de equilibrio
Con el aumento de la temperatura del sistema de ósmosis las paredes celulares de
los tejidos aumentan su permeabilidad, disminuye la selectividad de las membranas y la
solución osmótica aumenta su fluidez y la velocidad de transferencia de masa se
incrementa. Los datos reportados por Pointing y col. (1966), Torreggiani y col. (1995) y
por Salvatori y Alzamora (2000) demuestran que por encima de 45 °C en las frutas
comienzan a tener lugar reacciones de deterioro del “flavor” y de pardeamiento enzimático.
Según el trabajo publicado por los autores Lenart y Flink (1984) la relación
muestra – jarabe afecta la pérdida de agua y ganancia de sólidos. En el proceso se utiliza
una alta relación muestra – jarabe para minimizar el efecto de la dilución de la solución de
inmersión por el agua proveniente de la deshidratación de la fruta.
En un proceso de ósmosis que se desarrolla en un sistema de agitación continuo se
favorece la velocidad de deshidratación. Un nivel de agitación adecuado asegura la
minimización de la resistencia a la transferencia de masa en la soluciones y es uno de los
factores claves de la efectividad del proceso.
El tiempo que toma una determinada muestra para llegar a un estado de equilibrio
en el sistema depende del tipo de soluto empleado en la solución o de las condiciones de
presión del sistema.
La razón de la aplicación del proceso de DO como pretratamiento está relacionado
no solo con la modificación de la composición química de las frutas y vegetales a través de
la pérdida simultánea de agua y la incorporación de sólidos, sino que esta transformación
resulta interesante desde el punto de vista del mejoramiento de la calidad (Nieto, 2004).
permite el agregado de solutos de interés nutricional o sensorial e incorporar
ingredientes y aditivos.
estabiliza pigmentos y al producto en el período de almacenamiento.
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limita la introducción de SO2 para disminuir reacciones de pardeamiento y
oxidación.
mejora la rehidratación del alimento y tiene un efecto protector sobre la
estructura del tejido durante el secado en convección forzada, congelación o
liofilización posteriores, limitando el colapso y la disrupción celular.
permite el uso de temperaturas de operación moderadas y la remoción de agua
del alimento sin cambio de fase.
se obtiene un producto más blando y dulce que la fruta secada
convencionalmente sin ningún tratamiento previo.
Todos estos resultados demuestran la importancia en la elección de los agentes de
ósmosis y que los efectos específicos de la solución deben ser tenidos en cuenta en los
procesos de deshidratación osmótica de las frutas.
Por otra parte, la deshidratación osmótica presenta una serie de ventajas frente a
otras técnicas de secado convencionales, como son el bajo consumo de energía, la mayor
conservación del contenido en nutrientes y la prevención de la alteración del sabor y el
color asociada al pardeamiento enzimático.
A pesar de sus ventajas la DO todavía cuenta con restricciones para ser
implementada a nivel industrial, tanto en el diseño de los equipos como en el de los
procesos.
2.2 Organización interna del cuerpo de las plantas: células, tejidos y órganos
2.2.1 La estructura celular
La célula es una unidad dinámica que se encuentra en intercambio permanente con el
medio circundante, es un sistema abierto, que si bien sufre modificaciones, esencialmente
posee una organización común.
Las células vegetales cuentan con una envoltura rígida llamada pared celular que
rodea un citoplasma delimitado por una membrana (plasmalema), un núcleo y una gran
vacuola central, rodeada de otra membrana (tonoplasto) que la separa del citoplasma
(figura 2.4).
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Figura 2.4: Diagrama de una célula parenquimática vegetal. Las flechas indican las vías de transporte del agua.
El citoplasma es complejo en su organización estructural y se separa en dos fases,
una contenida dentro del sistema de membranas que da origen a las organelas y la otra
situada por fuera, que contituye la matriz citoplasmática o citosol. Los órganos
citoplasmáticos son: plástidos, mitocondrias, ribosomas, aparato de Golgi, retículo
endoplasmático y vacuola. El citosol consiste en una emulsión coloidal muy fina de
moléculas orgánicas y otras sustancias solubles en agua, iones y agua que es el componente
mayoritario (85 – 90 %). Se encuentra en estado de sol o de gel, de aspecto granuloso y
permite proveer un medio para el desarrollo de los procesos citoplasmáticos.
El núcleo contiene la mayor cantidad de ADN. El carioplasma es la matriz nuclear,
es el medio semilíquido del núcleo en el que se encuentran sumergida la cromatina
(proteínas y ARN) y los nucléolos (proteínas y ADNr). La carioteca es la envoltura nuclear
que rodea al carioplasma, es compuesta por dos membranas que en determinados puntos se
fusionan y forman poros nucleares que permiten la comunicación con el citoplasma celular.
Pared celular
Retículo endoplasmático
Núcleo
Mitocondria
Cloroplasto
Campo 1° de puntuación
Plasmodesmos
Aparato de Golgi
Vacuola central
Laminilla media
Membrana plasmática
Ribosomas
Microtúbulos
50 - 500 m
Transporte simplástico
Transporte apoplástico
Transporte transmembrana
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La vacuola es un componente importante del protoplasto. Ocupa más del 90 % del
volumen de casi todas las células vegetales adultas. Contiene agua y una variedad de
sustancias orgánicas e inorgánicas (iones, azúcares, proteínas, ácidos orgánicos, taninos,
flavonoides y otras sustancias), muchas de las cuales están presentes en estado disuelto, y
que la célula utiliza como sustancias de reserva o digestión, entre otras. La vacuola se
encuentra rodeada por una membrana denominada tonoplasto que tiene permeabilidad
diferencial y controla el transporte de solutos hacia fuera y dentro de la vacuola, lo que
permite regular le potencial hídrico a través de los fenómenos osmóticos y especialmente el
mantenimiento de la turgencia de la célula. El proceso de crecimiento de la célula da lugar
a que las vacuolas aumenten de tamaño, se llenen de líquido y se fusionen formando una
única gran vacuola central. Como resultado el citoplasma queda reducido a una capa fina
comprimido contra la pared celular.
La membrana plasmática o plasmalema está constituida por una bicapa
fosfolipídica fluida, con los grupos hidrófobos orientados hacia el centro y los grupos
hidrofílicos hacia las partes externas de la bicapa (modelo de mosaico fluido propuesto por
Singer y Nicolson, 1972) (figura 2.5). Según las condiciones de temperatura la bicapa
puede pasar de estados sólidos gel a estados líquido mediante transiciones de fase. El
empaquetamiento de los lípidos dentro de la bicapa también afecta a sus propiedades
mecánicas, como su resistencia al estiramiento y flexión. En las membranas existen dos
tipos de proteínas: las proteínas integrales (intrínsecas) que penetran por cada lado de la
membrana y las proteínas periféricas (extrínsecas) flotando en la bicapa lipídica. Las
membranas tienen permeabilidad selectiva, son muy permeables al agua y ciertos gases,
mientras que las moléculas polares tienden a moverse por intermedio de las proteínas de
membrana.
Finalmente, la pared celular se encuentra rodeando externamente al plasmalema.
Permite brindar soporte mecánico a los tejidos vegetales, restringe la distensión del
protoplasto por la vacuola osmóticamente activa y estabiliza el tamaño y la forma de la
célula en la madurez. Participa en los fenómenos de absorción, transpiración, traslado y
secreción (Esau, 1982). La presencia de la pared celular es la característica fundamental
que la diferencia de la célula animal.
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Figura 2.5: Esquema del modelo de mosaico fluido propuesto por Singer y Nicolson. Fuente: Adaptación de Madigan y col. (1997).
La pared celular de una célula parenquimática es delgada, en promedio (0,1 – 10
m) pero fuerte. Es una estructura altamente organizada y compleja que contiene
aproximadamente 65 % de agua y 35 % de diversos polisacáridos, proteínas y sustancias
aromáticas (tabla 2.1). La composición y el arreglo molecular de los polímeros presentes
en la pared difiere entre especies, entre tejidos de una misma especie, entre células
individuales y también entre regiones de la pared que rodea a un solo protoplasto (Carpita y
Mc Cann, 2000). Los distintos tipos de arreglos de polisacáridos de las de paredes celulares
determinan la textura de un tejido.
El compuesto principal de las paredes de las células vegetales es la celulosa que es
un polímero lineal de unidades de 1,4- -D-glucosa que es insoluble en agua y puede
alcanzar hasta cuatro micras de largo. El marco celulósico es un sistema de fibrillas de
diferente magnitud, las de mayor tamaño pueden observarse mediante microscopía óptica y
se las denomina macrofibrillas. Mediante microscopía electrónica de transmisión pueden
resolverse microfibrillas de aproximadamente 100 Å que son ensamblajes de varias
docenas de las cadenas de glucosa unidas una a otra por enlaces hidrógeno a lo largo de su
longitud. Dentro de las microfibrillas existen secciones conocidas como micelas donde la
celulosa se dispone en un ordenamiento tal que adquiere propiedades cristalinas y por lo
tanto hace que la pared de la célula sea anisótropa. En la figura 2.6 se representa un
esquema de la estructura de la celulosa.
Los glicanos son polisacáridos que, a través de uniones de puente hidrogeno con las
microfibrillas de la celulosa, las pectinas y las ligninas; forman la estructura final de la
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Tabla 2.1: composición química de la pared celular
Polímero Solubilidad
en aguaa Composición centesimalb
Polisacáridos Celulosa Insoluble 30 Hemicelulosas Xiloglucano Soluble 25 Xilano Soluble 5 Mezcla de glucanos Soluble - Pectinas Homogalacturonano Soluble 15 Rhamnogalacturonano I Soluble 15 Rhamnogalacturonano II Soluble 5 Glicoproteínas Arabinogalactanos proteínas Soluble Variable Extensina Soluble 5
a solubilidad después de la extracción del polímero de la pared. b expresada como porcentaje en base seca. La pared primaria tiene ~ 65 %p/p de agua. Fuente: Jackman y Stanley, 1995.
pared celular. El componente principal de los glicanos es la hemicelulosa, que es un
polímero rígido altamente ramificado con forma de varillas de azúcares neutros como el
xilano, xiloglucano y mezclas de glucanos 1,3 o 1,4 (Carpita y McCann, 2000).
Las glicoproteínas se encuentran presentes en un 5-10 % de la masa seca en las
paredes celulares. A este grupo pertenece la extensina. Las extensinas están uniformemente
distribuidas a través de la pared celular. Se entrecruzan con otros polímeros de la pared
celular y con algunas pectinas y por lo tanto, contribuyen a la integridad de las propiedades
mecánicas de la pared.
La lignina se encuentra en mayor concentración en la pared secundaria, donde la
polimerización y la formación del material que la compone ocurren a expensas del
contenido de agua (Jackman y Stanley, 1995 b).
El término pectinas incluye a las cadenas poligalacturónicas metiladas al 100 % y a
los ácidos poligalacturónicos sin grupos metilo. Están constituidas por unidades de ácidos
-D-galacturónico unidos por enlaces 1,4.
La cadena principal posee segmentos que contienen abundantes restos de L-ramnosa
y, en pequeñas cantidades, se encuentran D-galactanos, L-arabinanos y arabinogalactanos.
Los grupos carboxilo de los restos galacturónicos están esterificados en diferentes
proporciones con metanol y los grupos -OH de las posiciones 2 y 3 pueden estar acetilados
en pequeñas cantidades.
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Figura 2.6: Estructura de la celulosa. Modificado de Esau (1982).
La presencia de estas sustancias (ramnosa, arabinosa y galactosa) en la cadena
principal tiene como consecuencia una desviación de la cadena produciendo una especie de
zig-zag. Por otro lado, parte de las pectinas está ligada a la celulosa, especialmente en las
paredes celulares, bajo la forma de un complejo insoluble en agua llamado protopectina.
Según los autores Carpita y McCann (2000) la estructura de las pectinas permiten
cumplir varias funciones, como por ejemplo, controlar el tamaño del poro de la pared
celular y proveer carga superficial, la cual regula el pH de la pared y el balance iónico;
contribuir a la adhesión entre paredes celulares de dos células adyacentes, otorgar fuerza
mecánica a la pared celular y ayudar a moléculas de reconocimiento que alertan a las
células de la planta de la presencia de organismos simbióticos, patógenos e insectos.
micelas
laminilla mediapared primaria
pared secundaria con tres capas
macrofibrilla
microfibrilla
molécula de celulosa
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Son sustancias lábiles al calor y en su ausencia las células de las plantas se separan
fácilmente.
Los autores Carpita y Gibeau (1993) propusieron un modelo de pared celular
dinámica, donde establecieron la existencia de tres dominios independientes que
interactúan entre sí para formar su estructura final (figura 2.7). En este modelo, las
hemicelulosas son el componente principal de unión y se unen fuertemente en una
conformación lineal con las microfibrillas de celulosa.
Figura 2.7: Representación de la pared celular primaria. Fuente: Carpita y Gilbeaut, 1983.
Esto resulta en un dominio de hemicelulosa – celulosa, que representa el 50 – 60 %
del peso seco de la pared. Un segundo dominio está constituido por las sustancias pécticas,
que constituyen el 30 % adicional de la masa de la pared. Frecuentemente el
entrecruzamiento de las cadenas helicoidales de homogalacturonanos de las pectinas de-
esterificadas puede ocurrir por unión por puentes de Ca2+. Las macromoléculas de
rhamnogalacturonano I (RG I) representan la porción de polímeros de pectinas ricas en
cadenas de arabinogalactano, las cuales interrumpen la unión con el Ca2+. Por lo tanto la
matriz péctica controla el tamaño de los poros de la pared. El tamaño y la frecuencia de las
zonas de unión y el tamaño y conformación de las cadenas laterales de RG pueden influir
en la porosidad del gel de pectina. El tercer dominio estructural contiene unidades
Microfibrilla de celulosa
Xiloglucano
Matriz péctica
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covalentemente entrecruzadas de proteínas estructurales como la extensina, orientadas
radialmente dentro de la matriz de la pared (Jackman y Stanley, 1995 b). Los dominios
estructurales se orientan sobre tres planos distintos. El arreglo de microfibrillas se extiende
sobre el eje transversal, los xiloglucanos y pectinas en el eje longitudinal y la extensina en
el eje radial.
Los plasmodesmos son conexiones citoplasmáticas que se extienden a través de las
paredes celulares de células vecinas. Es un conducto intercelular por el cual se comunican
los plasmalemas de dos células colindantes y que puede influir en la regulación del
transporte de agua, iones y moléculas pequeñas entre células que constituyen la vía de
comunicación simplástica. Además existen otras dos vías para la entrada y salida de agua,
mediante el transporte apoplástico, a través de las paredes celulares y espacios
intercelulares, y mediante el transporte transmembrana en el que intervienen las
acuaporinas (Agre y col., 1998) (figura 2.4).
Los espacios intercelulares se forman entre células adyacentes y crean un sistema
de canales que pueden contener aire.
Por lo tanto la organización ultraestructural de los compuestos polisacáridos de la
pared celular le confiere propiedades que le permiten soportar las tensiones de estrés y el
crecimiento simultáneamente.
Según Bourne (1980) la rigidez y la turgencia percibida de las frutas frescas pueden
ser atribuidas a la presión de turgor de la célula, la cual distiende la vacuola contra la pared
celular elástica. La turgencia de la célula es el resultado de la habilidad de la membrana
celular para controlar la permeabilidad relativa a sales y agua (transporte transmembrana) y
como se mencionó anteriormente a través de los plasmodesmos de las paredes.
2.2.2 La manzana
Los manzanos poseen una alta facilidad de adaptación a diferentes tipos de clima y
suelos, altos rendimientos y valor alimenticio e industrialmente permiten obtener una gran
diversidad de productos como jugos, bebidas fermentadas, vinagres, jaleas, mermeladas,
purés, conservas, deshidratados, etc. Debido a esto son los árboles frutales cultivados de
mayor abundancia en las regiones templadas del planeta.
Existen numerosas variedades cultivadas de esta especie, las cuales se clasifican de
acuerdo con el color de su epidermis, y dentro de ella por su precocidad y características de
la coloración (intensidad y tipo de color: liso o estriado) (Agustí, 2004).
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23
Este frutal pertenece a la familia Rosaceae, subfamilia Pomoideas, especie Malus
pumila.
La planta es fuerte y de masa foliar abundante, alcanza como máximo 10 m de
altura y tiene una copa globosa, puede alcanzar un tiempo de vida de unos 60-80 años. Las
hojas son ovales, cortamente acuminadas, aserradas, con dientes obtusos, blandas, con un
haz verde claro.
Sus flores son grandes, normalmente presentan cinco pétalos redondeados de color
blanco y rosado en el extremo inferior, un cáliz conformado de cinco sépalos puntiagudos,
y veinte estambres. La floración tiene lugar en primavera.
El fruto es un pomo (fruto complejo que proviene de una sola flor y han entrado
órganos o elementos ajenos al propio ovario en su formación) de estructura globosa, con
pedúnculo corto. Se origina a partir de un pistilo compuesto formado por dos o más
carpelos y de un ovario ínfero. Tanto el cáliz como los estambres persisten, en forma
deshidratada, en el fruto.
En la figura 2.8 puede observarse un esquema de un corte transversal del fruto de
manzana.
La parte central del fruto constituye el pericarpo, que consta de tejido
parenquimático donde se localizan los haces vasculares dorsales y ventrales de los
carpelos, y un tejido cartilaginoso constituido por esclereida, que forman el corazón del
fruto, que recubre interiormente los lóbulos y constituye el endocarpo donde están
contenidas numerosas semillas de color pardo brillante. En cada lóculo se encuentran dos
semillas. La porción comestible del fruto es la masa de tejido extracarpelar que se origina a
partir del hipanto (o tubo floral), también esta constituída por parénquima con notables
espacios intercelulares y por los haces vasculares del tubo floral. Contiguo al tejido
parenquimático, hacia fuera de la manzana, se encuentra el tejido subepidérmico que es
compacto, de pocas capas celulares y cuyas células presentan algún engrosamiento en sus
paredes. La epidemis externa manifiesta una cutícula que incrementa su grosor durante el
crecimiento del fruto y la piel o cáscara que es relativamente resistente con ceras
epicuticulares dispuestas en plaquetas superpuestas.
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Figura 2.8: Corte transversal de un fruto de manzana maduro
La variedad Granny Smith es la más difundida en el mundo, luego de Red y Golden
Delicious. Nuestro país es uno de los productores más importantes junto con Chile, Brasil,
Sudáfrica, entre otros. La manzana es una fruta de buen tamaño, esférica y simétrica. Tiene
color verde intenso que se vuelve más claro en la madurez, con numerosas lenticelas de
color blanquecino. La pulpa es blanquecina, compacta, muy crujiente y jugosa, de sabor
ligeramente ácido. Es resistente a los daños producidos en el transporte y permite largos
períodos de almacenamiento en cámara frigorífica. Esta variedad es utilizada como matriz
modelo de muchos trabajos científicos publicados.
Desde el punto de vista nutricional la composición de las frutas depende de la variedad
botánica, el clima y las condiciones del suelo donde se cultivó, las prácticas de cultivo, el
grado de madurez durante la cosecha y las condiciones de almacenamiento.
En la tabla 2.2 se listan los principales nutrientes y su cantidad aproximada presentes
en la manzana fresca.
En promedio las frutas están compuestas por un 85 % de agua cuando se cosechan
frescas.
Endocarpo Tubo floral
Exocarpo Mesocarpo Hacecillo del sépalo
Borde externo del carpelo
Piel
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25
Su contenido en grasa es casi despreciable (0,1 %p/p) y las proteínas representan,
como en la mayoría de las frutas, menos del 1 % del peso fresco y son de bajo valor
biológico.
Tabla 2.2: Composición nutricional de la manzana Granny Smith. Nutrientes Cantidada Energía (Kcal) 41 Proteína (g) 0,3 Grasa total (g) 0,1 Colesterol (mg) 0 Glúcidos (g) 10,5 Fibra (g) 1,5 Potasio (mg) Calcio (mg)
110 4
Hierro (mg) 0,1 Yodo (μg) Trazas Vitamina A (mg) 1,5 Vitamina C (mg) 4 Vitamina D (μg) 0 Vitamina E (mg) 0,5 Vitam. B12 (μg) 0 Folato (μg) 1 a Por 100 g de sustancia comestible.
Fuente:http://www.composicionnutricional.com/alimentos/manzana-tipo-granny-smith-1
Las calorías de la fruta dependen de su contenido de hidratos de carbono. Las frutas
son una importante fuente de carbohidratos digeribles y no digeribles. Los primeros están
constituidos principalmente por fructosa, glucosa y sacarosa (que le confieren el sabor
dulce a las frutas maduras) y pequeñas cantidades de otros mono y disacáridos como
xilosa, arabinosa, manosa, galactosa y maltosa. Las frutas no maduras poseen entre 0,5 y 2
% de almidón que se va perdiendo a medida que avanza la madurez. Los carbohidratos no
digeribles están integrados por los componentes de las paredes celulares: la celulosa, la
hemicelulosa y las sustancias pécticas. Las frutas son importantes fuentes de minerales,
aunque los contenidos de una especie pueden variar según la zona de cultivo. Las
manzanas Granny Smith no son especialmente ricas en potasio y ofrecen un bajo nivel de
minerales como calcio y hierro y de algunas vitaminas, como vitamina C, E y A (en forma
de carotenos). Por ejemplo, el calcio que se halla en las sustancias pécticas de las paredes
celulares también influye en la textura, la vida útil y por consiguiente en la calidad de las
frutas.
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26
2.3 Examen micro y ultraestructural de los alimentos
En los materiales biológicos la estructura cumple un rol importante en los
fenómenos físicos y de transporte (Aguilera y Lillford, 1997). A nivel micro o
ultraestructural los tejidos vegetales son altamente heterogéneos y el estudio de su arreglo
arquitectónico es fundamenteal para entender su comportamiento mecánico o reológico.
Existen varias técnicas que generan datos en forma de imágenes para examinar la
estructura de los alimentos. Estas técnicas son de caracteres auxiliares y complementarios a
las determinaciones instrumentales.
La microscopía óptica (MO) es una técnica ampliamente utilizada para el estudio de
la microestructura y con múltiples aplicaciones en la ingeniería y el procesamiento de
alimentos. El poder de resolución de un microscópio óptico es de aproximadamente 0,2
m.
La microscopía electrónica de transmisión (MET) emplea haces de electrones para
la determinación de la ultraestructura de los materiales. Posee un poder de resolución de
1,4 Å, mucho mayor que el MO. El empleo de la microscopía electrónica de transmisión
permite estudiar con detalle los fenómenos que tienen lugar a nivel ultraestructural en la
pared celular, en la membrana celular (plasmalema) y en el tonoplasto.
En la tabla 2.3 se resumen las diferencias entre estos dos tipos de microscopía.
Cada una de las técnicas microscópicas posee su metodología propia de preparación
de la muestra. En casi todos los casos, a partir de corte de tejido, se realiza la fijación
química seguida por una deshidratación e inclusión en alguna sustancia que actúe como
soporte. Esto resulta en un bloque que contiene al material a partir del cual se pueden
cortar finas secciones que luego son teñidas y montadas para su observación.
Tabla 2.3: Comparación de microscopías óptica y electrónica de transmisión
Criterio MO MET Fuente de energía Lámpara de incandescencia
(fotones) Filamento de tungsteno (electrones)
Imagen generada por Refracción de rayos luminosos
Dispersión de electrones
Lentes Vidrio / cuarzo Electromagnéticas Tubos Aire Vacío Preparación de muestras Sencilla Complicada Resolución (nm) 200 – 500 0,2 – 1 Magnificación (X) 10 – 1500 200 – 300000 Obtención de imagen Ojo, pantalla Pantalla fluorescente
IInnttrroodduucccciióónn
27
Según Lewis (1986), la interpretación de las imágenes que se obtiene por métodos
microscópicos debe estar basada en las siguientes características para evitar conclusiones
erróneas:
- todas las interpretaciones deben tener en cuenta el proceso de preparación de la
muestra.
- la interpretación debe estar basada sobre las diferencias existentes entre una
muestra control y otra procesada.
- se debe emplear un número suficiente de preparaciones obtenidas
aleatoriamente a partir de muestras representativas para cada tratamiento y
control.
- las observaciones fundamentales deben estar corroboradas por más de una
técnica microscópica.
2.4 Propiedades mecánicas de los alimentos
Se define a la textura como todos los atributos mecánicos, geométricos y de
superficie de un producto perceptible mediante receptores mecánicos, táctiles, visuales y
auditivos, y que se manifiesta cuando el alimento sufre una deformación. (Rosenthal,
1999). La percepción de la textura de un alimento constituye uno de los criterios de
aceptación o rechazo por parte del consumidor. Tiene su origen en la estructura misma del
producto y en su comportamiento cuando es manipulado o ingerido.
Su definición no es sencilla porque es el resultado de la acción de estímulos de
distinta naturaleza y su significado puede ser diferente para distintas personas en función
del tipo de material involucrado. Por lo tanto, es poco probable que las características
texturales puedan ser apreciadas mediante un único ensayo instrumental, que considera una
sola propiedad física en forma aislada.
La reología es la ciencia que estudia el flujo y la deformación de la materia cuando
se someten a la acción de una fuerza externa. Estudia la forma en que los materiales
responden a la aplicación de un esfuerzo o de una deformación.
Los alimentos son materiales complejos cuyas características y propiedades
deseadas, especialmente las mecánicas, dependen frecuentemente de su estructura, esto es,
del arreglo espacial de los elementos micro y submicroestructurales, y está determinada por
la composición química y las fuerzas físicas. Existe una relación directa entre la estructura
y la textura (Stanley y Tung, 1975).
IInnttrroodduucccciióónn
28
Entonces, la reología aplicada a los materiales alimenticios permite:
- estimar parámetros de diseño de equipos y procesos ingenieriles
- determinar la funcionalidad de ingredientes para el desarrollo de productos
- caracterizar los materiales e interpretar aspectos estructurales
- controlar la calidad de un producto final o intermedio
- evaluar la textura mediante su correlación con datos sensoriales
El análisis y la cuantificación del comportamiento reológico de las frutas y
vegetales y la investigación de las causas químicas y estructurales que lo determinan es un
aspecto de gran interés en la ciencia de los alimentos. Su importancia radica
fundamentalmente en tres razones: la primera es que existe en la naturaleza un gran
número y variedad de estos productos que son económicamente importantes y que además
son imprescindibles en la dieta humana contemporánea. La segunda razón consiste en que
las propiedades mecánicas del tejido de las frutas y vegetales son dependientes del tiempo,
haciendo esencial cualquier estudio reológico. La tercera razón es que las propiedades
mecánicas son relevantes para muchos aspectos del estudio de estos materiales, incluyendo
las causas y magnitud del daño durante la cosecha, el transporte y el almacenamiento; la
percepción humana sobre la calidad del producto y los cambios fisiológicos que toman
lugar en el producto durante el crecimiento, la maduración y el almacenamiento luego de la
cosecha.
En el caso de los tejidos vegetales, la estructura posee un papel principal en la
percepción de la textura de los mismos y numerosos investigadores han aplicado la
reología a frutas y vegetales de modo de entender la relación existente entre estos aspectos
y los cambios inducidos por diferentes modos de procesamiento.
2.4.1Comportamiento reológico de los materiales alimenticios
El principio básico de la reología de los sólidos elásticos es la ley de Hooke, que
define el sólido ideal como aquél que se deforma instantánea y proporcionalmente a la
magnitud de la fuerza aplicada y se recupera también instantáneamente al retirar la fuerza.
La ecuación 2.1 describe este comportamiento.
= E (ecuación 2.1)
donde: es la fuerza por unidad de superficie, E es el módulo de elasticidad (característico
de la estructura del material) y es la deformación lineal relativa.
IInnttrroodduucccciióónn
29
Los materiales que con una forma determinada alcanzan una nueva forma de
equilibrio debido a la aplicación de fuerzas externas reciben el nombre de sólidos elásticos.
Cuando estas fuerzas externas se remueven, se revierte la forma exactamente al estado
original. A través del trabajo producido por las fuerzas externas durante la deformación el
sólido almacena toda la energía que luego utiliza para restablecer el cuerpo a la forma
original cuando se remueven las fuerzas aplicadas.
El módulo de elasticidad de Young caracteriza la rigidez del material. La rigidez es
una medida de la resistencia del material a deformarse.
Los materiales que no tienen una forma definida (que adoptan la del recipiente que
los contienen) y fluyen irreversiblemente bajo la acción de fuerzas externas se denominan
líquidos viscosos. La ley de viscosidad de Newton (ecuación 2.2) expresa el
comportamiento de todos aquellos líquidos que presentan un flujo laminar. La energía de
deformación de los fluidos se disipa en forma de calor.
(ecuación 2.2)
donde: es el esfuerzo de corte, es la viscosidad y es la velocidad de deformación
Sin embargo ningún alimento se comporta como un sólido elástico o un líquido
viscoso, todos muestran una combinación de ambas conductas en su respuesta mecánica,
definiendo una nueva conducta viscoelástica (figura 2.9) (Ward, 1990).
La teoría de la viscoelasticidad fue desarrollada para materiales a los que se les
aplican pequeños esfuerzos y deformaciones. En la literatura existen diferentes enfoques al
modelado analítico del comportamiento reológico de un sistema viscoelástico lineal, como
por ejemplo modelos mecánicos estándar, modelos derivados fraccionados o “fractional
derivative models” (Pritz, 1996) y modelos de leyes potenciales (Tshoegl, 1989; Park,
2001). El enfoque clásico utiliza modelos mecánicos que comprenden dos (o sus
combinaciones) elementos principales: el elemento elástico (que se refiere como el
elemento de resorte), y el elemento viscoso (referido como el elemento amortiguador)
(Ferry, 1980).
La deformación de un sólido viscoelástico no es instantánea, sino que se produce en
un tiempo finito y medible.
IInnttrroodduucccciióónn
30
Figura 2.9: Espectro del comportamiento mecánico en estructuras alimenticias. Fuente: Aguilera y Stanley (1990).
Para todos los materiales se puede determinar una constante de tiempo
característica (), la cual es infinita para un sólido elástico ideal y es casi cero para
líquidos. Por otra parte, los procesos de deformación están relacionados con valores de
tiempo real (t). Así se define el Número de Deborah (= / t); altos valores del Número de
Deborah definen la conducta de un sólido (materiales elásticos) y bajos valores de éste
detallan el comportamiento de un líquido (materiales viscosos).
Los materiales viscoelásticos se clasifican en: viscoelásticos lineales (las
propiedades solo dependen del tiempo) y viscoelásticos no lineales (las propiedades
dependen del tiempo y de las magnitudes de la fuerza o de la deformación aplicada).
Ante la diversidad de los comportamientos de los materiales sólidos reales, para
caracterizar su respuesta reológica éstos se estudian en condiciones experimentales que
permitan la aplicación del modelo de viscoelasticidad lineal.
2.4.2 Evaluación instrumental de las propiedades reológicas
Los ensayos reológicos fundamentalmente estudian la evolución de tres variables
implicadas: tensión, deformación y tiempo, en condiciones experimentales en las cuales se
cumpla la linealidad de la respuesta viscoelástica (Sherman, 1970; Costell y col., 1997).
Líquido viscoelástico Sólido viscoelástico
Sólido elástico ideal
Material viscoelástico
Líquido Newtoniano ideal
Líquido no Newtoniano
IInnttrroodduucccciióónn
31
Existen distintos tipos de ensayos reológicos en función del tipo y dirección de la
fuerza que se aplica sobre el producto:
ensayos de tensión – deformación
ensayos de tensión – tiempo
ensayos de deformación tiempo
Los conocimientos derivados de las investigaciones realizadas sobre la estructura de
las células de los tejidos vegetales durante los procesos de conservación, y su influencia en
el comportamiento viscoelástico (determinado por los ensayos a bajas deformaciones) y las
propiedades de ruptura (determinado por los ensayos a altas deformaciones) pueden ser
utilizados para la optimización de técnicas existentes para la producción de frutas con
propiedades mecánicas específicas (Kunzek y col., 1999).
Ensayos reológicos a altas deformaciones
Los ensayos que se aplican comúnmente en las frutas son los que estudian la
relación tensión – deformación con fuerzas normales de compresión uniaxial (se aplican de
modo perpendicular a la superficie sobre la que actúan) (figura 2.10).
Figura 2.10: Esquema de un diagrama de fuerzas y deformación de una muestra en un ensayo a altas deformaciones. L es la longitud; L es el cambio en la longitud.
Estos ensayos miden la resistencia de un alimento a la compresión. Se comprimen
muestras de alimento, que generalmente se presentan en forma de cilindro o de placa, hasta
su ruptura o hasta una determinada deformación por la acción de un émbolo que se
desplaza verticalmente a una velocidad prefijada.
L
Fuerza
L
IInnttrroodduucccciióónn
32
Los equipos universales denominados “texturómetros” son los más utilizados para
la realización experimental de los ensayos de compresión. En este tipo de equipo se
comprime el espécimen a una velocidad constante dentro de un intervalo continuo y se
registra la resistencia que el alimento opone a la deformación impuesta (Costell y col.,
1997). Debido a la naturaleza viscoelástica de los alimentos, la magnitud de la tensión
desarrollada no solo es función de la deformación sino también de la velocidad de
compresión. La aplicación de distintas velocidades afecta significativamente la respuesta
mecánica del material. La naturaleza de esta variación con la velocidad de deformación es
característica de cada material (Costell y col., 1997).
Por definición, en un ensayo ideal de deformación uniaxial la tensión –
deformación es independiente de las dimensiones del espécimen, sin embargo en la
práctica esto no sucede así.
Algunos materiales contienen estructuras orientadas (por ejemplo, alimentos
fibrosos) que pueden influir en la respuesta del material. La mayoría de los alimentos
contienen líquidos; por lo tanto parte de la tensión alcanzada puede deberse al desarrollo de
presiones hidrostáticas durante la compresión. La disipación de dichas presiones dependerá
de la naturaleza porosa, la densidad o la microestructura de la matriz del material y la
geometría de la muestra.
El comportamiento de las curvas es la primera información que se obtiene en el
ensayo de compresión. Las curvas que se registran al comprimir alimentos duros o rígidos,
que suelen romperse durante el ensayo, muestran un pico abrupto que marca el momento
de la ruptura o fractura. En algunos casos antes de la ruptura pueden presentar un pequeño
cambio en la pendiente, denominado “bioyield” que está relacionado con la fractura de la
microestructura de la muestra asociada con una disrupción inicial de la estructura (Steffe,
1996). En cambio las curvas originadas a partir de alimentos blandos, que se comprimen
sin ruptura aparente, presentan una forma continua ascendente hasta que finaliza el ensayo
(figura 2.11).
IInnttrroodduucccciióónn
33
Figura 2.11: Curvas típicas obtenidas a partir de la compresión de alimentos duros y blandos.
En la ciencia de los alimentos el término módulo de deformabilidad (Ed) es
empleado en reemplazo de módulo de elasticidad. Este parámetro considera tanto la
deformación recuperable y la no recuperable que tiene lugar cuando el alimento es
sometido a pequeñas deformaciones. Se obtiene a partir de la curva de esfuerzo vs
deformación en un rango de deformación definido donde la deformación se acerca a 0
(Mittal y Mohsenin, 1987) o de la región lineal de la curva si es que existe (Rebouillat y
Peleg, 1988).
Integrando el área bajo la curva encerrada desde el punto inicial hasta el punto de
Fmax se obtiene la resistencia a la ruptura o trabajo de ruptura (W) que equivale a la energía
mecánica absorbida por el material hasta alcanzar el punto de ruptura de la muestra durante
una compresión. Según Mayor y col. (2007), W puede dar una idea de la dureza de la
muestra.
Ensayos reológicos a bajas deformaciones
En este tipo de ensayos se aplican muy pequeñas deformaciones (< 0,1 %) sobre la
superficie del material, lo que permite estudiar a los alimentos sólidos con cambios físicos
mínimos.
Porcentaje de compresión (%)
Fuerza Fuerza de ruptura
Alimento duro
“bioyield” Alimento blando
IInnttrroodduucccciióónn
34
Se utiliza un reómetro dinámico y permite realizar dos tipos distintos de ensayos:
de cizallamiento oscilatorios (frecuencia) y cizallamiento rotatorios (fluencia -
recuperación). Los ensayos oscilatorios otorgan datos de viscosidad y elasticidad
relacionados con el tiempo de respuesta del material y los espectros dinámicos que traza
permiten caracterizar la microestructura estática del elemento sin perturbarla durante el
ensayo (Khan y col., 1997).
Por otra parte, el ensayo rotatorio como el de fluencia – recuperación permite
predecir separadamente las características elásticas, viscoelásticas y de flujo viscoso
(Jackman y Stanley, 1992 a; Sherman, 1970; Ferry, 1980). En este ensayo se aplica un
esfuerzo de cizalla al alimento y se mantiene constante. La deformación y la capacitancia
(proporción entre la deformación y el esfuerzo de cizalla aplicado) se incrementan en
función del tiempo. En el inicio del ensayo el alimento se comporta como un sólido y
posteriormente exhibe un comportamiento fluido.
Los ensayos oscilatorios y los ensayos de fluencia – recuperación son usualmente
utilizados para determinar las propiedades del material en la región viscoelástica lineal. En
materiales frutihortícolas se utiliza la teoría de viscoelasticidad lineal aplicando esfuerzos y
deformaciones pequeñas, con lo cual se obtienen modelos matemáticos simples (por la
combinación de elementos elásticos y viscosos), que son necesarios para estimar un gran
número de parámetros, que podrían ser relacionados con la estructura del material (Ferry,
1980; Jackman y Stanley, 1992a).
Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)
En los ensayos dinámicos oscilatorios las muestras se someten a un esfuerzo de
cizalla ( o a una deformación de cizalla () que varía en forma periódica, generalmente
con una alternancia sinusoidal a una frecuencia angular, (Ferry, 1980) (figura 2.12).
Se define como el deslizamiento producido por el cambio del ángulo de la
tangente entre dos líneas originalmente perpendiculares una a otra a través de un punto en
un cuerpo, debido a una fuerza (cizalla) (Mohsenin, 1978).
Al realizar un ensayo oscilatorio en un reómetro dinámico el rotor del sensor
superior se mueve alternativamente con un pequeño ángulo de deflexión ( ) hacia la
izquierda y hacia la derecha, con una dependencia sinusoidal del tiempo, provocando la
deformación de la muestra.
IInnttrroodduucccciióónn
35
Figura 2.12: Esquema de un diagrama de fuerzas y deformación de una muestra en un ensayo oscilatorio dinámico. L es el cambio en la longitud; h es el espesor del espécimen.
Existen diferentes tipos de materiales (sólido elástico, líquido viscoso ideal y
viscoelástico) y cada uno presenta una respuesta distinta en los ensayos dinámicos.
Un sólido elástico ante un esfuerzo de cizalla responde a la Ley de Hooke y es
representado mecánicamente a través de un modelo de resorte. Para un sólido elástico la
deformación y el esfuerzo están en fase.
Un líquido viscoso ideal ante un esfuerzo de cizalla responde a la Ley de Newton y
es representado mecánicamente a través de un modelo de pistón. En este caso la
deformación y el esfuerzo están desfasados 90º.
Los materiales viscoelásticos poseen propiedades que son intermedias entre un
sólido elástico y un líquido viscoso, por lo que el ángulo de desfasaje toma valores entre 0º
y 90º. Las ecuaciones que describen el comportamiento viscoelástico consideran las
ecuaciones planteadas por los sólidos elásticos y líquidos viscosos.
La respuesta al ensayo oscilatorio puede ser subdividida vectorialmente en dos
componentes. Un componente es el módulo de almacenamiento o elástico (G’), en fase con
el estímulo, que está asociado con el almacenamiento y la liberación de energía durante un
ciclo de deformación y brinda información sobre la naturaleza elástica del material. El
segundo componente es el módulo viscoso o de pérdida (G’’), desfasado con el estímulo,
está asociado a la disipación de energía como calor durante un ciclo de deformación y
caracteriza la naturaleza viscosa del material (Alzamora y col., 2008).
Se define el módulo complejo, G* como la relación entre la amplitud del esfuerzo y
la amplitud de la deformación. G* representa la resistencia total del material a la
deformación aplicada. Tanto el módulo complejo como el ángulo de desfasaje son función
Fuerza de cizalla
L
h
IInnttrroodduucccciióónn
36
de la frecuencia. En la mayoría de los casos, para alimentos sólidos y semisólidos, G’’ es
mucho menor que G’, por consiguiente G* es aproximadamente igual a G’ (Ward, 1990).
La relación entre el módulo viscoso y el módulo elástico del material es el valor de
la tangente del ángulo de desfasaje (G’’/G’ = tan( A mayor valor de tan( el material
es relativamente más viscoso y menos elástico, y por lo tanto la mayor parte de la energía
utilizada para deformar el material se disipa viscosamente, y el resto se almacena. Por el
contrario, a menor valor de tan( el material tiene un comportamiento más parecido a un
sólido, y por lo tanto las deformaciones serían esencialmente elásticas o recuperables (Rao,
1992). Si una sustancia es puramente viscosa el ángulo de desfasaje ( es 90º, G’= 0 y G’’
= G*, en cambio si la sustancia es puramente elástica es 0º, G’= G* y G’’ = 0.
La representación gráfica de ambos módulos (G’ y G’’) en función de la frecuencia
de oscilación (barrido de frecuencia) determina el espectro mecánico dinámico del
material. Este gráfico es muy útil ya que representa el comportamiento de la
microestructura del material “huella digital del material”.
Los ensayos dinámicos pueden ser usados para estudiar las propiedades reológicas
de los materiales a distintas frecuencias, brindando más información para la discriminación
entre muestras (Bu-Contreras y Rao, 2002).
Los autores Rao (1992) y Schramm (1994) mencionan varias ventajas en el empleo
de los ensayos dinámicos en la caracterización reológica de distintos alimentos. Son
ensayos muy rápidos, con mínimos cambios químicos y físicos. Brindan información a
bajas deformaciones (sensibilidad a transiciones vítreas, “cross-linking”, separación de
fases, etc.), lo cual asegura una conducta lineal entre la fuerza y la deformación (teorías
viscoelásticas lineales). Las propiedades mecánicas pueden determinarse a varias
frecuencias y temperaturas en un tiempo corto. Algunos estudios muestran correlación
significativa entre los ensayos sensoriales y los dinámicos que permiten realizar
suposiciones estructurales para determinados alimentos (García Loredo y Guerrero, 2011).
En 1992, Ramana y Taylor establecieron la viabilidad de la aplicación de los ensayos
oscilatorios para monitorear los cambios estructurales en pequeños discos de tejido vegetal.
Los ensayos dinámicos, dentro del rango viscoelástico lineal no son destructivos del
material y sus resultados pueden compararse a valores teóricos.
Si el ensayo oscilatorio se llevara a cabo fuera del RVL la resolución sería
compleja ya que no sería posible aplicar ecuaciones diferenciales lineales. Por otro lado, la
muestra se deformaría de tal forma que las uniones moleculares temporarias o los
IInnttrroodduucccciióónn
37
agregados se destruirían, y la mayor parte de la energía adquirida se perdería
irreversiblemente como calor. El límite entre el rango lineal y el no lineal se obtiene
barriendo al módulo complejo o el módulo elástico (en alimentos sólidos o semisólidos) en
función de la amplitud de deformación ó de esfuerzo; cuando el valor de G* o G’ deja de
ser constante, significa que se está en la zona no lineal (figura 2.13).
Figura 2.13: Ensayo dinámico: barrido de amplitud de la deformación. Fuente: Schramm, 1994.
Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)
El ensayo de fluencia permite predecir separadamente las características elásticas,
viscosas y viscoelásticas de un alimento (Sherman, 1970; Ferry, 1980).
Para ello, el ensayo de fluencia – recuperación se divide en dos etapas. En la
primera etapa del ensayo se aplica un esfuerzo de cizalla (figura 2.12) constante hasta un
tiempo t1, luego del cual se remueve el esfuerzo.
Durante el ensayo se registra la deformación que sufre la muestra en función del
tiempo (figura 2.14).
1
1 10
Rango Viscoelástico Lineal
Rango Viscoelástico No Lineal
log G*
0,01
0,1
log 0,10,01
IInnttrroodduucccciióónn
38
Figura 2.14: Respuesta del esfuerzo y la deformación de distintas muestras típicas. ( ) respuesta viscoelástica; ( ) esfuerzo aplicado; ( ) respuesta sólido ideal; ( ) respuesta
líquido Newtoniano.
La deformación total de un material viscoelástico es la suma de tres términos 0,
R y N. Los parámetros 0 y R corresponden a la deformación elástica instantánea y a la
deformación elástica de retardo, respectivamente; mientras que N es la deformación del
flujo Newtoniano. Debido a que el material muestra una conducta lineal, la magnitud de las
deformaciones 0, R y N son exactamente proporcionales a la magnitud del esfuerzo
aplicado.
Cuando un material exhibe una conducta viscoelástica lineal en el ensayo de
fluencia, se puede representar su conducta mediante un modelo mecánico (Sherman, 1970).
Generalmente los materiales biológicos no responden totalmente a los principios
teóricos de la viscoelasticidad lineal; en general son no uniformes (las propiedades
mecánicas son diferentes según la dirección en que se aplica la fuerza del ensayo) y en
muchos casos químicamente activos y físicamente inestables, lo que equivale a
propiedades fuertemente dependientes del tiempo y de las condiciones de aplicación de la
fuerza (Costell y col., 1997).
0
0,0005
0,001
0,0015
0,002
0,0025
0 50 100 150 200 250 300
(%)
Fase de recuperación Fase de fluencia
35 Pa
t (s)
IInnttrroodduucccciióónn
39
Como se mencionó anteriormente, un sólido elástico ante un esfuerzo de cizalla
responde a la Ley de Hooke que puede ser representado físicamente por un resorte y un
fluido ideal tiene un comportamiento Newtoniano que puede ser representado por un pistón
(Flügge, 1967). Pero los alimentos muestran un comportamiento viscoelástico que incluye
a los dos modelos. Estos elementos pueden combinarse en una amplia variedad de modelos
mecánicos para representar la conducta reológica de sustancias complejas. Los dos
modelos viscoelásticos básicos son los modelos de Maxwell y de Kelvin – Voigt (De Man,
1976).
El modelo de Maxwell se compone de un resorte y un pistón dispuestos en serie
(figura 2.15).
Figura 2.15. Representación del Modelo de Maxwell.
La deformación total () del sistema, para un tiempo t, está compuesta por una parte
puramente viscosa, y la otra puramente elástica (ecuación 2.4):
Ent )( (ecuación 2.4)
donde es la deformación viscosa y E es la deformación elástica.
La tensión () que ambas partes soportan es de igual magnitud = tensión de la
componente viscosa (= tensión de la componente elásticaE). En este modelo frente a
un estímulo primero reacciona el sólido elástico representado por el resorte (Costell y col.,
1997).
El modelo de Kelvin - Voigt se compone de un resorte y un pistón dispuestos en
paralelo (figura 2.16).
E0
IInnttrroodduucccciióónn
40
En este modelo es la suma de un componente proporcional a la velocidad de
deformación y de otro proporcional a la deformación (ecuación 2.5):
En (ecuación 2.5)
donde es la tensión viscosa y E es la tensión elástica.
Figura 2.16. Representación del Modelo de Kelvin - Voigt.
La deformación () que soporta es de igual magnitud = = E. Como los elementos
están dispuestos en paralelo, éstos se desplazan juntos al mismo tiempo (Costell y col.,
1997).
Los alimentos son materiales reales que son muy complejos y necesitan una mayor
combinación de resortes y pistones que las dadas por los modelos simplificados de
Maxwell y de Kelvin para describir el comportamiento viscoelástico en los ensayos de
fluencia y recuperación. El modelo más utilizado para representar los materiales
viscoelásticos en los ensayos de fluencia es el modelo de Kelvin – Voigt generalizado
(Schramm, 1994).
El modelo de Kelvin – Voigt generalizado consiste en n elementos de Kelvin en serie
con un resorte inicial y un elemento viscoso al final (figura 2.17).
La expresión matemática del modelo mecánico es la siguiente:
(t) = 0 (1/E0+1/E1 (1-e-t/1) + 1/E2 (1-e-t/2) +..+ 1/En (1-e-t/n) + t/N) (ecuación 2.6)
donde:0 es el esfuerzo aplicado, E0 …y En son los módulos de elasticidad, 1,2 …y n
son los tiempos de retardo y N es el coeficiente de viscosidad asociado con el flujo
Newtoniano.
1 E1
IInnttrroodduucccciióónn
41
Figura 2.17: Representación del Modelo de Kelvin – Voigt Generalizado.
La complejidad de los modelos mecánicos describen el comportamiento de las
curvas de los ensayos de fluencia – recuperación.
Para detallar el comportamiento de un determinado material durante un ensayo, se
puede plantear el ajuste a un modelo de Burguer de 4 elementos, que es una particularidad
del modelo de Kelvin – Voigt generalizado, con el objetivo de simplificar la descripción.
El modelo de Burger es la combinación de un modelo de Maxwell y uno de Kelvin
en serie (figura 2.18) (De Man, 1976) y se ha utilizado para predecir con exactitud el
comportamiento de fluencia en muchos materiales.
En el modelo de los cuatro elementos las deformaciones son aditivas mientras que
el esfuerzo es el mismo para las tres unidades A, B y C.
Las ecuaciones que describen este modelo pueden combinarse en una ecuación
diferencial que es lo suficientemente general como para caracterizar el comportamiento
ante un esfuerzo constante (en la etapa de fluencia) y ante una deformación constante
(relajación del esfuerzo). Sin embargo, resulta mucho más sencillo utilizar el modelo de
Maxwell generalizado para la relajación del esfuerzo.
E1
E0
E2
n En
1 = 1 / E1
2 = 2 / E2
n = n / En
IInnttrroodduucccciióónn
42
Figura 2.18: Representación del Modelo de Burger. P: pistón; R: resorte; E0 módulo de elasticidad; : coeficiente de viscosidad.
Por lo tanto, si se aplica instantáneamente un esfuerzo constante, = 0, se obtiene
la siguiente ecuación (Mohsenin, 1978).
(t) = (0 / E) + (0 / E1 (–e –t/ t ) /N) (ecuación 2.7)
Si se define a la función capacitancia J(t) como la inversa del módulo E(t), o como
la relación entre la deformación y el esfuerzo, la ecuación 2.7 se expresa como:
J(t) = J0 + J1 (–e –t/ t /N) (ecuación 2.8)
donde: J0 = 1 / E0 es la capacitancia inicial y J1 = 1 / E1 es la capacitancia de retardo.
De acuerdo con Ward (1990) la capacitancia se define matemáticamente como la
suma de la capacitancia elástica instantánea, elástica de retardo y viscosa. Es una medida,
dependiente del tiempo, de la flexibilidad de un material. Cuanto más grande es la
capacitancia más se puede deformar un material en respuesta a un esfuerzo de cizalla.
Una curva típica de fluencia (capacitancia vs. tiempo), como ya se ha mencionado,
puede dividirse en tres regiones principales (Schramm, 1994) (figura 2.19):
1) La muestra reacciona ante el esfuerzo aplicado con una deformación espontánea
0, representada por el resorte R1. En esta región, las uniones entre la estructura primaria
son extendidas elásticamente.
2) Todos los elementos trabajan para la respuesta de la curva: el resorte R2 y el
pistón P2. La constante de tiempo de este movimiento se llama tiempo medio de retardo.
Esta región es elástica de retardo dependiente del tiempo con una capacitancia (JR). Acá las
A
B
C
1 E1
E0
N
R1
P1
P2R2
IInnttrroodduucccciióónn
43
Figura 2.19: Curva de capacitancia – tiempo para una muestra viscoelástica.
uniones se rompen y reforman. Todas las uniones no se rompen y reforman a la misma
velocidad. Las uniones más débiles se rompen a menores valores de tiempo que las uniones
más fuertes. Esta región está representado por la expresión:
)/exp(1 iiR tJJ (ecuación 2.9)
3) Ambos resortes están completamente extendidos; el constante incremento en la
deformación es causado por el pistón P1. Esta es la región lineal de la capacitancia
Newtoniana (JN). Se prosigue con la ruptura de algunas de las uniones (Sherman, 1970).
Esta región está representado por:
JN = t / N (ecuación 2.10)
Cuando se remueve el esfuerzo aplicado, el comportamiento de la etapa de
recuperación es similar al de la etapa de fluencia si se desprecia la parte del fluido
Newtoniano (N). La recuperación instantánea elástica es seguida por la recuperación
elástica de retardo. Esto es consecuencia de la conducta viscoelástica lineal (Ward, 1990).
0
0,0002
0,0004
0,0006
0,0008
0,001
0,0012
0,0014
0,0016
0,0018
0,002
0 50 100 150 200 250 300
JN .
remanente
Fase de fluencia Fase de recuperación
JR .
J0 .
J0 .
JR .
t (s)
IInnttrroodduucccciióónn
44
La etapa de recuperación del ensayo también puede dividirse en 3 regiones:
1) La muestra reacciona con una espontánea re-formación 0, causada por el resorte
R1.
2) El resorte, que aún se encuentra activado, comienza a recuperar su forma; el
pistón P2 vuelve a su estado original.
3) Todos los procesos de re-formación finalizan y la deformación remanente es
debida al pistón P1.
Alzamora y col. (2008) estudiaron la correlación entre la estructura y las
propiedades viscoelásticas lineales, mediante ensayos rotatorios y oscilatorios dinámicos,
de matrices de manzana Granny Smith expuestas a procesos de deshidratación osmótica en
soluciones de glucosa. Durante el tiempo en el que transcurrió el ensayo algunas muestras
exhibieron una capacitancia en estado de equilibrio (donde persistió una deformación
residual al final de la etapa de recuperación) y se llegó a una situación de flujo estacionario
debido a la viscosidad Newtoniana. Por otro lado, algunas muestras de manzanas frescas
durante la fase de recuperación recobraron completamente su estado inicial. Por este
motivo los autores analizaron las curvas de fluencia utilizando el modelo mecánico que se
describió anteriormente, donde el pistón P1 representado en la figura 2.18 contribuye al
comportamiento viscoso.
Según lo propuesto por Sherman (1970) y por lo expuesto anteriormente se utiliza
el modelo de Kelvin - Voigt generalizado para modelar la curva de J(t) (que se utiliza en
reemplazo de la función de distribución por una cuestión de simplicidad en los cálculos).
El modelo permite que las funciones planteadas para el material viscoelástico sean
fácilmente determinadas a partir de los datos experimentales. J0 estaría relacionado con
aquellas uniones de unidades estructurales que se estiran elásticamente cuando se aplica un
esfuerzo y muestran una recuperación completa e instantánea cuando se quita el esfuerzo.
Los parámetros Ji estarían relacionados con las proporciones de ruptura y reformación de
las uniones. Las uniones más débiles se rompen en períodos más cortos de tiempo que las
uniones más fuertes y muestran una recuperación elástica retardada. Parte de la estructura
no se recupera y las uniones que pueden reformarse necesitan períodos de tiempo mayores
que la etapa de fluencia del ensayo. La capacitancia viscosa estaría relacionada con estas
últimas uniones.
El tejido de manzana durante los ensayos usualmente se encuentra realizando
procesos metabólicos, respirando y perdiendo agua, lo que produce cambios rápidos en sus
propiedades fisicoquímicas. Este fenómeno genera uno de los mayores problemas en la
IInnttrroodduucccciióónn
45
determinación del comportamiento de fluencia en frutas frescas y mínimamente procesadas
ya que la extensión del tejido para la medición de sus propiedades mecánicas debe
realizarse en períodos cortos de tiempo para trabajar dentro del RVL y poder aplicar el
modelado matemático (Alzamora y col., 2008). Además se debe tener en cuenta que el
tiempo debe ser suficientemente largo para alcanzar el estado estacionario del material.
2.5 Movilidad molecular del agua
2.5.1 Principios básicos de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN)
Como se mencionó anteriormente las frutas contienen básicamente agua y
macromoléculas. Puede estudiarse la movilidad molecular del agua y de las
macromoléculas en base a la movilidad de los protones presentes en ellos. La movilidad a
su vez es afectada por las características químicas y físicas de los compuestos y de las
interacciones entre ellos.
Debido a que los protones del agua son los principales contribuyentes a la
relajación del total de los protones en la fruta, la interacción ente el agua y las
macromoléculas y los solutos es el factor que más afecta a la movilidad del sistema y por
lo tanto al fenómeno de relajación (Fullerton y Cameron, 1988).
La espectroscopía de resonancia magnética nuclear (RMN) se basa en el registro de
la radiofrecuencia de resonancia de los núcleos atómicos colocados bajo la influencia de un
campo magnético externo (B0), al exponerse a un segundo campo magnético oscilante (B1).
Si se aplica energía (E) que obligue a los núcleos atómicos a invertir el sentido de su
orientación con respecto a B0 se dice que el sistema está en resonancia. Este fenómeno de
excitación de los espines nucleares se lo conoce como RMN y la E corresponde a la
radiación electromagnética de la región de las radiofrecuencias.
La aplicación de un pulso de radiofrecuencia (absorción resonante) genera energía
que es absorbida por la distribución de la población de los núcleos, que inmediatamente
después tiende a retornar a un estado de equilibro perdiendo dicha energía en forma de una
onda de radiofrecuencia, o por procesos de transiciones no radiantes, llamados en conjunto
procesos de relajación.
La movilidad molecular puede estimarse mediante los tiempos de relajación
transversal (T2) de la magnetización nuclear.
IInnttrroodduucccciióónn
46
El número cuántico de espín indica el sentido de giro del campo magnético que
produce el electrón al girar sobre su eje. Sus valores permitidos son: I = ½ y - ½
Todo núcleo cuyo número cuántico de espín es distinto de cero (I 0, por ejemplo 13C, 17O, 1H o 19F), cuando se somete a un campo magnético puede absorber o emitir
energía como radiación electromagnética, la cual puede ser detectada por espectroscopia de
RMN. El átomo de 1H, cuyo núcleo tiene un solo protón y con un I = ± ½, es el que más
comúnmente se ha investigado por esta técnica debido a su facilidad de observación, su
alta abundancia y por encontrarse presente en la mayoría de las sustancias naturales.
Los núcleos rotan alrededor de un eje generando un pequeño campo magnético
cuya fuerza dirección y sentido está representado por un vector denominado momento
magnético (). El posee dos polos por los cuales se lo denomina momento dipolar
magnético; es intrínseco de cada núcleo y surge como resultado de la carga eléctrica y el
espín.
Si los núcleos se colocan en un campo magnético estático (B0) interaccionan con
éste a través de su dipolo y se produce un segundo fenómeno de rotación angular alrededor
del eje de B0, debido a la atracción del campo magnético externo (figura 2.20).
La frecuencia de la rotación angular es proporcional a la fuerza de B0 y se la
denomina frecuencia de Larmor, que es definida como:
= B0 (ecuación 2.11)
donde: es la frecuencia angular de la rotación angular, B0 es la fuerza del campo
magnético estático y es la constante giromagnética característica de cada tipo de núcleo.
Los niveles de energía de los espines son determinados por su orientación y sentido
a lo largo del eje de B0. Un núcleo cuyo espín se alinea en la misma dirección y sentido
que el campo magnético presenta un estado de menor energía (más estable) que un espín
que se alinea en dirección opuesta, o antiparalela, de mayor energía (menos estable). Por lo
tanto, existe mayor cantidad de espines alineados en el estado más estable que en los
menos estable.
Debido a este ligero exceso de espines en la dirección paralela a B0 el equilibrio
neto de magnetización también es paralelo a B0
La diferencia de energía ( E) es proporcional a la fuerza del campo y a la
diferencia de la población de los espines y aumenta a medida que la fuerza del campo
magnético aumenta.
IInnttrroodduucccciióónn
47
Figura 2.20. Rotación angular alrededor del campo magnético B0, formando un ángulo
E = h B0 (ecuación 2.12)
donde E es la diferencia de energía, es la constante giromagnética característica de cada
tipo de núcleo, B0 es la fuerza del campo magnético y h es la constante de Plank / 2 A pesar de que la diferencia de población de núcleos entre ambos niveles de
energía es muy pequeña, la espectroscopía de RMN puede utilizar esas diferencias.
La técnica de RMN se basa en aplicar un nuevo campo magnético oscilante (B1) o
pulso de radiofrecuencia (RF), que varía en el tiempo perpendicular a B0, que perturba la
población de los espines en los estados de alta o baja energía y genera una coherencia de
fase de los espines (figura 2.21).
La frecuencia de B1 coincide con la frecuencia Larmor y cuya energía equivale al
E que causa la absorción ó emisión de energía por parte del núcleo. A esta frecuencia se
la denomina frecuencia de resonancia y está gobernada por la condición de Bohr
(Abrabam, 1960).
E = h (ecuación 2.13)
Como se observa en la figura 2.21, el momento de espín nuclear de todos los
protones de la muestra se representa por un único vector de magnetización (M), que se
puede descomponer en un componente paralelo al eje Z (Mz) y otro en el plano xy (Mxy).
Si el sistema permanece en B0 por el tiempo suficiente, el número de espines orientados
con el campo alcanzará el equilibrio cuyo valor M0 es la máxima magnetización posible.
En este estado los espines entran en un fenómeno de rotación angular alrededor del eje, en
B0
IInnttrroodduucccciióónn
48
Figura 2.21: Modelo del vector de magnetización de protones en presencia de un campo magnético externo permanente B0.
forma libre y al azar debido a la falta de coherencia de fase, no existe una magnetización en
el plano transversal Mxy = 0 y Mz = M0.
En un ensayo de RMN, se coloca la muestra en un campo magnético B0 y se aplica
un pulso de radiofrecuencia, mediante un campo magnético oscilante B1, de una energía tal
que modifica el vector magnetización y provoca la rotación del vector desde el eje z al
plano xy. El ángulo de rotación depende del tiempo y de la fuerza con que se aplica el
pulso. Si se aplica un pulso de 90º Mxy tiene un valor máximo = M0 y luego con el tiempo
decae a cero. Durante la relajación se produce un incremento de la magnetización sobre el
eje z, Mz, lo que indica una recomposición, ya que el vector fue primero orientado hacia la
dirección del eje y con Mz = 0 por el pulso de 90º. Dicha recomposición tiene una forma
exponencial y eventualmente se equilibrará siendo Mz = M0. Por otro lado un pulso de 180°
invierte la magnetización en el sentido – z donde – Mz es máximo y Mxy = 0.
Como se mencionó anteriormente, inmediatamente después de la aplicación de un
pulso de 90°, la magnetización neta retornará a su estado de equilibrio liberando la energía
absorbida en forma de una onda de RF, este proceso se denomina relajación y es detectado
por el equipo de RMN.
En la figura 2.22 se muestra la magnitud de los vectores en función el tiempo
durante la relajación luego de la aplicación de un pulso de 90º.
espines nucleares paralelos al campo magnético
espines nucleares antiparalelos al campo magnético
IInnttrroodduucccciióónn
49
Figura 2.22: Señales de los tiempos de relajación T1 y T2 luego de un pulso RF de 90º.
La magnetización a través del eje Z, Mz, indica una recuperación ó crecimiento de
la señal que fue previamente orientada en la dirección del eje y con Mz =0 debido al pulso
de 90° aplicado. La recuperación de Mz es exponencial y se equilibra generalmente a M0.
La magnetización en el plano xy (Mxy), se encuentra en su máximo valor (M0),
inmediatamente en el instante posterior a la aplicación del pulso de 90° y luego decae a 0.
Se puede decir entonces que existen dos tipos de relajación: longitudinal, o espín-red (T1),
y transversal, o espín-espín (T2) (Ruan y Chen, 1998).
Estos tiempos son una propiedad característica y fundamental de la muestra, por lo
tanto, el análisis de T1 y/o T2 de una muestra permite estudiar las propiedades físico-
químicas de la misma. Constantes de tiempo T1 o T2 grandes indican relajaciones lentas, y
constantes de tiempo pequeños indican relajaciones rápidas.
El tiempo de relajación T2 describe el decaimiento en el plano xy (Mxy) y es
fácilmente detectable. Un pulso de frecuencia a 90º impulsa la magnetización sobre el eje y
con una magnitud de Mxy = M0. Mxy comienza a decaer en forma exponencial luego de la
aplicación del pulso. La curva de decaimiento es normalmente llamada decaimiento de
inducción libre o FID y puede ser descripta por la siguiente ecuación:
M0
Mz
1T1 1T2
2T1 2T2
3T1 3T2
4T1 4T2
Magnetización Mz
(T1)
Magnetización Mxy
(T2)
Mxy
IInnttrroodduucccciióónn
50
)/(0
2Ttxy eMM (ecuación 2.14)
donde: M0 es la magnetización transversal inmediatamente posterior al pulso de excitación,
el parámetro 1/T2 es la constante de decaimiento de una magnetización causada por un
pulso RF de 90º.
Si el campo magnético en el que se encuentra la muestra se logra conservar en un
estado homogéneo, la magnetización neta de los espines es igual a cualquier espín del
sistema, los espines están en fase, y el valor de T2 corresponde con el real. Pero si el campo
magnético no es perfectamente homogéneo los espines se desfasan y el vector de
magnetización es menor al obtenido en un sistema homogéneo. En este caso la relajación
obtenida será T2*, que incluye la contribución natural de las interacciones moleculares, T2,
y la proveniente de las inhomogeneidades de campo, T2m, y es definida por la
ecuación 2.15
mTTT 22*2 /1/1/1 (ecuación 2.15)
De esta manera el tiempo T2* medido en un experimento de decaimiento libre de la
inducción es levemente diferente del T2. Solamente los tiempos de relajación de los
protones con decaimiento muy rápido (en el orden de los microsegundos) pueden medirse
sin corregir el efecto de las inhomogeneidades de campo (Colquhoun y Goodfellow, 1994).
Es imposible determinar el valor de T2m con la aplicación de un simple pulso de
90°, por lo cual se han desarrollado diferentes métodos para la determinación de T2 que
involucran la administración de pulsos adicionales.
Hahn (1950) desarrolló un método denominado secuencia de ecos de espín (EE)
para evitar el efecto de la inhomogeneidades del campo. El método consiste en la
aplicación de dos pulsos, uno de 90º seguido por otro de 180º, que se aplica luego de un
tiempo determinado ( ) en la secuencia 90º- -180º (figura 2.23).
Esto reenfoca la dispersión de la magnetización que se produce sobre el plano xy debida a
los defectos del campo generando pico en la señal, o eco, a tiempo 2 . Si el pulso de 180º
se aplica a tiempos cada vez mayores se observará una disminución en la amplitud del
eco que estará caracterizada en función del tiempo por la constante de decaimiento T2. Esto
permite medir correctamente tiempos de relajación más largos, correspondientes a protones
más móviles, que la técnica de FID.
IInnttrroodduucccciióónn
51
Figura 2.23: Secuencia eco de espín de Hahn (90º- -180º) que induce un pico en la amplitud de la señal o eco a tiempo 2 .
En 1954, Carr y Purcell propusieron una variación del método de ecos de espín de
Hahn, que luego fue modificada por Meiboon y Gill (1958). La secuencia de pulsos
llamada Car-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) es de utilidad en la determinación de tiempos
de relajación del orden de los milisegundos. Este método involucra un pulso de 90º seguido
por una serie de pulsos a 180º a tiempos: , 3 , 5 , etc., los cuales reenfocan los espines
individuales para formar ecos a tiempos 2 , 4 , 6 etc. (figura 2.24).
La secuencia de CPMG es el método más común para la determinación de los
tiempos T2, minimiza la pérdida de coherencia de fase producida por las heterogeneidades
en el campo magnético La desventaja de este método radica en la demora en las
mediciones y no es adecuado para detectar los espines que relajan tan rápido que su señal
desaparece antes de que comience la adquisición de datos, pues esta secuencia comienza a
tomar datos una vez que la señal del sólido ha decaído. Por lo tanto, el método de un solo
pulso de 90° es útil para obtener la información del componente más veloz del sólido en
decaer. Fullerton y Cameron (1988) determinaron que para muestras sólidas, T2 es tan
corto que la relajación aparente debido a heterogeneidades de campo, T2m, no es importante
y T2 es aproximadamente igual a T2*.
Si luego de la aplicación del pulso inicial de 90°, existen varios tipos de protones
decayendo a diferentes tiempos, cada uno de ellos estará caracterizado por su propio T2, y
cada uno contribuye a la suma total de las características del decaimiento.
0
Pulso RF Pulso RF
FI
tiemp
IInnttrroodduucccciióónn
52
Figura 2.24: Secuencia de pulsos CPMG (90º- -180º-3 -180º-5 -180º) produce un tren de ecos a tiempos 2 , 4 , 6 ... Se mide la relajación transversal T2 a partir de las amplitudes de los ecos múltiples (Ruan y Chen, 1998).
La curva del FID puede ser expresada como la sumatoria de un componente sólido
y un componente líquido de la muestra. La componente sólida se caracteriza por una
función Gaussiana mientras que la líquida por una función exponencial (Le Botlan y
Ouguerram, 1997; Ruan y Chen, 1998).
La secuencia de pulsos CPMG representa básicamente al componente líquido de la
muestra, ya que la adquisición de datos comienza luego de que la señal del sólido ha
decaído. Por lo tanto, el comportamiento de la señal puede expresarse mediante una
ecuación netamente exponencial. La señal también puede estar conformada por uno o
varios tipos de protones decayendo a distintos tiempos, entonces la curva puede seguir un
comportamiento mono o multiexponencial (ecuación 2.16).
iTtieAI 2/
(ecuación 2.16)
donde I es la intensidad de la señal del protón al tiempo t, T2l es el tiempo de relajación de
los protones del componente líquido (agua ligada a la matriz), Al es el número relativo de
protones que contribuyen a la señal de T2l e i es el número de componentes del sistema.
0
Pulso RF 90°
tiempo
Pulso RF
Pulso RF
Pulso RF
IInnttrroodduucccciióónn
53
2.5.2 Movilidad molecular del agua en los sistemas alimenticios
En una matriz alimentaria la relajación de los protones es influenciada
principalmente por tres factores (Ruan y Chen, 1998): 1) El intercambio físico-químico
entre los protones del agua (mayores contribuyentes en el tejido vegetal) y los protones de
los grupos hidroxilos, aminos y carboxilos de las macromoléculas. 2) La difusión de las
moléculas de agua desde zonas de libre movimiento a zonas con movimiento más
restringido y 3) la relajación cruzada, que solo se observa en T1, entre núcleos de un
biopolímero y los núcleos que se encuentran cerca de su superficie.
El contenido de humedad es una de las principales fuentes de variación en los
tiempos de relajación al igual que las diferentes habilidades de las macromoléculas en ligar
el agua y la variación aportada por la temperatura.
La relajación de los protones puede ser caracterizada a través de T1 y T2 en el rango
de varios microsegundos a unos pocos segundos, dependiendo del ambiente en el que se
encuentran. Tiempos largos indican alta movilidad de las moléculas de agua, pues tardan
más en alcanzar el estado de equilibrio que las moléculas de agua menos móviles, las
cuales poseen tiempos más cortos. El agua de monocapa experimenta un tiempo T2
solamente de unas decenas de microsegundos, similares a los protones del agua en el hielo
y muchas macromoléculas, mientras que el agua libre en el sistema experimenta T2 largos,
en el rango de los milisegundos. El tejido vegetal es un sistema muy heterogéneo y el agua
puede encontrarse en un sinfín de estados, asociada a un sinfín de componentes diferentes
que le proveen ambientes de diversa movilidad, aunque solamente unos pocos son los
dominantes y, por ende, gobiernan el sistema.
El tiempo de relajación transversal T2 se relaciona con el estado del agua en los
compartimentos celulares, el contenido y movilidad del agua y las interacciones entre el
agua y las macromoléculas (Van As y col., 2009).
2.6 Relación entre los cambios en la estructura, las características reológicas y la movilidad molecular del agua de los tejidos vegetales producidos por los tratamientos osmóticos
El proceso osmótico produce modificaciones en la estructura de los tejidos vegetales.
Estas modificaciones, las cuales influyen sobre la conducta mecánica, están relacionadas
IInnttrroodduucccciióónn
54
con la velocidad de cambios bioquímicos y fisicoquímicos, así como con los fenómenos de
transporte que están presentes durante el proceso (Alzamora, 2000).
Los cambios estructurales que se producen durante la deshidratación osmótica en las
frutas son principalmente: plasmólisis, alteración de las paredes celulares, degradación de
la laminilla media, lisis de las membranas (plasmalema y tonoplasto), encogimiento del
tejido, alteración de la compartamentalización celular, cambios en la permeabilidad de la
pared y de la membrana entre otros.
Cuando la célula vegetal se sumerge en una solución hipertónica pierde su turgor
rápidamente, la vacuola se encoge, el protoplasma se separa de la pared, y el espacio entre
el protoplasma y la pared se llena con la solución de ósmosis. El grado de plasmólisis
dependerá de la concentración de la solución osmótica (Le Maguer y Yao, 1995). En este
punto los agentes de ósmosis interaccionan con las membranas celulares afectando sus
propiedades, por lo menos en las zonas más externas de la muestra (Atares y col., 2009).
Esta información microestructural puede ser utilizada para realizar una
interpretación comprensiva y modelar la respuesta de la transferencia de masa acoplada al
fenómeno de relajación - deformación durante la deshidratación osmótica en células
aisladas de manzana.
Como reportó Alzamora y col. (2000) se produce un encogimiento del producto
como consecuencia de la pérdida de agua del protoplasto. La membrana plasmática se
separa de la pared celular, favoreciendo la plasmólisis de las células de las plantas. Durante
la plasmólisis se observa una modificación en las propiedades de permeabilidad de las
membranas plasmáticas. Las células de la superficie de la muestra sometida a DO son
totalmente plasmolizadas en un período relativamente corto, mientras que las del interior
pueden encontrarse en un estado de máxima turgencia. Por lo tanto durante la DO se
desarrolla un gradiente de presión de turgor que puede deformar la estructura celular.
El comportamiento reológico y las características microscópicas de los tejidos
vegetales se encuentran relacionadas. A nivel celular y tisular existen tres factores
estructurales principales que contribuyen al comportamiento mecánico de los alimentos de
origen vegetal: 1) turgor (es decir, la fuerza ejercida sobre la membrana celular por el
fluído intracelular); 2) la rigidez de la pared celular; y 3) la adhesión entre las células,
determinada por la integridad de la laminilla media y los plasmodesmos (Jackman y
Stanley, 1995a; Waldron y col., 1997; Alzamora y col., 2000, 2008).
A nivel macroscópico, las frutas se comportan como un sistema viscoelástico
cuando se someten a una carga mecánica, lo que significa que fuerza, distancia, y tiempo
IInnttrroodduucccciióónn
55
(en términos de velocidad, extensión y duración de la carga), determinan el valor de las
mediciones (Pitt, 1992).
Las pruebas dinámicas ofrecen datos sobre la viscosidad y elasticidad relacionada
con su tiempo de respuesta y el espectro mecánico dinámico que representa la
microestructura del material (Khan y col., 1997).
Los parámetros del modelo de fluencia y los valores de G’ están asociados con
algunos componentes estructurales del tejido de las frutas y reflejan cambios que ocurren a
nivel celular (Jackman y Stanley, 1995b; Martínez y col., 2005; 2007; Alzamora y col.
2008). Además se ha observado una relación lineal entre el turgor de las células y el
módulo de almacenamiento (G´) de tomates, kiwis, papas y manzanas (Lin y Pitt, 1986;
Jackman y col., 1992a; Rojas y col., 2001).
En los procesos de conservación ocurren diversas modificaciones estructurales que
contribuyen al desmontaje de las paredes celulares primarias y a la pérdida de turgencia
celular de los frutos. Algunas de estas modificaciones son: el nivel de turgor del tejido, el
deslizamiento de las microfibrillas de celulosa a través de la matriz amorfa de la pared
celular, el flujo de la matriz, el reagrupamiento molecular de los componentes
(especialmente la celulosa), o una combinación de todos éstos cambios (Alzamora y col.,
2008). Todas estas modificaciones afectan la respuesta de de los ensayos de fluencia y de
los valores de G’.
Los conocimientos derivados de las investigaciones sobre la estructura de las
células de la planta durante el procesamiento y su influencia en el comportamiento
viscoelástico (determinado por los ensayos a bajas deformaciones) y las propiedades de
fractura (determinado por grandes los ensayos a altas deformaciones) pueden ser utilizados
para la optimización de técnicas existentes para la producción de frutas con propiedades
mecánicas específicas (Kunzek y col., 1999).
A través de los ensayos dinámicos se obtienen medidas viscoelásticas diferentes en
comparación con las derivadas del ensayo de fluencia – recuperación. Por tal motivo,
ambos ensayos se complementan para describir de manera más amplia los aspectos
viscoelásticos de los materiales (Schramm, 1994).
La transferencia de masa durante el proceso de deshidratación osmótica en las
frutas ocurre simultáneamente con modificaciones físicas, micro y macroestructurales y
con cambios en la movilidad molecular del agua, debido a la deformación y ruptura de las
elementos celulares asociados a la deshidratación e intercambio gas – líquido (Torregiani y
IInnttrroodduucccciióónn
56
Bertolo, 2001a, 2001b; Chiralt y col., 2001; Talens y col., 2002). Estas modificaciones
afectan fuertemente la textura de los tejidos.
Tregunno y Goff (1996) usaron este tipo de ensayo para estudiar el efecto de
deshidratación osmótica y congelado en manzanas. Gerschenson y col. (2001) aplicaron
ensayos oscilatorios en muestras de kiwi para estudiar los cambios producidos por
tratamientos de escaldado y deshidratación osmótica. En 2005, Martínez empleó estos
ensayos en muestras de melón deshidratado osmóticamente. Varela y col. (2007) utilizaron
los ensayos oscilatorios para estudiar los cambios reológicos de manzanas en función del
tiempo.
García Loredo y col. (2013) aplicaron tratamientos de DO en muestras de manzana
Granny Smith con soluciones de glucosa para llegar a una aw de equilibrio de 0,97. Los
autores evaluaron las propiedades reológicas a altas deformaciones (ensayos de
compresión), a bajas deformaciones (ensayos oscilatorios dinámicos y de fluencia –
recuperación), la estructura y la textura (análisis sensorial mediante un panel entrenado).
Las propiedades reológicas pudieron predecir la textura de las muestras y evidenciar las
diferencias en las estructuras provocadas por los tratamientos.
Oliver y col. (2012) propusieron un modelo físico para explicar las propiedades
viscoelásticas en función del tiempo de células de manzana Granny Smith sometidas a un
proceso osmótico en vacio con soluciones de sacarosa y trehalosa (figura 2.25).
En el equilibrio con las soluciones hipertónicas se distinguieron dos períodos a lo
largo del proceso de ósmosis, con diferencias en el transporte transmembrana y el
fenómeno de relajación. En el primer período el volumen disminuye debido a que la
pérdida de agua por el transporte transmembrana es mayor que la ganancia de agua debida
a la relajación estructural de la pared celular. Mientras que en el segundo período ocurre el
proceso inverso. A partir de los datos obtenidos se pudieron desarrollar modelos
matemáticos para simular el comportamiento mecánico observado.
En relación a la movilidad molecular del agua, Snaar y Van As (1992) estudiaron
los tiempos de relajación T2 de los protones del agua en parénquima de manzana inmerso
en soluciones acuosas isotónicas que contenían iones Mn+2. Estos iones paramagnéticos a
medida que penetraban en la célula disminuían los tiempos de relajación de los protones
hasta hacer desaparecer los términos exponenciales del modelo matemático que habían
planteado. De esta manera identificaron tres poblaciones de agua con diferentes tiempos de
relajación característicos en tejido parenquimático de manzana, los cuales fueron atribuidos
al agua en diferentes compartimentos de la célula: los T2 más altos al agua contenida en las
IInnttrroodduucccciióónn
57
Figura 2.25: (a – e) representación esquemática de la evolución de una célula durante un proceso de DO; (f) modelo de resorte – pistón que describe el comportamiento viscoelástico de la célula. x es la fracción de soluto dentro del protoplasto, x0 es la fracción de soluto de la solución; Jw es el flujo de agua hacia el exterior de la célula, Jos es el flujo de solución hacia el interior celular; Vc es el volumen de la célula; Vp es el volumen del protoplasto y Vi es el volumen entre la pared celular y el protoplasto. (Adaptado de Oliver y col., 2012).
vacuolas, los T2 más cortos corresponderían al agua asociada a la pared celular y espacio
extracelular, y los T2 medios a los citoplasmas.
Cho y col. (1993) correlacionaron empíricamente a T1 y/ó T2 con la concentración
de azúcares en distintas frutas.
Hills y Remigereau (1997) identificaron tres poblaciones de agua a nivel subcelular
en manzana durante el secado y el congelamiento del tejido.
En el año 2000, Cornillon utilizó la técnica de 1H-RMN para caracterizar al tejido
de manzana deshidratado osmóticamente. Luego de tres horas de impregnación con
sacarosa T2 se redujo drásticamente y se analizó el cambio en la movilidad del agua de
acuerdo a la población que presentó cada distribución exponencial.
Van der Weerd y col. (2002) estudiaron el intercambio de agua a través de una
membrana permeable entre los compartimentos celulares del maíz.
Raffo y col. (2004) monitorearon el tejido de banana a través de la medición de los
tiempos de relajación T2 y los coeficientes de difusión del agua, en diferentes estadios de
IInnttrroodduucccciióónn
58
maduración del fruto. Identificaron tres poblaciones de agua, que fueron atribuidas a
diferentes compartimentos celulares. El primer compartimento fue asignado a la pared
celular caracterizada por los T2 más bajos debido al intercambio rápido de protones entre el
agua y los los grupos hidróxilos de los polisacáridos. Asignaron el segundo compartimento
al citoplasma, caracterizado por T2 intermedios debido a que el citoesqueleto constituye
una red tridimensional de estructuras proteicas que generan un estado de gel, junto con el
intercambio químico de protones con otras proteínas unidas a las membranas de las
organelas. El tercer compartimento se atribuyó a las vacuolas y se caracterizó por mostrar
los T2 más altos, la savia presente en este compartimento es esencialmente una solución
diluída de varios metabolitos con los que se produce el intercambio químico con los
protones del agua. Sin embargo los autores sostienen que no necesariamente existiría una
simple correlación entre los componentes y el agua presente en los compartimentos
subcelulares debido a que las señales de las contribuciones de los distintos compartimentos
podrían superponerse y el intercambio difusivo podría ser un promedio de la
magnetización.
Según Musse y col. (2010) aunque se ha probado claramente que el estudio de
RMN puede proveer información útil acerca de las células de las plantas, la interpretación
de los resultados no es siempre sencilla. El número de componentes de las señales de RMN
indudablemente dependen del tejido de la muestra, pero pareciera que también están
relacionados con el protocolo de medición y el método de ajuste, incluso cuando se utiliza
la secuencia clásica de CPMG. Por ejemplo Tu y col. (2007) reportaron solo un
componente para el decaimiento exponencial del tiempo de relajación T2 en tomates
frescos, mientras que Duval y col. (2005) y Marigheto y col. (2009) determinaron cuatro
componentes también en el pericarpio de tomate.
Hills y Duce (1990) propusieron un modelo de relajación simple basado en el
intercambio químico y difusivo de los protones del agua en tejidos parenquimáticos de
manzana. La tasa de los tiempos de relajación transversal del agua en un compartimento
celular particular (vacuola, citoplasma, espacio extra celular o pared celular) es controlada
por el intercambio químico entre el agua y los biopolímeros o metabolítos dentro de cada
compartimento. Los T2 de los protones del agua localizada en los subespacios celulares son
el resultado de un promedio entre el T2 del agua pura (alrededor de 2000 ms) y el T2 de los
biopolímeros con los cuales se produce el intercambio químico.
Recientemente Marigheto y col (2008) y Adriensen y col. (2013) utilizaron la
secuencia de pulsos CPMG en matrices de manzana (var. Red Delicious y Reine des
IInnttrroodduucccciióónn
59
Reinettes respectivamente) para medir los tiempos T2 y obtuvieron una respuesta que se
ajustó a una función de decaimiento tetraexponencial. Cada uno de los componentes fue
asignado a vacuola, citoplasma, espacio extracelular y pared celular. Sin embargo esta
distribución no se mantiene para todos los tipos de tejidos de plantas.
3. MATERIALES Y MÉTODOS
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61
3.1 Materia prima
Se utilizaron manzanas frescas (Malus pumila, variedad Granny Smith) adquiridas
en un comercio local.
Para cada ensayo en particular se seleccionaron frutas al azar provenientes de un
mismo lote que presentaran propiedades físico-químicas similares (etapa de maduración,
tamaño, forma y contenido de sólidos solubles) con el objetivo de trabajar con un lote
homogéneo de frutas y minimizar la variabilidad en cada ensayo. Debido al número y al
extenso tiempo que requirieron los tratamientos realizados en consideración con los
procesos fisiológicos de los materiales, se decidió trabajar con tres lotes distintos de
manzanas. En todos los casos las muestras de manzanas frescas sin tratar fueron usadas
como controles del ensayo.
Los ensayos se realizaron en distintas épocas del año y teniendo en cuenta la
estacionalidad de la fruta se registraron los respectivos controles como: Control I, Control
II y Control III.
Las manzanas se almacenaron en refrigeración ( 5 °C) durante un día. El
contenido de humedad de las manzanas de todos los lotes utilizados fue de 86,3 – 88,0 %
p/p, actividad de agua (aw) = 0,98 ± 0,01 y contenido de sólidos solubles (ss) = 12 ± 1
°Brix.
Una hora antes de su procesamiento las frutas fueron retiradas del frío para
equilibrar su temperatura con la temperatura ambiente.
3.2 Preparación del material
Se trabajó con el tejido parenquimático de las manzanas, descartando las zonas más
externas cercanas a la piel y hacia el centro las cercanas al corazón de la fruta.
El proceso de deshidratación osmótica genera contracciones en el volumen del
tejido debido a la pérdida de agua. Por este motivo, las muestras destinadas a los
tratamientos de conservación se cortaban con una altura inicial mayor a la buscada, de tal
forma que después de la contracción se alcanzara la altura final deseada.
Para los análisis de compresión se obtuvieron cilindros del tejido de 15 mm de
diámetro y 15 mm de altura realizando cortes longitudinales con un sacabocados y una
guillotina.
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
62
La figura 3.1 muestra un esquema del procedimiento de corte.
Figura 3.1: Metodología de corte para obtener tejidos de manzana con geometría cilíndrica para ser utilizados en los ensayos de compresión.
Para los análisis de propiedades mecánicas a bajas deformaciones y de movilidad
molecular del agua se ensayaron discos de tejido de 30 mm de diámetro y 6 mm de altura
de tejido. Para ello, se cortaron rodajas de un espesor 6 mm con una cortadora manual y
se empleó un sacabocados para obtener placas de 40 mm de lado, que luego serían
sometidas a los distintos tratamientos de ósmosis que se detallan más adelante. Luego de
cada tratamiento osmótico, las placas de 6 mm de espesor final se cortaron con un
sacabocados cilíndrico de 30 mm de diámetro. En la figura 3.2 se representa la
metodología de corte. Se seleccionó un espesor de compromiso de la muestra de 6 mm, ya
que en resultados previos obtenidos en nuestro grupo de trabajo (Martínez, 2005) las
muestras de espesores menores obtenían mayores desviaciones en las mediciones de las
Sacabocados
15 mm
Tratamiento osmótico
15 mm
15 mm
15 mm
Muestras
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63
propiedades viscoelásticas y con muestras de mayores espesores se incluía tejido no
parenquimático que podría presentar propiedades físicas diferentes.
Figura 3.2. Metodología de corte para obtener tejidos de manzana con geometría de discos para ser utilizados en los ensayos de bajas deformaciones.
Para las mediciones del espesor se utilizó un micrómetro marca Teclock (modelo:
SM-124; Teclock Corporation, Japón; sensibilidad = ± 0,01 cm). Solo se utilizaron las
piezas que presentaron un desvío estándar menor a 0,05 cm del espesor requerido.
3.3 Tratamientos de deshidratación e impregnación con agentes osmóticos
La deshidratación osmótica (DO) con soluciones de azúcares se realizó en un
sistema de trabajo con agitación forzada a presión atmosférica y temperatura ambiente.
Muestras
30 mm
6 mm
Tratamiento osmótico
Cortadora manual
6 mm
30 mm
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
64
Se ajustó la intensidad de agitación del sistema para asegurar el control interno a la
transferencia de masa.
Se utilizó una gran relación jarabe:fruta (aproximadamente de 20:1) para minimizar
el efecto de la dilución de la solución de inmersión por el agua proveniente de la
deshidratación de la fruta.
En el proceso de deshidratación osmótica se utilizaron los siguientes compuestos:
Cerelose® (glucosa monohidrato, grado alimenticio, Productos de Maíz S.A., Argentina),
Mor-Sweet (jarabe de maíz de alta maltosa, grado alimenticio, Productos de Maíz S.A.,
Argentina), maltosa (maltosa monohidrato, grado analítico, Anedra S.A., Argentina),
trehalose ® (trehalosa dihidrato, grado alimenticio, Cargill Inc. y Hayashibara Co, Estados
Unidos y Japón), sorbato de potasio (grado alimenticio, Saporiti S.A., Argentina), ácido
ascórbico (grado alimenticio, Química Oeste S.A., Argentina) y ácido cítrico (grado
alimenticio, Química Oeste S.A., Argentina).
Las muestras de manzana se sumergieron en las soluciones acuosas con los agentes
osmóticos hasta alcanzar una actividad de agua en equilibrio de 0,97 o 0,94 y valores de
contenidos de sólidos solubles constantes en el tiempo para las dos geometrías de las
matrices ensayadas.
Se prepararon soluciones de glucosa 22,0 %p/p o 38,7 %p/p, trehalosa 34,4 %p/p o
48,0 %p/p, maltosa 37,3 %p/p o 51,0 %p/p y de diluciones de 42,0 %p/p o 56,0 %p/p de
jarabe de maíz de alta maltosa (JMAM) para alcanzar una aw de equilibrio de 0,97 y 0,94
respectivamente.
Las concentraciones de los agentes de impregnación glucosa, trehalosa y maltosa se
calcularon mediante la ecuación de Norrish (1966) para obtener soluciones binarias de aw
0,97 y aw 0,94 a temperatura ambiente (20 2 ºC).
22
1w
K.x.exa (ecuación 3.1)
donde: aw es la actividad de agua; x1 y x2 son las fracciones molares de agua y soluto
respectivamente y K es la constante de Norrish para cada soluto.
El valor de la constante de Norrish (K) de cada soluto se obtuvo de bibliografía:
K glucosa = 2,25 (Chirife y col, 1980), K trehalosa = 6,47 (Galmarini y col, 2008),
K maltosa = 4,54 (Chirife y col., 1980).
El cálculo de la concentración necesaria de jarabe de maltosa en el medio de
ósmosis se obtuvo mediante interpolación de la curva experimental de aw vs concentración
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
65
de sólidos solubles reportada por Ceroli (2009), construida a partir de soluciones de jarabe
de maltosa de concentración conocida.
Figura 3.3: Variación de la aw con la concentración de jarabe de maltosa (Ceroli, 2009).
Según las especificaciones aportadas por el fabricante del JMAM
(www.glucovil.com.ar/esp/j_de_alta_maltosa.html), la distribución típica de azúcares del
jarabe determinada mediante HPLC fue: < 5 % glucosa, > 42 % maltosa, entre 18 % y 28
% maltotriosa y entre 20 % y 30 % de maltotetrosa más azúcares superiores.
A las soluciones se les agregó sorbato de potasio (1500 ppm), ácido ascórbico (1
%p/p) y se ajustó el pH a 3,5 (pH natural de la fruta) con ácido cítrico (0,5 %p/p) con el
propósito de inhibir y/o retardar el desarrollo microbiano y frenar las reacciones de
pardeamiento enzimático inhibiendo la actividad de la enzima polifenoloxidasa (PPO)
(Torreggiani, 1995; Pizzocaro y col., 1993).
Se realizaron experiencias preliminares donde se determinaron los tiempos del
proceso de ósmosis con las soluciones de los cuatro agentes osmóticos a las dos aw. Para
ello se dispusieron 20 muestras en cada condición, las cuales se retiraron en intervalos de
media hora durante las primeras 8 horas de ensayo y luego cada hora hasta verificar la
0,70
0,75
0,80
0,85
0,90
0,95
1,00
20 30 40 50 60 70 80 90
aw
Concentración de sólidos (% p/p)
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66
condición de equilibrio. En cada muestra se evaluó la aw alcanzada y el contenido de
sólidos solubles.
3.4 Determinación de la actividad de agua
Se utilizó un equipo marca Aqua Lab (modelo CX-2; Decagon Devices Inc.;
Estados Unidos; sensibilidad = 0,01), basado en la detección del punto de rocío para las
mediciones de la aw de las manzanas que recibieron tratamientos, las manzanas frescas y
las soluciones de ósmosis empleadas.
Para la medición, las muestras de manzana se trituraron y colocaron en las cubetas
del equipo.
El equipo fue calibrado con soluciones salinas saturadas de aw conocida en el rango
de medición, de acuerdo al procedimiento seguido por Roa y Tapia de Daza (1991). Para la
preparación de las soluciones se utilizaron reactivos de calidad analítica: sulfato de potasio,
cloruro de potasio, nitrato de potasio (Merck Química Argentina S.A.I.C., Argentina) y
cloruro de bario (Mallinckrodt Chemical Works, Estados Unidos).
En la tabla 3.1 se indican los valores de aw tomados como referencia (Resnik y col.,
1984).
Tabla 3.1: Valores de aw de distintas soluciones salinas saturadas.
Soluciones salinas saturadas de:
aw (25 ºC)
KCl 0,843 BaCl2 0,902 KNO3 0,926 K2SO4 0,974
Las determinaciones se realizaron por triplicado y se informan los valores
promedio.
3.5 Determinación del contenido de humedad
El contenido de humedad (M) de las muestras frescas y tratadas se determinó
gravimétricamente en estufa de vacío marca Gallenkamp (modelo OVL; Sanyo
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67
Gallenkamp PLC; Reino Unido) a 60 1 ºC. Se utilizó cloruro de calcio (grado analítico,
Química Oeste S.A., Argentina) como desecante.
Los tejidos de manzana se cortaron en pequeñas secciones, se colocaron en
pesafiltros y se los pesó cada 3 días, en una balanza marca Precisa (modelo 180 A, Suiza,
sensibilidad ± 0,0001 g) hasta alcanzar un peso constante en el tiempo.
Los valores obtenidos se expresaron como contenido de agua en gramos por cada
100 gramos de muestra (g/100 g). Las determinaciones se realizaron por triplicado y se
informan los valores medios y el coeficiente de variación.
3.6 Determinación del contenido de sólidos solubles
Las muestras se trituraron y se midió el contenido de sólidos solubles (ss) en un
refractómetro marca Atago (modelo PR 101, Atago CO., Japón). La concentración de
sólidos solubles se expresó como °Brix (± 0,1). Las determinaciones se realizaron por
triplicado y se informan los valores promedio y el coeficiente de variación.
3.7 Determinación del pH
Para la determinación del pH de las soluciones de ósmosis se utilizó un
potenciómetro marca Orion (modelo PerpHecT Meter 310, Reino Unido; sensibilidad =
0,1) calibrado con buffers de pH 4,0 y 7,0.
3.8 Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a altas deformaciones: ensayos de compresión.
El comportamiento mecánico a altas deformaciones de las muestras frescas y
tratadas fue determinado por ensayos de compresión uniaxial con un texturómetro
universal marca Instron (modelo 1101, Instron Corporation, Estados Unidos), provisto de
una plaqueta de adquisición de datos.
Las determinaciones experimentales fueron llevadas a cabo con una velocidad
constante del cabezal de compresión (10 mm/min) y rango de carga de 500 N a
temperatura ambiente. El diámetro de cabezal de compresión utilizado fue de 35 mm. Las
mediciones se realizaron hasta comprimir el 80 % de la altura inicial del espécimen.
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68
Las muestras fueron colocadas siempre en forma vertical y centradas con respecto
al sensor del equipo.
Se realizaron 30 repeticiones para cada ensayo de compresión.
Figura 3.4: Texturómetro Universal Instron 1101.
El texturómetro empleado en los ensayos registró la fuerza (F) aplicada a una
muestra en función del tiempo (t) que requirió la compresión de los cilindros de tejido de
manzana. El equipo permitió preestablecer la velocidad constante del cabezal de trabajo.
Teniendo en cuenta el tiempo y la velocidad del cabezal utilizada se empleó la ecuación
3.2 con el fin de transformar los datos obtenidos en curvas de fuerza vs distancia recorrida.
60
t(s).min
mmv
d(mm) (ecuación 3.2)
donde: d es la distancia recorrida por el cabezal; v es la velocidad del cabezal y t es el
tiempo que toma el recorrido del cabezal del texturómetro.
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69
Los datos obtenidos en el ensayo de compresión fueron transformados en esfuerzo
real (R) y en deformación real o de Henky (R). Se asumió que el volumen del espécimen
permanece constante durante la compresión (Dobraszczyk y Vincent, 2001; Peleg, 1984):
00
0R
.HA
H(t))F(t).(H (ecuación 3.3)
H(t)H
Hln
0
0R (ecuación 3.4)
donde: R es el esfuerzo real (N/m2); R es la deformación real definida por Hencky; F(t)
(N) es la fuerza al tiempo t, H0 (m) es la altura inicial de la muestra, H (m) es la
disminución absoluta de la altura inicial en la dirección de la fuerza aplicada, A0 (m2) es el
área inicial de la muestra.
A partir de las curvas de R vs R se obtuvo el esfuerzo real de ruptura (RR)
definido como el valor de R en el primer máximo de la curva y la deformación real en ese
punto (RR), utilizando el software Microcal Origin 6.0 (Microcal Software Inc., Estados
Unidos).
Para calcular el módulo de deformabilidad (Ed) se realizó una regresión en la
porción lineal inicial de la curva de los datos R vs R, utilizando el software Microsoft
Office Excel 2003 (Microsoft Corp., Estados Unidos), y se calculó la pendiente de la curva
R vs R entre cierto rango de deformación en particular para cada caso (ecuación 3.5).
Para las muestras frescas (control) el Ed se calculó como la pendiente en la porción lineal
inicial de la curva R vs R hasta el 50 % de la deformación del espécimen; para las
muestras tratadas con soluciones acuosas de aw 0,97 hasta el 10 % de la deformación del
espécimen y para las muestras tratadas con soluciones acuosas de aw 0,94 hasta el 20 % de
la deformación del espécimen.
R
RdE (ecuación 3.5)
donde: R es el esfuerzo real y R es la deformación real definida por Hencky.
Se determinó además el trabajo (W) o energía mecánica absorbida necesaria para
alcanzar el punto de ruptura del material por unidad de volumen del cilindro de manzana.
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
70
El W se evaluó mediante el cálculo del área bajo la curva de R vs R desde el origen hasta
el punto máximo de esfuerzo donde se produjo la ruptura de la muestra comprimida
(ecuación 3.6). Las unidades se expresaron en megajoules por unidad de volumen
(MJ/mm3) y se utilizó el software Microcal Origin 6.0 (OriginLab Corp., Estados Unidos)
para los cálculos (Calzada y Peleg, 1978).
R
0
.W (ecuación
3.6)
donde: W es el trabajo; el esfuerzo; el diferencial de deformabilidad entre 0 y R.
3.9 Determinación instrumental de las propiedades mecánicas a bajas deformaciones: ensayos oscilatorios dinámicos y rotatorios
Se realizaron ensayos oscilatorios (espectros dinámicos) y ensayos rotatorios
(fluencia – recuperación).
La medición de las propiedades viscoelásticas se realizó en un reómetro dinámico
marca Paar Physica (modelo MCR 300, Anton Paar GMBH, Alemania). El control del
equipo se realizó mediante el software ReoPlus/32 V3. 10 (Antón Paar GMBH, Alemania).
Para la medición se usó la geometría de platos paralelos de 30 mm de diámetro
(sensor PP30 de superficie rugosa).
Durante las mediciones la temperatura de las muestras se reguló a 20 ºC mediante
un controlador de temperatura con sistema Peltier conectado a un baño termoestático
externo marca Paar Physica (modelo Viscotherm VT2, Paar Physica, Alemania).
Antes de iniciar cada ensayo se aplicó una fuerza inicial de compresión normal
(FN) a la muestra por 150 s. Dicha fuerza se mantuvo constante durante el transcurso de
los ensayos oscilatorios y rotatorios con el fin de generar la mayor área de contacto entre la
muestra y el sensor para evitar el deslizamiento y remover cualquier irregularidad que
pudiera encontrarse presente en los discos de tejido y que afectara sus propiedades
viscoelásticas.
El valor de la fuerza normal fue de 1N durante 150 s; en estas circunstancias no se
superó el rango viscoelástico lineal (RVL) del tejido, no se afectaron sus propiedades
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
71
viscoelásticas y la muestra pudo ser sujetada durante el transcurso del ensayo (Mittal y
Mohsenin, 1987; Jackman y Stanley, 1995b).
Figura 3.5: Reómetro Dinámico Paar Physica MCR 300
3.9.1 Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)
A partir de los ensayos oscilatorios se obtuvieron los valores experimentales del
módulo de almacenamiento (G’) y el módulo de pérdida (G’’).
Anteriormente a la caracterización dinámica del material se realizó un barrido de
amplitud (BA), con control de la deformación de cizalla (CDC), para determinar los límites
del rango viscoelástico lineal (RVL). Las mediciones tomadas dentro de este rango
permitieron el ensayo no destructivo del tejido y se ajustaron a un modelo de ecuaciones
diferenciales lineales. Se realizó un barrido de amplitud con deformación entre 0,001 % y
10 % y se fijó la frecuencia angular a un valor constante de 10 s-1.
En el BA con CDC el G’ permaneció constante a lo largo de un rango de
deformación (). El punto de inflexión donde comienza a modificarse la pendiente de G’ vs
determina el valor límite de la amplitud de deformación (% que establece el RVL. Se
calculó dicho punto mediante el software RheoPlus (Paar Physica US 200, Austria)
incluido en el equipo. Se tomó un valor inferior, también recomendado por el mismo
software, para ser utilizado luego en el ensayo de barrido de frecuencias.
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
72
Para determinar el RVL de cada lote de manzanas frescas y de cada muestra que
recibió tratamiento osmótico las mediciones del BA con CDC se realizaron por triplicado.
Se determinaron los valores experimentales de los módulos de almacenamiento o
elástico (G’) y de pérdida o viscoso (G’’), para caracterizar el espectro mecánico de la
manzana, mediante el barrido de frecuencias (BF).
En los ensayos de barrido de frecuencia (BF), los módulos G’ y G’’ se
determinaron en un rango de frecuencia angular () de 0,1 a 100 s-1. Se utilizó un valor
constante de amplitud de deformación ( %dentro del RVL calculado en los ensayos de
BA para que todas las muestras se encontraran dentro de los límites de linealidad.
Para evitar que la muestra se deshidratara durante el ensayo debido al contacto con
el aire exterior, se colocó una campana de acrílico sobre el sistema platina – muestra -
sensor y dentro de la misma un algodón humedecido.
Para los ensayos oscilatorios se realizaron entre 6 a 12 repeticiones de cada
condición.
Los valores del espectro de G’ del barrido de frecuencia fueron modelados, en
todos los casos, a través de una regresión logarítmica.
log(G’) = m.log() + k (ecuación 3.7)
donde: m es la pendiente de la regresión y k es el valor del log (G’) cuandotoma el valor
de 1 s-1.
3.9.2 Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)
En este ensayo se registró la deformación () en función del tiempo (t) que sufría la
muestra de manzana durante la aplicación de un esfuerzo de cizalla constante (y durante
la recuperación de la deformación una vez removido dicho esfuerzo, calculándose además
la capacitancia según la siguiente expresión:
J(t) =t (ecuación 3.8)
Las curvas de capacitancia-tiempo deben ser independientes del esfuerzo de cizalla
() aplicado para que el ensayo se desarrolle dentro del RVL. Para determinar el valor de se realizó un ensayo oscilatorio previo de barrido de amplitud (BA) con control del
esfuerzo de cizalla (CEC) del tejido de manzana. Para determinar el RVL de cada lote de
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
73
manzanas frescas y de cada muestra que recibió el tratamiento osmótico las mediciones del
BA con CEC se realizaron por triplicado.
Durante este ensayo el valor de G’ se mantiene constante a lo largo de un rango de
aplicados. El software incluido en el equipo Rheoplus (Paar Physica US 200, Austria)
calcula el punto de inflexión donde comienza a modificarse la pendiente de G’ vs que
determina el mayor valor de esfuerzo permitido para trabajar dentro del RVL.
En el ensayo de fluencia – recuperación, al igual que en los ensayos oscilatorios,
fue necesario aplicar una fuerza normal FN = 1,0 N durante 150 s previos al ensayo para
sujetar la muestra y que la misma no resbalara durante las mediciones.
Para cada uno de los discos ensayados se realizaron tres ciclos repetidos de fluencia
– recuperación. En los dos primeros ciclos se mantuvo el esfuerzo de cizalla durante 60 s,
se removió el esfuerzo y se registraron los datos de recuperación por 120 s más. En el
tercer ciclo se ajustó el tiempo de aplicación del esfuerzo en 100 s y para la recuperación
200 s.
Las repeticiones del ciclo de esfuerzo y relajación se efectuaron con el fin de
remover irregularidades del material y aumentar la reproducibilidad de los resultados
(Mittal y col., 1987; Martínez, 2005).
Se determinaron los tiempos de ensayo teniendo en cuenta que, por un lado, deben
ser lo más cortos posibles para minimizar los cambios producidos en los tejidos de
manzana, principalmente en los frescos, en los que se desarrollan procesos metabólicos y
que además pueden deshidratarse durante el ensayo, y por otro lado ser lo suficientemente
largos para alcanzar el estado estacionario del material (Alzamora y col., 2008).
Se utilizó el software del equipo para generar regresiones no lineales de la fase de
fluencia (entre 0 y 100 s) y determinar si se alcanzó el estado estacionario del material.
Se fijó además el tiempo de la etapa de recuperación como el doble del tiempo de
fluencia con el fin de verificar que las curvas llegaran asintóticamente a un valor
determinado en el estado estacionario (Martínez, 2005).
Para el modelado matemático y análisis estadístico solo se tomaron en cuenta los
datos provenientes del tercer ciclo de fluencia-recuperación.
Los valores de capacitancia determinados en la etapa de fluencia se ajustaron a un
modelo mecánico constituido por un resorte en serie con dos elementos de Kelvin-Voigt
(cada uno de los elementos de Kelvin-Voigt tiene un resorte y un pistón conectados en
paralelo) y con un pistón (Sherman, 1970). En la figura 3.6 se muestra el esquema del
modelo físico utilizado.
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
74
Figura 3.6: Esquema del modelo de Kelvin Voigt generalizado constituido por 6 elementos.
La ecuación que describe el modelo físico es:
N/t
2
1ii0 n/te1.JJ,tJ i
(ecuación 3.9)
donde: J(t, ) es la capacitancia (= (t)/ ); (t) la deformación al tiempo t y el esfuerzo
constante aplicado; Jo es la capacitancia instantánea o elástica a t=0; Ji son las capacitancias
viscoelásticas; i (= i x Ji ) son los tiempos de retardo; i son los coeficientes de
viscosidad asociados con los elementos de Kelvin-Voigt; y N es el coeficiente de
viscosidad asociado con el flujo Newtoniano inversamente proporcional a la fluidez del
material en estado estacionario.
Se definió al módulo elástico (Ei = 1/Ji) como una medida de la elasticidad asociada
a los elementos del modelo físico.
Las curvas de capacitancia de la fase de fluencia se ajustaron mediante la ecuación
3.8 (Jackman y Stanley, 1995a; Martínez, 2005). El ajuste del modelo se realizó aplicando
el procedimiento de regresión no lineal con el software Statgraphics Plus para Windows
5.1 (Statpoint Technologies Inc., Estados Unidos).
En los ensayos de fluencia – recuperación se realizaron entre 12 y 18 repeticiones
de cada condición.
3.10 Determinación de la movilidad molecular del agua
J1
J2
J0
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
75
Se analizaron los cambios en la movilidad molecular del agua mediante la técnica
de resonancia magnética nuclear de protón resuelta en el tiempo (1H-RMN). Se midieron
los valores de los tiempos de relajación espín-espín T2 de las diferentes fracciones de agua
en las frutas utilizando un espectrómetro de resonancia magnética nuclear de campo
pulsado de baja resolución, marca Bruker Minispec (modelo mq 20, Bruker Biospin
GmbH, Alemania), con un campo magnético de 0,47 T y pulsos de radiofrecuencia de 20
MHz.
Figura 3.7: Espectrómetro de resonancia magnética nuclear (RMN) Bruker Minispec 20
Para el análisis las muestras de los tejidos frescos y deshidratados osmóticamente
se cortaron cuidadosamente con hojas de afeitar marca Gillette (Procter & Gamble Corp.,
Brasil) en pequeñas secciones y se colocaron en tubos herméticos de vidrio de 10 mm de
diámetro hasta completar una altura de 60 mm. Los tubos herméticos fueron introducidos
en un baño marca Haake (modelo Phoenix II C35P, Thermo Electron Corp., Alemania)
regulado a 22,00 ± 0,01 °C con el fin de equilibrar térmicamente las muestras.
En las muestras de altas humedades en el rango de aw=0,97 a aw=0,94, los T2
asociados a los protones presentan tiempos de relajación medios y altos, relacionados a
moléculas de agua con interacción baja o media con los sólidos y al agua libre
respectivamente. Por lo tanto, los valores de T2 fueron determinados por medio de la
secuencia de pulsos Carr-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) (90° - - 180°). Se ajustó el
tiempo entre los pulsos de 90° y 180° a 2 ms. Se registraron 200 puntos a lo largo del
tiempo establecido. Los datos fueron adquiridos luego de 8 repeticiones del escaneo en
cada medición con una demora de reciclo de 4 ms entre cada escaneo.
Las señales recibidas se ajustaron matemáticamente como una sumatoria de
decaimientos exponenciales de acuerdo a la siguiente expresión:
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
76
i2T/tn
1ii0 e.AyY (ecuación 3.10)
donde: Y representa la intensidad de la señal al tiempo t; y0 es el valor residual de ajuste de
la intensidad cuando t tiende a infinito; n es el número de exponenciales; T2i es la constante
de tiempo que corresponde al tiempo de relajación de los protones en cada fracción de agua
i y Ai es proporcional al número de protones en el estado T2i y representa el contenido
aparente de agua con T2 = T2i.
Los valores de Ai fueron normalizados de acuerdo a la siguiente ecuación:
100.A
AC
i
ii (ecuación 3.11)
donde: Ci es la proporción relativa de la población de protones.
Se utilizó el software Origin v6 (Microcal Software Inc., Estados Unidos.) con el
método de iteración de Levenberg-Marquardt para ajustar las regresiones no lineales.
Para validar el modelo estimado y determinar el mejor ajuste en el número de
términos exponenciales planteados se observó que los residuos del modelo ajustado
siguieran una distribución normal y no presentaran ningún tipo de autocorrelación.
Para detectar la presencia de autocorrelación se utilizaron métodos gráficos y de
contraste de hipótesis.
A través de los contrastes gráficos de los residuos estudentizados vs los valores
predichos por el modelo se intuyó la existencia de autocorrelación cuando se evidenciaron
comportamientos sistemáticos de los residuos.
Como criterio adicional y complementario se calculó el estadístico de Durbin-
Watson (DW), que examina los residuos del modelado, para determinar si existió alguna
correlación significativa basada en el orden en que aparecieron los datos. El software
Statgraphics Plus (Statpoint Technologies Inc., Estados Unidos) empleado para el cálculo
define que para valores mayores a 1,4 del estadístico DW es altamente probable que no
exista autocorrelación en los residuos y por lo tanto es más fiable el número de
decaimientos exponenciales que se plantean.
Se evaluaron 22 repeticiones para cada tratamiento.
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
77
3.11 Características micro y ultraestructurales
Se evaluaron los cambios en la microestructura y en la ultraestructura de los tejidos
de manzana frescos y osmóticamente deshidratados mediante microscopía óptica (MO) y
microscopía electrónica de transmisión (MET)
Las células del tejido parenquimático del fruto de manzana presentan una forma
alargada con crecimiento en sentido paralelo al eje axial de la fruta. Se cortaron secciones
cúbicas de la zona central de la muestra de aproximadamente 3 mm3, como se muestra en
el esquema de la metodología de corte de la figura 3.8.
Figura 3.8. Metodología de corte de tejidos de manzana para ser utilizados en las observaciones microscópicas.
Las muestras se fijaron en solución 3 %v/v de glutaraldehído en buffer 0,1 M de
fosfato de potasio (pH 7,4) durante toda la noche a temperatura ambiente. A continuación,
se lavaron con la solución buffer y se postfijaron en una solución de OsO4 en buffer 1,5
%p/v durante dos horas a temperatura ambiente. Luego se deshidrataron en una serie de
soluciones sucesivas de concentración ascendente de acetona y se embebieron en resina
Spurr de baja viscosidad (Sorrivas y Morales, 1983). Posteriormente se cortaron secciones
ultrafinas de 1 m de espesor con una cuchilla de vidrio utilizando un micrótomo rotatorio
marca Sorvall (modelo MT2B Ultracut, Sorvall Products, Estados Unidos). Las secciones
se colorearon con una solución acuosa de permanganato de potasio y/o azul de toluidina y
se examinaron mediante MO en un microscopio marca Carl Zeiss (modelo Axioskope 2
plus, Carl Zeiss Inc., Alemania).
30 mm
Tratamiento osmótico
Eje axial
Eje axial
Dirección y sentido de corte paralelo al eje axial
Dirección y sentido de corte paralelo al eje axial
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
78
Para las observaciones mediante MET las secciones ultrafinas se colocaron en
pequeñas grillas de cobre teñidas con acetato de uranilo y citrato de plomo (Reynolds,
1963) y se examinaron en un microscopio de transmisión marca JEOL (modelo JEM 1200
EX II, JEOL Ltd., Japón) con una aceleración de voltaje de 80 kV.
3.12 Análisis estadístico de los datos
Según el diseño experimental definido, solo se tomó una muestra de cada fruto de
un mismo lote para cada tratamiento de deshidratación desarrollado. Se asumió que las
diferencias en las propiedades físico-químicas dentro de una misma manzana son
despreciables frente a las variaciones presentadas por otra manzana distinta (Hamann y
Diehl, 1978).
Tal como se mencionó en el ítem 3.1, a lo largo del trabajo experimental fue
necesario emplear tres lotes distintos de manzana debido al número y extenso tiempo que
requirió cada uno de los tratamientos estudiados y ensayos realizados. Se midieron y
analizaron las características mecánicas a altas deformaciones, las propiedades
viscoelásticas a bajas deformaciones, la movilidad del agua y las características
estructurales de las manzanas frescas, clasificadas como controles, para determinar si
existieron diferencias significativas inter-lote.
Se aplicaron los análisis estadísticos considerando los tres controles provenientes
de los distintos lotes. En cada cambio del lote de frutas se registró el control de manzanas
frescas respectivo:
Control I: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa y trehalosa de aw 0,97.
Control II: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa y trehalosa de aw 0,94.
Control III: correspondió al lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de ósmosis de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Control IV: correspondió al lote de manzanas empleado para la determinación de
humedad, sólidos solubles y actividad de agua.
Los resultados fueron expresados como la media y su coeficiente de variación CV.
Los valores atípicos obtenidos de todos los ensayos fueron detectados por medio de
la distancia Mahalanobis D2 (p 0,001) utilizando el software SPSS versión 13.0 (SPSS
Inc., Estados Unidos) y retirados del conjunto de datos destinados al análisis. Mahalanobis
MMaatteerr iiaalleess yy mmééttooddooss
79
D2 mide la distancia relativa desde un punto en particular al centroide de un grupo (media
multidimensional) teniendo en cuenta la covarianza de la muestra (varianza
multidimensional).
Los datos de las pruebas de compresión, espectro mecánico, capacitancia y 1H-
NMR fueron caracterizados estadísticamente mediante un análisis de varianza multivariado
(MANOVA) (Quinn y Keough, 2002). Se realizaron a posteriori comparaciones múltiples
entre las medias multivariadas de los tratamientos mediante la pruebas de Hotelling
basadas en correcciones de Bonferroni con un nivel de confianza de 95 %.
Como extensión del análisis de la varianza multivariado se aplicó un análisis de
función discriminante (AFD) (McGarigal y col., 2000), a partir del cual se obtuvieron un
cierto número de funciones como resultado de combinaciones lineales de las variables
originales involucradas.
Antes de desarrollar los análisis se comprobó la presunción de la homogeneidad de
las matrices de varianza – covarianza (Prueba de Homocedasticidad) y la distribución
normal (Prueba Shapiro-Wilks modificada) de los residuos.
En algunos casos se realizó una transformación logarítmica de las variables; de esta
manera los datos cumplían los supuestos de normalidad y homocedasticidad del
MANOVA.
La multicolinealidad entre las variables de respuesta fue ensayada por la matriz de
correlación de Pearson (análisis paramétrico), que brinda una medida de la magnitud de la
asociación lineal entre dos variables y que no depende de las unidades de medida de las
variables originales, y mediante el análisis de Spearman (análisis no paramétrico) de
correlación basada en rangos. Debajo de la diagonal principal de las matrices generadas
por ambos análisis se encuentran los coeficientes de correlación entre pares de variables y
por encima de la misma los respectivos valores – p, o la probabilidad asociada a la prueba
de hipótesis de correlación nula entre las variables de la lista.
Solo aquellas variables que no correlacionaron se ingresaron a la tabla de datos para
ser analizadas por MANOVA y AFD.
Para todos los análisis los valores de p < 0,05 fueron considerados como
significantes.
Los análisis se llevaron a cabo empleando el software InfoStat Versión 2009
(InfoStat Group, Argentina).
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
81
4.1. Tratamientos osmóticos
Para alcanzar los valores de aw 0,97 y 0,94 con las distintas soluciones acuosas de
ósmosis se sumergieron las muestras, como se describe en el ítem 3.3, durante los
siguientes tiempos (tabla 4.1):
Tabla 4.1: Tiempos de tratamiento según la geometría del tejido de manzana para los
distintos tratamientos.
Tejidos con geometría
de discos inmersos en
solución osmótica de:
Tiempo (h)
Tejidos con geometría
de cilindros inmersos en
solución osmótica de:
Tiempo (h)
aw 0,97 aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 5,5 Glucosa (22,0 %p/p) 18,0
Trehalosa (34,4 %p/p) 6,0 Trehalosa (34,4 %p/p) 20,0
JMAM (42,0 %p/p) 10,0 JMAM (42,0 %p/p) 24,0
Maltosa (37,3 %p/p) 12,0 Maltosa (37,3 %p/p) 20,0
aw 0,94 aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 5,0 Glucosa (38,7 %p/p) 18,0
Trehalosa (48,0 %p/p) 6,0 Trehalosa (48,0 %p/p) 20,0
JMAM (56,0 %p/p) 10,0 JMAM (56,0 %p/p) 19,0
Maltosa (51,0 %p/p) 12,0 Maltosa (51,0 %p/p) 22,0
En el proceso de deshidratación-impregnación con solutos se produce la remoción
de una parte del contenido de agua de los tejidos de manzana y la absorción del soluto de
impregnación cuando se sumergen las muestras en la solución acuosa concentrada del
agente osmótico. El resultado neto es la transferencia selectiva de agua hacia el medio de
ósmosis, ya que el tejido pierde mayor cantidad de agua que la cantidad de azúcares que
incorpora.
Nieto y col. (1998) y Nieto y col. (2004) realizaron experiencias de deshidratación
osmótica en placas de manzana Granny Smith utilizando geometrías de 4 x 4 x 0,4 cm en
soluciones de glucosa 25,0 %p/p, en condiciones de proceso similares a las de nuestra
experiencia. Se requirió un tiempo aproximado de 6 h para alcanzar actividad de agua y
contenido de sólidos solubles constantes.
En el trabajo de Atares y col. (2009) se realizaron tratamientos de deshidratación
osmótica en muestras de manzana de la variedad Granny Smith cortadas en rodajas de 30
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
82
mm de espesor con soluciones acuosas de glucosa, sacarosa y trehalosa de aw 0,96 a 30 °C
por un período de 9 h. Se estudiaron los perfiles de composición en función de los tiempos
de impregnación. La transferencia de masa del agua y de los solutos resultó ser más rápida
cuando se utilizó glucosa o sacarosa con respecto a las soluciones con trehalosa, que
incrementaron la resistencia a la transferencia de masa de los tejidos. Si bien la sacarosa y
la trehalosa pertenecen a la familia de los disacáridos, los autores atribuyeron las
diferencias observadas principalmente a los cambios generados en la permeabilidad de las
membranas celulares por las interacciones de la trehalosa con algunos de sus componentes.
En el trabajo publicado por Barat y col. (2007) se realizaron deshidrataciones
osmóticas de cilindros de 2 cm ×2 cm de manzana Granny Smith en soluciones de sacarosa
de 35 y 55 °Brix, mantenidas a tres temperaturas distintas (30, 40 y 50 °C) y tiempos de
hasta 2000 h. Los autores observaron que para alcanzar el estado de equilibrio, donde la
concentración del soluto en la fase líquida de las muestras deshidratadas y la
correspondiente a la de la solución osmótica del sistema deben ser las mismas, se
requirieron tiempos muy largos de proceso. En tiempos relativamente cortos de ósmosis (a
partir de 24 h) se alcanzó un estadio de pseudoequilibrio donde la concentración de la fase
líquida de la manzana y la de la solución de ósmosis fueron muy cercanas. En este periodo
se produjo una relajación estructural de las células del tejido y un mayor ingreso de la
solución de ósmosis hacia el interior de las células.
Por otra parte, Panagiotou y col. (1999) estudiaron los fenómenos de transferencia
de masa durante la deshidratación osmótica de distintas frutas (manzana, kiwi y banana) en
soluciones de glucosa y sacarosa. Los autores realizaron un conjunto de experimentos
donde incluyeron como variables la temperatura, el tamaño de la muestra, el tiempo de
inmersión, la velocidad de agitación del sistema y el tipo y concentración de agente
osmótico. La concentración del agente osmótico tuvo un efecto positivo en la pérdida de
agua y en la ganancia de sólidos de la fruta osmotizada. Los procesos de ósmosis con
soluciones de glucosa de 40,0 %p/p provocaron mayores pérdidas de agua y ganancia de
sólidos en las muestras que con soluciones de sacarosa de 50,0 %p/p. El peso molecular del
soluto mostró un efecto negativo en la pérdida de agua y un efecto positivo en la ganancia
de sólidos en el equilibrio en las deshidrataciones con soluciones de glucosa y sacarosa en
igual concentración (p/p) y duración del tratamiento osmótico. Las muestras tratadas con
glucosa mostraron valores de pérdida de agua superiores a las osmotizadas en sacarosa.
Los autores suponen que este efecto osmótico superior probablemente se deba a que la
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
83
sacarosa tiene el doble de peso molecular de la glucosa, lo que produce soluciones de la
mitad de la concentración molecular y por lo tanto una presión osmótica significativamente
menor.
En la tabla 4.2 se muestran los valores medios de humedad en base húmeda,
contenido de sólidos solubles y actividad de agua determinados experimentalmente sobre
un mismo lote de manzanas sometido a todos los tratamientos de deshidratación osmótica.
Tabla 4.2: Contenido de humedad (M), concentración de sólidos
solubles (ss) y actividad de agua (aw) de muestras de manzana fresca y
sometidas a los distintos tratamientos de ósmosis.
Muestra M (g/100g) (C.V.) ss (Brix) (C.V.) aw (C.V.)
Control IV 86,52 (1 %) 10,3 (5 %) 0,98 (1 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 73,36 (1 %) 21,9 (1 %) 0,97 (1 %)
Trehalosa (34,4 %p/p) 64,17 (1 %) 33,4 (2 %) 0,97 (6 %)
JMAM (42,0 %p/p) 62,07 (1 %) 33,7 (3 %) 0,97 (1 %)
Maltosa (37,3 %p/p) 61,98 (1 %) 34,6 (2%) 0,97 (1 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 59,96 (1 %) 34,4 (3 %) 0,94 (1 %)
Trehalosa (48,0 %p/p) 48,68 (6 %) 44,6 (0 %) 0,94 (1 %)
JMAM (56,0 %p/p) 46,97 (4 %) 48,7 (4 %) 0,94 (1 %)
Maltosa (51,0 %p/p) 44,68 (3 %) 50,5 (2 %) 0,94 (1 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control IV: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones
de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
El tratamiento osmótico generó una disminución del contenido de agua y un
incremento en el contenido de sólidos solubles en los tejidos vegetales en función del
aumento de las concentraciones de los agentes de impregnación en las soluciones de
ósmosis.
En las muestras inmersas en soluciones de aw 0,94 se produjo la mayor pérdida de
agua y la mayor ganancia de soluto debido a la mayor diferencia en el potencial químico
del agua y del soluto entre las soluciones de ósmosis y la fruta.
Es de destacar que existió una menor pérdida de humedad y una menor ganancia de
sólidos solubles necesarios para alcanzar la aw deseada cuando se utilizó el monosacárido
glucosa.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
84
Karathanos y col. (1995) aplicaron procesos de deshidratación osmótica como
pretratamiento de secados posteriores en cilindros (50 mm de alto x 10 mm de diámetro) de
manzana de la variedad Golden Delicious. Emplearon soluciones de glucosa 15, 30 y 45
%p/p para la deshidratación en medios estancos. En los tratamientos con las
concentraciones más altas de glucosa (45,0 %p/p) luego de 18 h de proceso, el contenido
de humedad en base seca (g de agua / g de materia seca) fue de 3,2. En el presente trabajo
se alcanzó un contenido de humedad en base seca (g de agua / g de materia seca) de 3,2
pero en las muestras impregnadas en soluciones de glucosa al 22,0 %p/p con convección
forzada. Si bien se están comparando tratamientos sobre variedades de manzana distintas,
la geometría de las muestras y las condiciones de agitación también son fundamentales en
la cinética del proceso de ósmosis.
4.2 Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones
4.2.1 Curvas experimentales fuerza vs distancia de compresión y
parámetros mecánicos
Tejidos de manzana fresca
En la figura 4.1 se observa el comportamiento que presenta el tejido de manzana
fresco durante un ensayo de compresión. Se informa una curva típica de fuerza (F) en
función de la distancia de compresión (d) recorrida por el cilindro, representativa de las 90
muestras analizadas. Cada curva se registró desde el instante en que el sensor del equipo
tocó la cara superior del cilindro de la muestra de manzana hasta el 80 % de compresión
del espécimen.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
85
Figura 4.1: Curva típica de F vs d de cilindros de manzana fresca.
Se observa que existió un incremento lineal de la F aplicada en el rango inicial de
bajas deformaciones hasta que se alcanzó un valor máximo de fuerza de ruptura (FR) del
tejido. Inmediatamente posterior a este punto, se muestra una caída abrupta seguida de
múltiples eventos sucesivos de fractura. Este comportamiento es característico del tejido
crujiente de muchas frutas frescas y es típico de materiales rígidos con baja resistencia a la
deformación. También se corresponde con el descripto en matrices de manzanas frescas de
acuerdo a los trabajos de Rebouillat y Peleg (1988); Anino y col. (2001) y Varela y col.
(2007), en tejidos de kiwi y frutillas (Chiralt y col., 2001), en tejidos de papa (Luscher y
col., 2005), en calabazas (Mayor y col., 2007) y en muestras de pera (Bolin y Huxsoll,
1993).
Los datos obtenidos en el ensayo de compresión fueron transformados a esfuerzo
real (R) y deformación real o de Henky (R) aplicando las ecuaciones 3.2 y 3.3. La
ventaja de trabajar con esfuerzo, en vez de fuerza, es que el esfuerzo caracteriza la
0
2
4
6
8
10
0 2 4 6 8 10
F (Kgf)
d (mm)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
86
habilidad que tiene la superficie del material para responder a fuerzas externas,
independientemente de la forma y tamaño de la muestra (Varela y col., 2007; Bu-Contreras
y Rao, 2002; Ramana y Taylor, 1992).
En la figura 4.2 se muestra el perfil de la curva de R vs R de la misma muestra de
tejido fresco representada en la figura 4.1.
La transformación de los datos de F vs d en R vs R conservó el perfil de las
curvas. No existieron modificaciones en el patrón de conducta frente a la compresión de
los tejidos analizados con respecto a los patrones de F vs d. A bajas deformaciones reales
se mantuvo una relación lineal directa con R de pendiente positiva. Cuando el ensayo
generó altas deformaciones en el material el esfuerzo aumentó hasta alcanzar su valor
máximo en el punto crítico de fractura (RR), a partir del cual luego presentó una caída
abrupta. Rebouillat y Peleg (1988), Monsalve–González y col. (1993), y Anino y col.
(2006) describieron el mismo comportamiento en matrices de manzana, el cual fue
asociado a la salida de fluidos de las células de naturaleza incomprensible en respuesta a
una fuerza aplicada.
En la figura 4.3 se muestran perfiles representativos del comportamiento de R vs
R de las muestras de tejido fresco provenientes de todos los lotes empleados en este
trabajo (ítem 3.1).
Se observa que las muestras frescas de todos los lotes presentaron perfiles similares
y no mostraron variaciones considerables en su comportamiento mecánico.
En la tabla 4.3 se informan los valores medios de RR, εR
R, Ed y W obtenidos a
partir de los ensayos de compresión de cilindros de manzana fresca.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
87
Figura 4.2: Curva típica de R vs R de cilindros de manzana fresca.
Tabla 4.3: Valores medios de RR, εR
R, Ed y W para las muestras de manzana fresca
provenientes de los tres lotes empleados en este trabajo.
Muestra σRR (MPa) (C.V.) εR
R(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m
3) (C.V.)
Control I 0,33 (12 %) 0,26 (8 %) 1,7 (12 %) 43 (19 %)
Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 2,1 (14 %) 37 (19 %)
Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4
R (MPa)
R
Figura 4.3: Curvas típicas de R vs R de cilindros de manzana fresca provenientes de todos los lotes utilizados. (▬)
Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas
empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4
R (MPa)
R
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
89
Las manzanas frescas presentaron un valor promedio de RR de 0,34 MPa (tabla
4.3), siendo estos valores muy cercanos a los reportados por Rebouillat y Peleg (1988)
quienes informaron un rango entre 0,16 y 0,28 MPa para 12 variedades de manzanas
estudiadas y en particular un valor de 0,28 MPa para la variedad Granny Smith. Varela y
col. (2007) reportaron valores de 0,49 MPa en cubos de 1,5 cm de tejido de la variedad
Granny Smith y de 0,29 MPa para la variedad Golden Delicius. Anino y col. (2006)
reportaron valores de 0,42 MPa en cilindros de 2 cm de diámetro por 2 cm de largo de la
variedad Granny Smith. Ceroli (2009) y Casañas (2011) realizaron ensayos de compresión a
altas deformaciones en cilindros de 1,5 cm de altura por 1,5 cm de diámetro de tejido
parenquimático fresco de manzana Granny Smith y obtuvieron valores de RR = 0,32 MPa y
0,35 MPa respectivamente.
Rebouillat y Peleg (1988)) determinaron valores de εRR
de 0,2 en cilindros de 7,1
cm y Anino y col. (2006) valores entre 0,13 y 0,14 en cilíndros de 2 cm de diámetro en
tejidos parenquimáticos de manzana Granny Smith. En los ensayos realizados por Ceroli
(2009) se obtuvieron valores de εRR = 0,16. Casañas (2011) reportó valores de εR
R = 0,24
para manzanas frescas.
En este trabajo se calculó el Ed de las muestras frescas a partir de la regresión lineal
de R vs R (ecuación 3.5) desde el inicio del ensayo hasta el 50% de la deformación de la
muestra cilíndrica de manzana. En este rango de deformación se obtuvo un buen
coeficiente de determinación (R2= 0,999).
El valor de Ed para la manzana control estuvo comprendido en el rango de valores
reportados en la literatura. Por ejemplo, en manzanas Granny Smith, Anino y col. (2006)
encontraron valores de Ed igual a 1,8 MPa obtenidos al comprimir cilindros de 1,5 cm de
diámetro y 2 cm de alto. Rebouillat y Peleg (1988) informaron valores de Ed de 1,7 MPa y
Varela y col. (2007) un valor promedio de módulo de 4,0 MPa, calculado a partir de las
regiones iniciales entre 2,5% y 5,0% de la deformación de las muestras frescas. Ceroli
(2009) registró un valor de Ed = 2,5 MPa y Casañas (2011) un valor de Ed = 2,00 MPa en la
variedad Granny Smith.
Masoudi y col. (2007) tomaron cilindros de 0,10 cm de diámetro por 0,15 cm de
alto del tejido de tres cultivares distintos de manzana para estudiar los efectos del
almacenamiento en las propiedades mecánicas. Realizaron ensayos de compresión uniaxial
en la variedad de manzana Granny Smith, donde determinaron un valor del trabajo de
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
90
ruptura de 16 MJ/m3. Los valores de W fueron aproximados a los obtenidos en este trabajo
(tabla 4.3).
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97
En las muestras que fueron deshidratadas a niveles de aw 0,97 se convirtieron los
datos de F vs d en R vs R. En la figura 4.4 se representa la respuesta frente a la
compresión de las muestras inmersas en soluciones de azúcares luego de la transformación
de los datos según las ecuaciones 3.2 y 3.3. Al igual que lo observado en las muestras
frescas, el patrón fue similar al perfil de F vs d (los datos no se muestran).
Se observaron notables diferencias en las curves típicas de R vs R entre cilindros
de tejido fresco y los que recibieron un tratamiento osmótico a aw = 0,97.
Las manzanas deshidratadas osmóticamente presentaron curvas de R vs R
correspondientes a materiales más débiles y blandos que los controles, con un aumento
gradual de la fuerza hasta alcanzar su máximo en el punto de fractura donde el perfil se
suaviza y redondea.
En la tabla 4.4 se representan los valores medios de RR, εR
R, Ed y W obtenidos a
partir del ensayo de compresión de tejidos de manzana deshidratados hasta aw 0,97.
Se observa que se produjo una disminución de RR en las muestras tratadas en
soluciones de glucosa (67 %) y trehalosa (64 %) comparados con el presentado por el
control correspondiente a ese lote. También se produjo una disminución de RR en los
tratamientos con JMAM (70 %) y maltosa (48 %) con respecto al presentado por la
muestra fresca correspondiente.
Ceroli (2009) realizó ensayos de compresión en cilindros de manzana Granny
Smith deshidratados osmóticamente en soluciones de glucosa (20,1 °Brix), sacarosa (36,9
°Brix), JMAM (35,4 °Brix) y trehalosa (34,7 °Brix) de aw 0,97. Los valores de RR fueron
de 0,22, 0,23 y 0,19 (MPa) para glucosa, sacarosa y trehalosa respectivamente y 0,14
(MPa) para JMAM. Coincidentemente con los resultados de esta tesis las muestras tratadas
Figura 4.4: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresca y tratado en soluciones
osmóticas de aw 0,97. (▬) Control I; (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);
(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
0,40
0 0,5 1 1,5
R(MPa)
R
Tabla 4.4: Valores medios de RR, εR
R, Ed y W para la muestra control y las deshidratadas
osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97.
Muestra σRR
(MPa) (C.V.) εRR
(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m3) (C.V.)
Control I 0,34 (12 %) 0,26 (8 %) 1,7 (12 %) 43 (19 %)
Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 0,11 (18 %) 0,79 (8 %) 0,04 (25 %) 37 (16 %)
Trehalosa (34,4 %p/p) 0,12 (15 %) 1,02 (7 %) 0,02 (50 %) 37 (14 %)
JMAM (42,0 %p/p) 0,10 (30 %) 0,75 (9 %) 0,04 (25 %) 26 (23 %)
Maltosa (37,3 %p/p) 0,17 (23 %) 0,61 (10 %) 0,06 (33 %) 30 (27 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de glucosa
y trehalosa de aw 0,97; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
93
en solución de JMAM presentaron los menores RR.
Los tejidos que recibieron un proceso osmótico permitieron una mayor
deformabilidad hasta el punto de ruptura que los tejidos frescos. El valor de RR aumentó
en las muestras inmersas en glucosa (204 %) o trehalosa (292 %) comparado con el
presentado por la muestra fresca (control I) y también se incrementó RR en las manzanas
inmersas en soluciones de JMAM (188 %) y maltosa (135 %) comparadas con la
presentada por la respectiva muestra fresca (control III). Las muestras tratadas en
soluciones de trehalosa mostraron la menor resistencia a la deformación.
Se calculó el Ed de las muestras impregnadas con azúcares aplicando la ecuación
3.4 desde el inicio del ensayo hasta el 10 % de la deformación de las muestras cilíndricas
de manzana (R2 = 0,9). Las pendientes iniciales de las curvas de esfuerzo real –
deformabilidad real mostraron una fuerte disminución comparadas con la de las manzanas
frescas, significando una notable pérdida de rigidez del tejido. Las diferencias en los
porcentajes de compresión que se tomaron para cada tratamiento para el cálculo del Ed se
debieron a que las muestras de manzana fresca presentaron una textura mucho más frágil,
con fracturas en la estructura del tejido provocadas a menores esfuerzos de compresión que
las muestras que recibieron procesos de deshidratación, que resultaron ser mucho más
deformables. El Ed mostró el mayor rango de C.V. (25 % a 50 %) entre los cuatro
tratamientos de ósmosis realizados cuando se lo comparó con las otras variables en estudio
y además presentó una disminución de 97,3 a 98,8 % según los tratamientos comparadas
con sus respectivos controles.
En el trabajo reportado por Ceroli (2009) las muestras de manzana tratadas en
soluciones de azúcares de aw 0,97 exhibieron valores de Ed significativamente menores que
los de las muestras frescas pero no se encontraron diferencias significativas entre las
mismas.
El proceso osmótico provocó la disminución de los valores de W. El W disminuyó
14 % en los cilindros de manzana tratados en soluciones de glucosa y trehalosa con
respecto al lote de manzanas Control I. En los cilindros de manzana tratados en soluciones
de maltosa el W también disminuyó 14 % con respecto al lote de manzanas Control III, en
tanto que en las muestras tratadas en soluciones de JMAM disminuyó 25 % respecto al lote
de manzanas Control III.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
94
La maltosa fue el agente osmótico que proporcionó la menor pérdida en el valor de
σRR, el mayor aumento en la resistencia a la deformación del tejido en respuesta al esfuerzo
aplicado y el mayor módulo de deformabilidad, con una disminución del 96,5 % respecto
de las muestras frescas, lo que denota una mayor rigidez en los tejidos osmotizados con
este soluto.
Por el contrario, los tejidos deshidratados con soluciones de trehalosa presentaron
la mayor deformabilidad, el menor valor del módulo de deformabilidad y, junto con los
tejidos impregnados con glucosa y maltosa, el mayor trabajo de compresión (con una
disminución del 14 % respecto de las muestras frescas).
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94
En la figura 4.5 se representa la respuesta frente a la compresión de las muestras
inmersas en soluciones de azúcares de aw 0,94.
Cuando las muestras fueron tratadas con las soluciones de ósmosis de aw 0,94
exhibieron comportamientos mecánicos diferentes a las muestras frescas. En la figura 4.5
se puede observar que los tejidos con aw 0,94 mostraron ser más deformables y blandos que
los tejidos frescos. Las curvas de todos los tratamientos con soluciones de aw 0,94
presentaron perfiles similares. Teniendo en cuanta el eje sobre el que se representa la
deformabilidad, podrían definirse dos grupos de tratamientos, el primero integrado por los
tejidos impregnados en soluciones de glucosa y JMAM y el segundo por los impregnados
en soluciones de maltosa y trehalosa.
En la tabla 4.5 se representan los valores medios de RR, εR
R, Ed y W determinados
en el ensayo de compresión de tejidos de manzana deshidratados hasta aw 0,94.
Se produjo una disminución del 32 % y 35 % en los valores deRR en las muestras
inmersas en glucosa y trehalosa respectivamente comparados con los valores de las
muestras frescas (control II). En las muestras impregnadas con JMAM y maltosa los
valores de RR
disminuyeron un 50 % y 26,5 % respectivamente comparado con los
presentados por las muestras frescas (control III).
Figura 4.5: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones
osmóticas de aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬)
JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
0,40
0 0,5 1 1,5
R (MPa)
R
Tabla 4.5: Valores medios de RR, εR
R, Ed y W de la muestra control y las deshidratadas
osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,94.
Muestra σRR
(MPa) (C.V.) εRR
(C.V.) Ed (MPa) (C.V.) W (MJ/m3) (C.V.)
Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 2,1 (14 %) 37 (19 %)
Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 2,2 (13 %) 35 (14 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 0,23 (17 %) 0,64 (12 %) 0,05 (40 %) 40 (18 %)
Trehalosa (48,0 %p/p) 0,22 (32 %) 0,81 (9 %) 0,03 (33 %) 42 (14 %)
JMAM (56,0 %p/p) 0,17 (18 %) 0,69 (13 %) 0,04 (25 %) 28 (14 %)
Maltosa (51,0 %p/p) 0,25 (20 %) 0,82 (11 %) 0,02 (50 %) 37 (11 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa
de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM
y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
97
En el trabajo de Ceroli (2009), los tejidos de manzana tratados en soluciones de aw
0,94 mostraron diferencias significativas entre sí. Las muestras impregnadas en solución de
sacarosa de 50,2 °Brix expusieron el mayor valor de RR
(0,34 MPa), continuando en orden
descendente las impregnadas en glucosa de 38,7 °Brix (0,29 MPa) y finalmente las tratadas
en soluciones de JMAM de 53,0 °Brix (0,21 MPa.) y trehalosa de 43,5 °Brix (0,23 MPa.).
Aumentó considerablemente la RR de los especímenes impregnados en glucosa
(237 %), trehalosa (326 %), JMAM (263 %) y maltosa (332 %) cuando se contrastaron los
valores con los de los tejidos frescos. Con el aumento en el grado de deshidratación de las
muestras, la impregnación con los disacáridos trehalosa y maltosa continuó siendo la que
proporcionó una menor resistencia a la deformación frente a la tensión aplicada.
Se calculó el valor de Ed aplicando la ecuación 3.5 a la regresión lineal de R vs R
desde el inicio del ensayo hasta el 20 % de la deformación de las muestras cilíndricas de
manzana. Se obtuvieron marcadas diferencias en las medias de Ed con respecto a las
muestras frescas pero se mantuvieron en el mismo rango de valores que las muestras
deshidratadas de aw 0,97. El Ed mostró el mayor rango de C.V. (40 % a 50 %) entre los
cuatro tratamientos de ósmosis realizados cuando se lo comparó con las otras variables en
estudio y además presentó una disminución entre 98 y 99 % según los tratamientos con sus
respectivos controles.
Ceroli (2009) también reportó valores de Ed similares al presente trabajo en
muestras tratadas en soluciones de aw 0,94. La autora no encontró diferencias significativas
entre los Ed de las manzanas tratadas en las distintas soluciones de azúcares. Los valores
comunicados fueron: para soluciones de glucosa de 38,7 °Brix el Ed fue de 0,09 (MPa);
para soluciones de JMAM de 53,0 °Brix y trehalosa de 43,5 °Brix el Ed fue de 0,07 (MPa)
y para soluciones de sacarosa de 50,2 °Brix el Ed fue de 0,06 (MPa).
Se advirtieron leves variaciones en el parámetro W de las manzanas sometidas a ósmosis
con respecto a las muestras que no recibieron tratamientos de deshidratación. El valor del
trabajo necesario para la ruptura de las muestras con niveles de aw de 0,97 se redujo
ligeramente, mientras que con niveles de aw de 0,94 el valor del trabajo aumentó
escasamente, a excepción de las muestras que fueron inmersas en soluciones de JMAM
(56,0 %) donde el W mostró una leve disminución.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
98
4.2.2 Comparación del comportamiento reológico a altas deformaciones
de los tejidos frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94
La figura 4.6 muestra las curvas típicas de esfuerzo real en función de la
deformación real, en un ensayo de compresión, de todas las muestras frescas (controles) y
las que recibieron tratamientos en soluciones acuosas de azúcares de aw 0,97 y 0,94.
Se observó que las muestras impregnadas en agentes osmóticos con un nivel de
deshidratación de aw 0,97 resistieron mayores deformaciones hasta alcanzar el punto de
ruptura del material que aquellas impregnadas y deshidratadas a aw 0,94, a excepción de las
muestras impregnadas con el disacárido maltosa. Las muestras tratadas con soluciones
acuosas de azúcares de aw 0,94 requirieron en general mayores esfuerzos para fracturar el
tejido que las muestras tratadas de aw 0,97, y si bien los picos de los perfiles de textura
resultaron ser más redondeados que los de las manzanas frescas, fueron más agudos que los
presentados por los de las manzanas deshidratadas a aw 0,97. Las pendientes iniciales de
los perfiles de R vs R en las regiones entre 10 y 20 % de deformabilidad mostraron un
incremento progresivo similar para las muestras con los dos niveles de deshidratación. Este
comportamiento denotó una gran pérdida de rigidez de todas las muestras tratadas.
Con el fin de establecer la existencia o no de diferencias significativas ente las
medias multivariadas (centroides) de las muestras que fueron sometidas a los distintos
procesos osmóticos se empleó como herramienta estadística el análisis de varianza
multivariado (MANOVA).
Para cumplir con los supuestos del MANOVA (normalidad de los residuos y
homogeneidad de varianzas y covarianzas entre tratamientos) se transformó la variable εRR
en log10 (εRR).
Figura 4.6: Curvas típicas de esfuerzo real vs deformación real del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones
osmóticas. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa
(34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa
(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado
en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0,30
0,35
0,40
0 0,5 1 1,5
R(MPa)
R
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
100
Previamente se evaluó el grado de asociación entre las variables estudiadas a partir
de los análisis de correlación de Spearman y de Pearson (tabla 4.6).
Tabla 4.6: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y de
asociación lineal de Pearson de las variables RR, εR
R, Ed y W de todas las
muestras: frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de
glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 o aw 0,94.
Debido a que la variable Ed presentó correlación significativa con el log10(εRR), fue
excluida del análisis multivariado.
Los tratamientos osmóticos modificaron significativamente las propiedades
mecánicas del tejido de manzana (MANOVA, F(Pillai) 30, 924 tratamiento = 59,25;
p<0,0001).
Se realizaron comparaciones múltiples a posteriori del MANOVA donde se
detectaron diferencias significativas entre los valores medios multivariados (centroides) de
los grupos control y los tratados en las ocho diferentes soluciones osmóticas. Los
centroides de todos los tratamientos difirieron significativamente entre sí (pruebas de
comparaciones múltiples (Hotelling); p < 0,05).
En la tabla 4.7 se exhiben los estimadores de los parámetros mecánicos obtenidos
en los ensayos de compresión de las muestras frescas (control) y deshidratadas en los
diferentes procesos de impregnación en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM y
maltosa de de aw 0,97 o 0,94, conjuntamente con los resultados del análisis estadístico.
Correlación
de Spearman σR
R Ed W log10(εR
R)
σRR 1,00 0,00 0,00 0,00
Ed 0,56 1,00 0,39 0,00
W 0,42 0,05 1,00 0,19
log10(εRR) -0,66 -0,91 0,07 1,00
Correlación
de Pearson σR
R Ed W log10(εR
R)
σRR 1,00 0,00 0,00 0,00
Ed 0,80 1,00 0,00 0,00
W 0,43 0,19 1,00 0,14
log10(εRR) -0,79 -0,96 -0,08 1,00
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
101
Tabla 4.7: Valores medios de los estimadores de los parámetros de compresión de
las muestras control y de las deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de
glucosa, trehalosa, maltosa y de JMAM de aw 0,97 o 0,94.
Muestra σRR (MPa) (C.V.) εR
R (C.V.) W (MJ/m
3) (C.V.)
Control I 0,34 (12 %) 0,26 (8 %) 43 (19 %) A
Control II 0,34 (9 %) 0,19 (10 %) 37 (19 %) B
Control III 0,35 (11 %) 0,19 (10 %) 35 (14 %) B
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 0,11 (18 %) 0,79 (8 %) 37 (16 %) C
Trehalosa (34,4% p/p) 0,12 (15 %) 1,02 (7 %) 37 (14 %) D
JMAM (42,0% p/p) 0,10 (30 %) 0,75 (9 %) 26 (23 %) E
Maltosa (37,3% p/p) 0,17 (23 %) 0,61 (10 %) 30 (27 %) F
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7% p/p) 0,23 (17 %) 0,64 (12 %) 40 (18 %) G
Trehalosa (48,0% p/p) 0,22 (32 %) 0,81 (9 %) 42 (14 %) H
JMAM (56,0 % p/p) 0,17 (18 %) 0,69 (13 %) 28 (14 %) I
Maltosa (51,0 % p/p) 0,25 (20 %) 0,82 (11 %) 37 (11 %) J Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de
Bonferroni con α=0,05.
Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05.
C.V: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa
y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación
con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Existieron diferencias significativas en los valores medios de las propiedades
mecánicas del grupo de manzanas frescas. En los ensayos a altas deformaciones, las
muestras frescas del lote Control I difirieron significativamente de los otros dos lotes de
manzanas utilizados. Como se mencionó anteriormente, los promedios de las variables
estudiadas para los tres lotes de manzanas frescas fueron coincidentes con los reportados
en la literatura. Las diferencias en las propiedades mecánicas entre lotes podrían ser
causadas por variaciones asociadas a la producción primaria, el manejo postcosecha, el
tiempo de almacenamiento y las condiciones de conservación, entre otras causas.
No solo la aw de la solución de ósmosis produjo cambios significativos en
comportamiento del tejido frente a la compresión, sino también cada agente osmótico
provocó diferencias significativas dentro de cada nivel de aw estudiado.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
102
Se observaron diferencias significativas en las propiedades mecánicas de los tejidos
tratados osmóticamente con respecto a los provenientes de manzanas frescas utilizadas
como controles.
Se distinguió claramente una mayor disminución en el esfuerzo aplicado necesario
para generar la ruptura del material en tejidos con menores niveles de deshidratación.
Concordantemente con lo mostrado en la figura 4.6, los valores medios de εRR
mostraron tejidos deshidratados a aw 0,97 con mayor resistencia a la deformabilidad que
los deshidratados a aw 0,94, a excepción de los impregnados con maltosa. Puede observarse
que los tratamientos con los disacáridos trehalosa a aw 0,97 y trehalosa y maltosa a aw 0,94
permitieron las mayores deformabilidades de los tejidos, con valores promedio de εRR =
1,02, 0,81 y 0,82 respectivamente (tabla 4.7).
En cuanto al trabajo generado en la compresión, los tratamientos de impregnación
con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97 y aw 0,94 mostraron los valores medios
más altos (tabla 4.7).
Con el objetivo de clasificar correctamente las observaciones provenientes de los
tratamientos predeterminados, se realizó un análisis de la función discriminante (AFD), a
partir del cual se obtuvieron 3 funciones discriminantes (o ejes canónicos).
En las tablas 4.8 y 4.9 se reportan los valores de los autovalores de la matriz de
grupos y las funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de covarianza residual
común.
Tablas 4.8 y 4.9: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de
covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los estimadores de los
parámetros obtenidos de la curvas de compresión para los tejidos de manzanas frescas y
osmotizadas a aw 0,97 y 0,94.
Tabla 4.8 Tabla 4.9
Autovalores
Funciones discriminantes
estandarizadas por la matriz de
covarianza residual común
Función
discriminante Valor Porcentaje
Porcentaje
acumulado
1 2 3
1 37,59 94,55 94,55 σRR -0,13 1,13 0,37
2 1,50 3,78 98,33 W -0,31 -0,39 -1,17
3 0,67 1,67 100,00 log10(εRR) 1,02 0,42 0,10
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
103
La primera función discriminante resultante del AFD explicó el 94,55 % de la
variabilidad de los datos, mientras que la segunda función discriminante solo explicó el
3,78 % de la variabilidad. Ambas funciones explicaron el 98,33 % acumulado de la
variabilidad total entre todos los tratamientos (tabla 4.8).
En la tabla 4.9 puede observarse que la variable εRR en la primera función
discriminante presentó el mayor valor absoluto y por lo tanto fue la variable con mayor
poder de discriminación entre los tratamientos y controles. En cambio, σRR fue la variable
que mayor aporte tuvo en la combinación lineal de variables de la segunda función
discriminante.
En la figura 4.7 se representa la clasificación de los tratamientos entre la primera y
la segunda función discriminante.
Se destaca la importancia de la variable εRR en la discriminación de los tratamientos
y muestras frescas sobre el eje canónico 1, que absorbió el mayor porcentaje de la
variación total. Todas las muestras provenientes de los grupos control se ubicaron hacia
valores negativos de la función discriminante 1, diferenciándose claramente del resto de los
grupos de muestras tratadas con los agentes de ósmosis, que se situaron en los valores
positivos del mismo eje. Los tratamientos mostraron valores de εRR mayores y se ubicaron
entre los de soluciones de glucosa de aw 0,94 y maltosa de aw 0,97 con valores sobre el eje
canónico 1 de 1,6 y 1,7 más cercanos al cero y con los tratamientos de trehalosa de aw 0,97
con valores de 6,3 más alejados al cero y en la misma dirección que la variable εRR. La
variable σRR permitió diferenciar sobre la segunda función discriminante el grupo de
muestras tratadas con solución de glucosa y JMAM de aw 0,97 con centroides de valores
menores (1,77 y 1,79 respectivamente) y las tratadas en solución de maltosa de aw 0,94
(centroide = 2,65) con el mayor valor.
El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos en un 70,5 % del total de
las muestras de manzana ensayadas (n = 319). Los tratamientos mejor clasificados fueron
los de trehalosa de aw 0,97 (87,1 %), maltosa de aw 0,94 (85,7 %), glucosa de aw 0,97 (83,9
%), JMAM de aw 0,97 (81,5 %), glucosa de aw 0,94 (66,7 %), maltosa de aw 0,97 (65,6 %)
y JMAM de aw 0,94 (62,9 %). Solo el tratamiento con trehalosa de aw 0,94 (40,7 %) no
obtuvo una buena clasificación. En el trabajo desarrollado por Camps y col. (2005), en el
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
104
que se realizaron ensayos de punción en distintas variedades de manzana, se estableció
como criterio de la eficiencia del AFD a la proporción de observaciones correctamente
identificadas por el análisis. Claramente el AFD planteado en nuestro trabajo permitió una
buena distinción de los tratamientos osmóticos.
Figura 4.7: Análisis discriminante correspondiente a los estimadores de los parámetros
mecánicos obtenidos a partir de los ensayos de compresión de manzanas frescas y
deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. () Control I; ()
Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM
(42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p);
(■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de
glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación
-13,07 -6,21 0,65 7,51
Eje Canónico 1
-6,21
-0,64
4,92
10,48
16,05
W
logR
14,4
RR
7,50,6-6,2-13,1
-6,2
-0,6
4,9
10,5
16,1
Eje
Can
ónic
o 2
Eje Canónico 1
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
105
con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos
de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Existieron diferencias significativas en la respuesta a la compresión entre las
distintas muestras, siendo la deformación en el punto de ruptura RR la variable
discriminante más importante y en menor grado, el trabajo de ruptura W, seguidas por el
esfuerzo real de ruptura RR. En general, para un dado soluto, el R
Rse incrementó y la
RR
disminuyó cuando la aw se redujo de 0,97 a 0,94. A aw 0,94, después de una pequeña
porción lineal en la curva esfuerzo-deformación, el esfuerzo aumentó más rápido que la
deformación, mostrando “endurecimiento por deformación”.
El parámetro Ed correlacionó con los parámetros RR
y RR
y presentó los
coeficientes de variación más elevados en los tratamientos osmóticos en comparación con
las otras variables. Los valores promedio de Ed en los tejidos tratados para ambos niveles
de aw presentaron un rango de disminución entre 97,3 a 99,1 % comparados con los
valores de los respectivos controles, indicando una dramática pérdida en la rigidez del
tejido inducida por el proceso de ósmosis.
4.3. Propiedades reológicas del tejido de manzana a bajas deformaciones
4.3.1. Ensayos oscilatorios
4.3.1.1. Espectros dinámicos: curvas experimentales y parámetros
viscoelásticos
Tejidos de manzana frescos
Para la realización de los ensayos dinámicos se trabajó dentro del rango
viscoelástico lineal (RVL) de las muestras. Por tal motivo se efectuaron barridos de
amplitud con control de la deformación de cizalla (BA CDC). Para determinar el RVL
(según el ítem 3.9.2) se tomaron las mediciones de G’ entre deformaciones de 0,001 % y
10 % con una fuerza normal al disco de tejido de la fruta de 1 N. Si las amplitudes de
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
106
deformación superaban el 10 %, en algunos casos se producían pequeños deslizamientos de
la muestra sobre la platina del equipo de medición y en amplitudes cercanas al 0,001 % se
observaron algunos ruidos en la medición, probablemente debidos a la falta de sensibilidad
del equipo a tan bajas deformaciones. Se utilizó una frecuencia angular (ω) constante de 10
s-1
(0,1 Hz) seleccionada a partir de estudios previos realizados por Martínez y col. (2007)
y Gómez y col. (2012) en muestras de manzana Granny Smith. Los autores informaron que
en estudios realizados en discos de tejido a frecuencias menores de 10 s-1
existieron
oscilaciones en las mediciones, dispersión en los datos medidos y una ligera dependencia
de G’ y G’’ en función de la frecuencia.
En la figura 4.8 se representan los barridos de G’ vs (%) típicos de discos de
tejido parenquimático de manzana fresca de los tres lotes utilizados en el trabajo.
Figura 4.8: Curva típica de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de los
tejidos de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬)
Control II y (▬ ▬) Control III. (■) Valor límite de RVL. (▲)Valor sugerido de RVL. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
1,00E+03
1,00E+04
1,00E+05
1,00E+06
0,001 0,01 0,1 1 10
G’ (Pa)
(%)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
107
El valor del límite del RVL calculado por el software del equipo varió entre 0,03
y 0,05 % para las mediciones realizadas en los tres lotes. En todos los casos el valor
sugerido por el software que luego se empleó en los barridos de frecuencia fue de 0,01 %
de la deformación de la muestra.
Gómez y col. (2012) evaluaron los efectos en las propiedades reológicas de
muestras de manzana Granny Smith producidos por luz pulsada, soluciones
antipardeamiento y el almacenamiento. Utilizaron tejido parenquimático con geometría de
discos de 30 mm de diámetro por 6 mm de altura. En todos los casos fijaron el valor de la
amplitud de la deformación en 0,01 % para trabajar dentro de los límites de la linealidad.
Martínez y col. (2007) publicaron que en un ensayo realizado para definir el RVL
de manzanas Granny Smith frescas, en muestras con geometría de discos de 30 mm de
diámetro por 6 mm de altura, se alcanzó un valor límite de 0,06 %. Las autoras
emplearon un valor sugerido de trabajo de 0,05 %.
Rojas y col. (2001) estudiaron el comportamiento reológico de muestras de kiwi
fresco maduro e inmaduro y tratado en soluciones de polietilenglicol. Se evaluaron cortes
de tejido parenquimático con geometría de discos de 20 mm de diámetro por 3 mm de alto.
La determinación del RVL indicó que todas las muestras fueran evaluadas con una
deformación constante de 0,01 %.
Luego de determinar el RVL se obtuvieron los espectros mecánicos de las muestras
mediante barridos de frecuencia con control de la deformación de cizalla (BF CDC). Para
cada una de las muestras el tiempo de ensayo fue de 50 minutos aproximadamente. La gran
amplitud de tiempo se debió a que se trabajó con valores de frecuencias muy bajos.
Un espectro mecánico representativo obtenido en las muestras frescas se observa
en la figura 4.9, en la que se representan los valores de G’, G’’ en función de Para todas las muestras, los módulos de almacenamiento (G’) excedieron a los
valores de los módulos de pérdida (G’’) a lo largo de todo el rango de frecuencia,
indicando un comportamiento sólido predominante en la respuesta viscoelástica. Los
módulos de almacenamiento (G’) y de pérdida (G”) presentaron una ligera dependencia
con la frecuencia angular. La dependencia del logaritmo del módulo de almacenamiento
fue directamente proporcional al logaritmo de la frecuencia angular, es decir, un leve
incremento en el módulo se correspondió con un aumento de la frecuencia (figura 4.9 A).
En la figura figura 4.9 B se observó que los valores de G” de las muestras Control
II y Control III, en las regiones de baja frecuencia angular (ω) (de 0,1 a 1 s-1) exhibieron
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
108
Figura 4.9: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 % de
los tejidos de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I;
(▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III.
A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ (Pa)
(1/s)
A)
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’’ (Pa)
(1/s)
B)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
109
una pendiente levemente negativa, cercana al “plateau”, en contraposición con los valores
de las muestras Control I. Todos los lotes de manzana fresca presentaron valores con
pendientes positivas en las frecuencias angulares en el rango de 10 a 100 s-1
.
A pesar de ligeras variaciones sobre todo en las regiones de baja ω, los tres lotes de
manzana fresca presentaron espectros de G’ y G” similares entre sí.
La figura 4.10 muestra un comportamiento típico del factor de pérdida (tg ( ) =
G”/G’) vs obtenido a partir de los ensayos oscilatorios aplicados sobre los tres lotes de
muestras frescas.
Figura 4.10: Curva típica de tg vs de los tejidos de manzana fresca. (▬) Control I;
(▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
El factor de pérdida mostró una abrupta disminución entre las frecuencias de 0,1 s
-
1 y 1 s
-1 y un ligero aumento progresivo entre 1
s
-1 y 100 s
-1.
Los patrones hallados de los espectros dinámicos presentaron concordancia con los
reportados en bibliografía por Martínez y col. (2007) en manzanas frescas, Alvarez y col.
(1998) en matrices de papa fresca, Martínez y col. (2005) en melón fresco y Wu y Guo
(2010) en peras frescas.
0,E+00
1,E-01
2,E-01
3,E-01
0,1 1 10 100
tg ()
(1/s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
110
En la tabla 4.10 se representan los valores medios de los parámetros m y k derivados a
partir de las regresiones lineales de de log(G’) vs log(para los tres lotes de manzana
fresca empleados en las experiencias (ecuación 3.7). Los coeficientes de determinación de
las regresiones lineales calculadas a partir de los tres lotes de manzana fueron: R2 Control I =
0,97; R2 Control II = 0,96 y R
2 Control III = 0,95.
Tabla 4.10: Valores medios de los parámetros de la regresión log(G’) vs
log(para los distintos lotes de manzanas frescas utilizados en los ensayos.
Muestra m (C.V) k (C.V)
Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %)
Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %)
Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)
C.V: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa
y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación
con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Varela y col. (2007) estudiaron las propiedades viscoelásticas de discos de tejido
de manzana fresca de la variedad Granny Smith de 10 mm de espesor. Los barridos de
frecuencia mostraron espectros similares a los de nuestro trabajo, con valores de G’ mucho
mayores que G’’ entre 0,01 y 10 s-1
. Se evidenció un claro dominio de las características
sólidas del material por sobre las viscosas. Las muestras presentaron una conducta lineal
del log(G’) con un ligero aumento de la pendiente en función del incremento del logaritmo
de la frecuencia. Según la regresión lineal de los datos, la pendiente (m) fue igual a 0,0803
y k igual a 5,44. Estos valores son muy similares a los obtenidos en nuestro trabajo (tabla
4.10).
Vetter y Kunzek (2003) realizaron barridos de frecuencia en suspensiones de
células parenquimáticas de manzana Granny Smith y Agoda-Tandjawa (2012) aplicó
ensayos oscilatorios en suspensiones de celulosa/pectinas de manzana. En ambos trabajos
el objetivo fue estudiar el comportamiento reológico de las paredes celulares
independientemente de la estructura del tejido. El comportamiento en los patrones de G’ y
G’’ resultó similar al del presente trabajo, pero con valores mucho menores, de entre 103 y
104 Pa para G’ y entre 10
2 y 10
3 Pa para G’’ en el trabajo de Vetter y Kunzek (2003) y
entre 101 y 10
2 Pa para G’ y entre 0 y 10
1 Pa para G’’ según las condiciones de Agoda-
Tandjawa (2012). Sobre todo el rango de frecuencias (0,01 a 100 Hz), el módulo de G’ se
mantuvo por encima del módulo G’’, demostrando el predominio de las propiedades
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
111
elásticas. Los valores también pudieron ajustarse mediante una regresión lineal log G’–log
ω con pendiente positiva.
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97
Se realizaron barridos de amplitud con control de la deformación de cizalla (BA
CDC) para determinar el RVL (según ítem 3.9.2). En la figura 4.11 se representan los
barridos de G’ vs (%) típicos de las muestras deshidratadas osmóticamente en soluciones
acuosas de azúcares de aw 0,97. Se utilizó una frecuencia angular (ω) constante de 10 s-1
(0,1 Hz).
Figura 4.11: Curva típica de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de los
tejidos de manzana deshidratados a aw 0,97. (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)
trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). (■)
Valor límite de RVL. (▲) Valor sugerido de RVL.
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,001 0,01 0,1 1 10
G’ (Pa)
(%)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
112
El valor del RVL límite determinado fue de 0,1 % del valor de y el valor
sugerido de trabajo de 0,01 %. El tratamiento osmótico incrementó el RVL de las muestras
y disminuyó los valores de G’ respecto a los controles.
Estos resultados se corroboran con los obtenidos por Martínez y col. (2005) en
muestras de melón fresco y deshidratado osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa
(16,0 %p/p). Dichos autores reportaron que los tejidos de frutas que recibieron tratamientos
osmóticos presentaron el valor límite del RVL en 0,17 % del valor de mientras que los
tejidos frescos mostraron el valor límite en 0,07 % de . Finalmente, los autores
seleccionaron un valor de 0,05 % de amplitud de para asegurar la linealidad de las
muestras en los ensayos de barridos de frecuencia.
Asimismo Martínez y col. (2007) determinaron el RVL de muestras de manzana
Granny Smith deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa 25,0 %p/p.
El valor límite del RVL para los tejidos tratados fue de 0,16 % y utilizaron un valor de
trabajo de 0,05 % de amplitud de que fue sugerido por el software del equipo.
En esta Debido a que el valor del RVL de las muestras frescas fue menor al de las
tratadas, se seleccionó un valor de trabajo de 0,01 % de en los barridos de frecuencia de
todas las muestras ensayadas con el objetivo de asegurar la linealidad de la respuesta
viscoelástica durante los ensayos.
La figura 4.12 muestra espectros mecánicos representativos de los tejidos de
manzana sometidos a tratamientos de deshidratación osmótica a aw 0,97, comparados con
los de los respectivos controles.
Los tejidos impregnados en soluciones de aw 0,97 mostraron patrones similares a
los de los espectros mecánicos de los controles frescos, pero con un marcado descenso en
los valores de los módulos. Esto indica que los tejidos que recibieron tratamientos
osmóticos a aw de 0,97 perdieron viscosidad y elasticidad, con una tendencia mayor en
manzanas impregnadas con JMAM y maltosa. Se observó un leve incremento de la
variación de los valores del módulo elástico (G’) con la frecuencia angular en todas las
muestras tratadas en comparación con los tejidos frescos. Las impregnaciones con el
agente osmótico trehalosa generaron el incremento más marcado.
También se observó una dependencia del módulo G’’ con la frecuencia angular,
mostrando valores menores a frecuencias angulares entre 1 s-1
y 10 s-1
, y pendientes
diferentes tanto en valor como en signo a lo largo de toda la curva de G’’.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
113
Figura 4.12: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %
para tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III;
(▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p);
(▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida
(G’’). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ (Pa)
(1/s)
A)
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ ’(Pa)
(1/s)
B)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
114
Un patrón representativo del comportamiento del factor de pérdida vs se
representa en la figura 4.13. Entre las frecuencias de 1 s-1
y 100 s-1
, se produjo un
aumento de tg(en todas las muestras tratadas en soluciones de ósmosis de aw 0,97 con
respecto a las muestras frescas, siendo el aumento más evidente en aquellas impregnadas
con trehalosa.. Ello indica un incremento de la componente viscosa sobre la componente
elástica en las muestras tratadas en dicho rango de frecuencias.
Figura 4.13: Curva típica de tg vs de los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬)
Control I y (▬ ▬) Control III.; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4
%p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p) Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
En la tabla 4.11 se muestran los valores m y k obtenidos a partir de las regresiones
lineales ajustadas al espectro de G’ (coeficiente de correlación de las regresiones lineales ≥
0,99), (ecuación 3.7). Las muestras tratadas mostraron mayor pendiente que las muestras
frescas, manifestando el mayor aumento las osmotizadas en la solución del disacárido
trehalosa. El valor de k, que representa el valor del log10 (G’) cuando es 1, disminuyó
debido a los tratamientos osmóticos con respecto al de las muestras frescas.
0,E+00
1,E-01
2,E-01
3,E-01
0,1 1 10 100
tg()
(1/s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
115
Tabla 4.11: Valores medios de los parámetros de la
regresión log(G’) vs log( de manzanas deshidratadas
osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa,
JMAM o maltosa a aw=0,97.
Muestra m (C.V). k (C.V.)
Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %)
Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 0,069 (7 %) 4,63 (2 %)
Trehalosa (34,4 %p/p) 0,081 (7 %) 4,53 (1 %)
JMAM (42,0 %p/p) 0,070 (4 %) 4,45 (1 %)
Maltosa (37,3 %p/p) 0,067 (3 %) 4,45 (1 %)
C.V: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97;
Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94
Se realizaron barridos de amplitud con control de la deformación de cizalla (BA
CDC) para determinar el RVL de las muestras que fueron sometidas a los tratamientos de
deshidratación más severos con soluciones de aw 0,94 (figura 4.14).
El valor del límite del RVL calculado por el software del reómetro dinámico fue
de 0,1 % de la deformación de la muestra. Si bien se esperaba determinar un valor de
porcentaje de deformación superior en tratamientos más agresivos, éste fue el mismo que el
calculado para los tratamientos osmóticos de aw 0,97.
Para asegurar que todas las muestras evaluadas estuvieran dentro de los límites del
RVL, los ensayos de barrido de frecuencia con control de la deformación de cizalla (BF
CDC; para valores de frecuencia entre 100 s-1
hasta 0,1 s-1
) se realizaron a una deformación
de 0,01 %, que fue la sugerida para las muestras de tejido fresco.
En la figura 4.15 se graficaron espectros mecánicos (G’ y G’’ en función de la
frecuencia angular) representativos de las muestras que recibieron tratamientos de ósmosis
con los distintos agentes de impregnación.
Se observó una clara disminución en los valores de los módulo G’ y G’’, inducida
por los tratamientos de deshidratación a aw 0,94, en todo el rango de frecuencia con
respecto a los controles frescos. Los valores de G’ fueron superiores a G’’, lo que indicó un
comportamiento predominantemente sólido.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
116
Figura 4.14: Curva típica de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de los
tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0
%p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). (■) Valor límite de RVL.
(▲)Valor de RLV sugerido.
Los módulos de almacenamiento (G’) y de perdida (G”) variaron con la frecuencia
angular. La dependencia del modulo de almacenamiento fue directamente proporcional a la
frecuencia angular.
Se distinguieron las muestras impregnadas con JMAM 56,0 %p/p por exhibir la
menor variación en G’ y G’’.
La tg () manifestó un incremento marcado a partir de la frecuencia 1 s-1
, el cual
diferenció las muestras tratadas de los controles frescos (figura 4.16).
En la tabla 4.12 se informan los valores medios de m y k de las regresiones
lineales de log (G’) vs log ( para los distintos tratamientos (coeficiente de determinación
de las regresiones lineales ≥ 0,99).
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,001 0,01 0,1 1 10
G’ (Pa)
(%)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
117
Tabla 4.12: Valores medios de los parámetros de la regresión
log(G’) vs log( de manzanas deshidratadas osmóticamente en
soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw
0,94.
Muestra m (C.V.) k (C.V.)
Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %)
Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 0,070 (7 %) 4,52 (2 %)
Trehalosa (48,0 %p/p) 0,078 (9 %) 4,42 (2 %)
JMAM (56,0 %p/p) 0,082 (4 %) 4,64 (1 %)
Maltosa (51,0 %p/p) 0,071 (6 %) 4,43 (2 %)
C.V.: Coeficiente de variación.
Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas
empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa
de aw 0,97 y 0,94.
Los valores de las pendientes calculadas a partir de las regresiones de los
tratamientos osmóticos a aw 0,94 fueron mayores que los de las muestras frescas. Este
pequeño incremento evidenció un debilitamiento de la estructura de red de las muestras.
Las pendientes de los tratamientos oscilaron entre 0,07 y 0,08 correspondientes a los
tratamientos en soluciones de glucosa y JMAM respectivamente. Además las muestras
deshidratadas en soluciones de JMAM mostraron el mayor valor del log10 (G’) para la =
1 s-1
.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
118
Figura 4.15: Curva típica de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %
para tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬)
glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa
(51,0 %p/p). A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ (Pa)
(1/s)
A)
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ ’ (Pa)
(1/s)
B)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
119
Figura 4.16: Curva típica de tg ( ) vs de los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94.
(▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p);
(▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
4.3.1.2. Estimación de las diferencias en los parámetros viscoelásticos
obtenidos a bajas deformaciones entre los tejidos frescos y los
osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94
La figura 4.17 muestra los espectros mecánicos representativos de las muestras
frescas e impregnadas en las distintas soluciones osmóticas de aw 0,97 y 0,94.
Se produjo una clara pérdida del carácter elástico y viscoso de las muestras
tratadas evidenciado por la disminución en los valores de G’ y G”.
0,E+00
1,E-01
2,E-01
3,E-01
0,1 1 10 100
tg ()
(1/s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
120
Figura 4.17: Curvas típicas de G’ y G’’ en función de la frecuencia angular a γ = 0,01 %
para tejidos de manzana fresca y deshidratada a aw 0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬)
Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4
%p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7
%p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p).
A) módulo de almacenamiento (G’), B) módulo de pérdida (G’’). Control I, Control II y Control III: lotes de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación
osmótica con las distintas soluciones de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ (Pa)
(1/s)
A)
1,E+03
1,E+04
1,E+05
1,E+06
0,1 1 10 100
G’ ’ (Pa)
(1/s)
B)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
121
Las muestras impregnadas con los agentes glucosa y trehalosa deshidratadas a
niveles de aw 0,97 presentaron valores de G’ y G” superiores a las impregnadas con los
mismos agentes a niveles de aw 0,94. Las muestras que recibieron un tratamiento de
ósmosis con el soluto maltosa no mostraron diferencias con el nivel de deshidratación.
Contrariamente, el JMAM manifestó una mayor pérdida de elasticidad y viscosidad a
niveles más bajos de deshidratación.
En general la tg ( ) permitió distinguir, en el rango de frecuencias de 1 a 100 s-1
,
un incremento relativo de la componente viscosa en las muestras tratadas, con respecto de
las manzanas control (figura 4.18).
Se aplicó el análisis estadístico de varianza multivariado (MANOVA) sobre los
valores de m y k de la regresión lineal log (G’) vs log ( con el fin de establecer la
existencia o no de diferencias significativas entre las muestras que fueron sometidas a los
distintos procesos osmóticos.
Con el objetivo de cumplir con los supuestos del MANOVA de distribución
normal de los residuos y homogeneidad de varianzas y covarianzas, se transformó la
variable (k) en su forma log10.
Previamente se realizó una prueba de correlación de Spearman y de Pearson para
determinar el grado de asociación entre las dos variables de respuesta involucradas (tabla
4.13). Los resultados mostraron que entre las variables m y k propuestas para el modelo no
existió correlación y por lo tanto se aplicó un análisis multivariado incluyendo los dos
parámetros.
Los resultados del MANOVA establecieron diferencias significativas entre los
controles y los tratamientos y entre determinados tipos y concentraciones de agentes
osmóticos (MANOVA, F(Pillai) 20,184 tratamiento = 23,80; p<0,0001).
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
122
Figura 4.18: Curva típica de tg ( ) vs de los tejidos de manzana fresca y deshidratada a
aw 0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa
(22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬)
maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM
(56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Tabla 4.13: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y
de asociación lineal de Pearson de las variables m y k de todas las
muestras: frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de
glucosa, trehalosa, maltosa y JMAM de aw 0,97 y 0,94.
A posteriori del MANOVA se realizaron comparaciones múltiples que
descubrieron diferencias significativas entre los valores de los centroides de los tres grupos
control con el resto de los tratamientos (pruebas de comparaciones múltiples (Hotelling por
0,E+00
1,E-01
2,E-01
3,E-01
0,1 1 10 100
tg ()
(1/s)
Correlación de
Spearman m log10 (k)
m 1,00 6,4E-08
log10 (k)) -0,54 1,00
Correlación de
Pearson m log10 (k)
m 1,00 0,00
log10 (k) -0,66 1,00
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
123
Bonferroni); p < 0,05). No existieron diferencias significativas entre los tres lotes de
manzanas frescas utilizadas como controles.
Los resultados de los valores medios multivariados (centroides) de los parámetros
m y k obtenidos de los ensayos oscilatorios de las muestras frescas e impregnadas en las
distintas soluciones de ósmosis se presentan en la tabla 4.14.
Tabla 4.14: Valores medios de los parámetros de la regresión log (G’) vs
log (de manzanas deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas
de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw = 0,97 y aw = 0,94.
Muestra m (C.V.) k (Pa) (C.V.)
Control I 0,061 (10 %) 5,36 (1 %) A
Control II 0,062 (10 %) 5,37 (1 %) A
Control III 0,053 (6 %) 5,46 (1 %) A
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 0,069 (7 %) 4,63 (2 %) B
Trehalosa (34,4 %p/p) 0,081 (7 %) 4,53 (1 %) C
JMAM (42,0 %p/p) 0,070 (4 %) 4,45 (1 %) D - E
Maltosa (37,3 %p/p) 0,067 (3%) 4,45 (1 %) E
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 0,070 (7 %) 4,52 (2 %) B - E
Trehalosa (48,0 %p/p) 0,078 (9 %) 4,42 (2 %) D
JMAM (56,0 %p/p) 0,082 (4 %) 4,64 (1 %) C
Maltosa (51,0 %p/p) 0,071 (6 %) 4,43 (2 %) D - E
Comparaciones múltiples a posteriori utilizando la prueba Hotelling
basada en la corrección de Bonferroni con α=0,05.
Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05.
C.V: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en
los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y
Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94
Todas las impregnaciones realizadas en los tejidos de manzana causaron un leve
incremento en los valores de las pendientes y una ligera disminución de los valores del
log10 (G’) a frecuencias = 1 s-1
en comparación con los controles correspondientes.
Cuando se produjo un aumento en el grado de deshidratación de las muestras, los
tratamientos con los agentes trehalosa y JMAM generaron diferencias significativas en las
propiedades viscoelásticas de los tejidos de manzana. En particular las soluciones de
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
124
trehalosa (34,4 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) presentaron los valores de pendientes más
elevados (0,081 y 0,082 respectivamente).
Se realizó un análisis de la función discriminante (AFD) con el objetivo de
clasificar los grupos de tratamientos osmóticos. Las combinaciones lineales generadas por
el AFD, a partir de los valores de las variables del ensayo, permitieron obtener 2 funciones
(o ejes canónicos) que representaron el total de la variabilidad entre todos los tratamientos.
En las tablas 4.15 y 4.16 se reportan los valores de los autovalores de la matriz de
grupos y las funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de covarianza residual
común.
Tablas 4.15 y 4.16: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la matriz
de covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los parámetros
obtenidos de los ensayos oscilatorios para los tejidos de manzanas frescas y osmotizadas a
aw de 0,97 y 0,94.
Tabla 4.15 Tabla 4.16
Autovalores
Funciones discriminantes
estandarizadas por la matriz de
covarianza residual común
Función
discriminante Valor Porcentaje
Porcentaje
acumulado
1 2
1 31,33 97,21 97,21 m -0,26 0,97
2 0,90 2,79 100,00 log10 (k) 0,97 0,24
La primera función discriminante explicó el 97,21 % de la variabilidad de los
datos, mientras que la segunda función discriminante solo explicó el 2,79 % de la
variabilidad (tabla 4.15).
En la tabla 4.16 puede observarse que la variable log10 (k) en la primera función
discriminante presentó el mayor valor absoluto y por lo tanto resultó la variable con el
mayor poder de discriminación entre los tratamientos y controles. En la segunda función
discriminante la variable más significativa en la variación fue la pendiente (m) pero no
resultó representativa frente a la mayor proporción de variabilidad presentada por la
primera función.
La clasificación de los tratamientos entre la primera y la segunda función
discriminante se representa en el gráfico de la figura 4.19.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
125
Figura 4.19: Análisis discriminante correspondiente a los estimadores de los parámetros
mecánicos obtenidos a partir de los ensayos de compresión de manzanas frescas y
deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. () Control I; ()
Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM
(42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p);
(■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Se observó la importancia de la variable log10 (k) en la discriminación de los
tratamientos y controles sobre el eje canónico 1, que absorbe el mayor porcentaje de la
variación total. La clasificación de los tejidos frescos ubicó a los grupos de los controles
Eje Canónico 1
m
Log10(k)
12,4 7,7 2,9 -1,8 -6,6
-2,4
1,2
4,8 4,8
8,4
12,1 E
je C
anón
ico
2
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
126
hacia los valores más positivos del eje de la función discriminante 1, diferenciándose
claramente del resto de los grupos de muestras impregnadas con agentes de ósmosis que se
situaron hacia los valores más negativos sobre el mismo eje. Los valores extremos de los
tratamientos se ubicaron entre los de las soluciones de trehalosa de aw 0,94 con valores
sobre el eje canónico 1 de -4,9 y entre los tratamientos con glucosa de aw 0,97 con valores
de -1,8 más cercanos al cero y sobre la misma dirección que la variable log10 (k). La
variable m presentó un gran peso sobre la diferenciación en la segunda función
discriminante que tuvo valores extremos con los tratamientos con soluciones de JMAM de
aw 0,94 junto con los de trehalosa de aw 0,97 hacia los valores positivos y con los
tratamientos con soluciones de maltosa de aw 0,97 hacia los valores negativos del eje.
Para el total de las muestras de manzana ensayadas (n = 103) el AFD permitió
clasificar correctamente solo el 54,4 % de los tratamientos. En este caso no se consiguió
minimizar la probabilidad de clasificación errónea de los datos observados en sus
respectivos grupos.
Los grupos de tratamientos mejor clasificados fueron: control III con el 100 %,
glucosa (22,0 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) con el 83%, trehalosa (34,4 %p/p) con 64 %,
trehalosa (48,0 %p/p) con el 58 % y el resto de los tratamientos recibió una clasificación
positiva por debajo del 50 %.
Finalmente, el análisis discriminante planteado no resultó lo suficientemente
sensible como para distinguir diferencias físicas entre los tratamientos osmóticos
ensayados, ya sea entre niveles de deshidratación o tipo de agente osmótico empleado, pero
fue lo suficientemente sensible para discriminar entre las muestras frescas y las tratadas.
Todos los tratamientos de ósmosis aplicados a las muestras de manzana
produjeron la merma del carácter elástico y viscoso del material manifestado por la
disminución de G’ y G”. Sin embargo, en todos los tejidos, G’ exhibió valores superiores a
G’’ durante todo el espectro, indicando que el material tuvo un comportamiento donde
primó la componente sólida, es decir, que las deformaciones producidas serían
principalmente elásticas o recuperables.
El factor de pérdida (tg ( ) = G’’/G’) tomó valores entre 0,08 y 0,21, y en el rango
de frecuencias de 1 s-1
a 100 s-1
fue superior en las muestras tratadas respecto de las
muestras frescas.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
127
La muy débil dependencia lineal de G’ con la frecuencia correspondería a una
microestructura de tipo de red de alta concentración y con fuerzas muy atractivas entre
partículas (Khan y col. 1997) para todas las muestras.
El análisis del espectro mecánico mostró diferencias entre las muestras frescas y
las manzanas osmotizadas, pero en general no resultó lo suficientemente sensitivo para
encontrar diferencias ni entre los agentes osmóticos ni entre los dos niveles de aw
estudiados.
4.3.2 Ensayos rotatorios
4.3.2.1 Curvas de fluencia/recuperación y parámetros viscoelásticos
Tejidos de manzana frescos
Se realizó un barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla (BA CEC)
para determinar el rango viscoelástico lineal y en consecuencia el esfuerzo a aplicar. Se
barrieron esfuerzos de 1 a 1000 Pa. El software del equipo determinó un valor límite de 50
Pa para que las mediciones se realizaran dentro del RVL. En la figura 4.20 se representa el
módulo elástico en función del esfuerzo de cizalla para muestras de tejido fresco. Teniendo
en cuenta estos resultados se trabajó con un esfuerzo de trabajo de 35 Pa, durante la etapa
de fluencia, valor recomendado por el mismo software, en el cual todas las muestras
ensayadas se encontraron dentro de la linealidad. Este valor es coincidente con el valor
propuesto en el trabajo de Martínez y col. (2007) para muestras frescas de manzana
Granny Smith con la misma geometría que en nuestro trabajo.
En la figura 4.21 se representan las curvas típicas experimentales de deformación
obtenidas en el ensayo de fluencia – recuperación para las muestras frescas control de los
distintos lotes empleados en el estudio.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
128
Figura 4.20: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla para
tejido de manzana fresca proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬)
Control II y (▬ ▬) Control III. (■) Valor límite de RVL. (▲)Valor sugerido de RVL. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de ósmosis de
glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación
con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos
de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Como se observa en el gráfico el comportamiento de las muestras de los tres lotes
fue similar durante el ensayo, teniendo en cuenta la variabilidad biológica de los tejidos de
distintas manzanas y lotes.
Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia fueron transformados a valores de
capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8. En la figura 4.22 se observan las
correspondientes curvas de capacitancia en función del tiempo en la etapa de fluencia, para
las muestras control, representadas en la figura 4.21, de los tres lotes empleados en la
experiencia.
Se caracterizaron los datos mediante un modelo mecánico generalizado constituido
por un resorte en serie con dos elementos de Kelvin-Voigt y un pistón final (ítem 3.9.2).
1,E+04
1,E+05
1,E+06
1 10 100 1000
G’ (Pa)
(Pa)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
129
Figura 4.21: Curvas típicas de fluencia – recuperación de discos de tejido de manzana
fresca de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
El comportamiento reológico del tejido de manzana fue definido en términos de
cuatro capacitancias distintas: J0, J1, J2 y t/ηN.
La ecuación 3.8 describió correctamente la respuesta que presentaron los tejidos
frescos durante el ensayo de fluencia con un coeficiente de determinación > 0,999.
En la tabla 4.17 se muestran los valores medios de los parámetros ajustados al
modelo con dos unidades de Kelvin - Voigt.
0,0E+00
5,0E-05
1,0E-04
1,5E-04
2,0E-04
2,5E-04
3,0E-04
0 50 100 150 200 250 300
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
130
Figura 4.22: Curvas características de capacitancias de tejido de manzana fresca
proveniente de todos los lotes utilizados. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬)
Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Se observó que el módulo elástico E2 (=1/J2) fue superior al módulo elástico E1
(=1/J1), reflejando una mayor elasticidad asociada al segundo elemento viscoelástico del
modelo planteado. El tiempo de retardo λ2, que resultó menor en un orden de magnitud que
el tiempo λ1, reflejó la existencia del comportamiento viscoelástico en periodos muy cortos
de tiempo e indicó que los componentes estructurales asociados a la segunda unidad de
Kelvin-Voigt alcanzaron un estado de equilibrio más rápidamente que los asociados a la
primer unidad.
Jackman y Stanley (1995a) fueron los primeros en proponer analizar los múltiples
mecanismos que producen el ablandamiento del pericarpio del tomate durante la
maduración, mediante un modelo mecánico de seis elementos. Esta misma interpretación
.
0,E+00
1,E-05
2,E-05
0 20 40 60 80 100
J (1/Pa)
t (s)
Tabla 4.17: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las curvas de fluencia de tejido de manzana fresca.
Muestra J0 (1/Pa) x106
(C.V) J1 (1/Pa) x106
(C.V) J2 (1/Pa) x106
(C.V) λ1 (s) (C.V) λ2 (s) (C.V) ηN (Pa.s) x10
-7 (CV)
Control I 4 (25 %) 2,3 (13 %) 0,9 (33 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %)
Control II 3 (33 %) 2 (50 %) 0,9 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %)
Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)
C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado
en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación
con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
132
ha sido también exitosamente utilizada para explicar el comportamiento de fluencia en
otras matrices vegetales.
Wu y Guo (2010) aplicaron el mismo modelo físico y expresión matemática para
describir el comportamiento del tejido parenquimático de pera (Pyrus bretschneideri rehd)
en ensayos de fluencia – recuperación. Emplearon muestras cilíndricas de 15 mm de
diámetro por 4 mm de alto. Mediante ensayos previos determinaron la aplicación de un
valor de esfuerzo de cizalla de trabajo () igual a 5000 Pa para que el ensayo se
desarrollara dentro del RVL, que es un valor bastante más elevado al calculado en el
presente trabajo. El ensayo se realizó en ciclos de 180 s – 360 s para fluencia -
recuperación respectivamente. A continuación se muestran los valores de los parámetros
ajustados al modelo de productos frescos sumergidos en solución isotónica de sacarosa
durante 9 h: J0 (1/Pa) x10-5
= 1,47 ± 0,07; J1 (1/Pa) x10-5
= 1,7 ± 0,24; J2 (1/Pa) x10-5
=
2,78 ± 0,05; 1 (s) = 26,23 ± 0,67; 2 (s) = 1,59 ± 0,10; ηN (Pa.s) x107 = 1,67 ± 0,02. Los
tiempos de retardo, 1 y 2, de las dos unidades de Kelvin – Voigt mostraron valores
similares a los de nuestra experiencia. Contrariamente a nuestros resultados, las
capacitancias difirieron considerablemente y J1 fue menor que J2.
Gorji Chakespari y col. (2010) realizaron ensayos de fluencia – recuperación sobre
muestras frescas de dos variedades distintas de manzanas. En este trabajo las muestras se
sometieron a altas deformaciones y se aplicaron esfuerzos iniciales constantes de 65000 Pa,
muy superiores a los de nuestro trabajo. El ensayo se ajustó a un modelo de Burger de
solamente 4 elementos y los resultados fueron: J0 (1/Pa) x106 = 0,0014 y 0,0025; J1 (1/Pa)
x106 = 0,1299 y 0,1428; 1 (s) = 12 y 15; ηN (Pa.s) x10
7 = 92,4 y 126 para las variedades
frescas Golab Kohanz y Shafi Abadi respectivamente.
En el trabajo publicado por Alvarez y col. (1998) sobre tejidos de papa fresca se
realizaron ensayos de fluencia – recuperación con esfuerzos de cizalla de 516 Pa. Los
resultados fueron: J0 (1/Pa) x10-7
= 1,98; J1 (1/Pa) x10-7
= 1,94; J2 (1/Pa) x10-7
= 0,22; 1
(s) = 136,59; 2 (s) = 25,73; ηN (Pa.s) x108 = 3,89. Teniendo en cuenta que se trata de
tejidos de diferentes especies vegetales y que si bien los valores reportados difirieron de los
obtenidos en esta tesis, las proporciones de las variables guardaron similitudes con las de
nuestros datos. J0 y J1 resultaron mayores que J2, y 1 fue aproximadamente un orden
mayor que 2.
Martínez y col. (2007) y Garcia Loredo y col (2013) realizaron ensayos de fluencia
– recuperación en matrices de manzana Granny Smith frescas, con geometrías y
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
133
condiciones de ensayo similares a las de nuestro trabajo. Martínez y col. (2007) reportaron
los siguientes resultados experimentales: J0 (1/Pa) x106 = 1,7 ± 0,4, J1 (1/Pa) x10
6 = 0,6 ±
0,1, J2 (1/Pa) x106 = 0,6 ± 0,2, 1 = 13 ± 2,9, 2 = 1,2 ± 0,2 y ηN (Pa.s) x10
-7 = 11 ± 4. Los
valores reportados por Garcia Loredo y col (2013) fueron: J0 (1/Pa) x106 = 3,4 ± 1,4, J1
(1/Pa) x106 = 0,1 ± 0,5, J2 (1/Pa) x10
6 = 0,6 ± 0,3, 1 = 26,8 ± 7,5; 2 = 2,29 ± 0,76; ηN
(Pa.s) x10-7
= 9,4 ± 3,9. Todos los valores son similares y se encuentran dentro del rango
de datos de nuestro trabajo. En el reporte de Martínez y col. (2007) no se detectaron
diferencias entre los valores de J1 y J2, en discrepancia con los reportados por García-
Loredo y col. (2013) y con los obtenidos en el presente trabajo.
Los valores de los coeficientes de variación demostraron una alta variabilidad
asociada a los datos de fluencia y principalmente en los referentes a los tejidos frescos
(controles). Esta característica es frecuente en las propiedades viscoelásticas de la mayoría
de los tejidos vegetales, que no son homogéneos, y puede ser atribuida a diferentes
factores.
Los tejidos de las frutas no son homogéneos, sino anisotrópicos; incluso dentro de
una misma muestra de un tejido las células pueden exhibir diferentes presiones osmóticas y
turgor o composición, morfología y tamaño, diferencias en la interconectividad de los
espacios intercelulares, estructura y elasticidad de las paredes celulares. Las diferencias
físicas y químicas también dependen del cultivar, las prácticas agronómicas y el estadío
fisiológico en que fueron cosechados los productos agrícolas (Mittal y Mohsenin, 1987;
Pitt, 1992).
Según Pitt (1992) se puede atribuir gran parte de esta variabilidad a los factores
fisiológicos del tejido de manzana. La forma de la célula se altera por la deformación
producida en la dirección de la carga aplicada. La deformación produce un aumento en la
relación superficie – volumen que incrementa el esfuerzo de tracción en las paredes
celulares. La resistencia a este esfuerzo causa un aumento de la presión hidrostática
interna. Entonces la aplicación de la carga produce presión de turgencia en el tejido cuyos
componentes celulares aumentan de tamaño y se producen cambios en las magnitudes de la
respuesta esfuerzo- deformación (Mittal y Mohsenin, 1987). Las deformaciones inducidas
por las variaciones en la aplicada contribuyen a la variabilidad de la respuesta elástica
instantánea y consecuentemente a la variabilidad del comportamiento viscoelástico.
Esta enorme variabilidad dentro y entre frutas es un problema singular en los
ensayos de fluencia – recuperación. Por lo tanto, para obtener un nivel de confidencia
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
134
aceptable en los parámetros determinados por los ensayos instrumentales es necesario
medir un número suficiente de replicados de una muestra (Alzamora y col., 2005). Además
un producto no solo se caracteriza por la media de sus propiedades mecánicas, sino
también por las variaciones que presenta entre las muestras (van Vliet, 2002).
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97
Se calculó el valor límite del esfuerzo de cizalla que se aplicó en los ensayos de
fluencia para que el trabajo se desarrollara dentro del RVL del material. La figura 4.23
muestra curvas típicas de un ensayo de barrido de amplitud con control del esfuerzo de
cizalla (BA CEC) y el valor límite del RVL calculado por el software del equipo.
Figura 4.23: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de
los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,97. (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)
trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). (■)
Valor límite de RVL. (▲) Valor sugerido de RVL.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
1 10 100 1000
G´ (Pa)
(Pa)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
135
El valor de calculado por el software del equipo fue de 50 Pa. Se decidió trabajar
con un esfuerzo de 35 Pa, valor recomendado por el mismo software, en el cual todas las
muestras se encontraban dentro del RVL.
En la figura 4.24 se representan curvas experimentales de deformación típicas
obtenidas en el ensayo de fluencia - recuperación para las muestras frescas y las
impregnadas en los distintos agentes de ósmosis que alcanzaron una aw de equilibrio de
0,97.
Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia fueron transformados a valores de
capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8.
En la figura 4.25 se observan las curvas típicas de capacitancia en función del
tiempo en la etapa de fluencia, para las matrices de manzana fresca y deshidratadas a aw
0,97 representadas en la figura 4.24.
Como se observa en las figuras 4.24 y 4.25, es evidente la mayor deformación que
producen los tratamientos osmóticos en los tejidos en las etapas de fluencia y de
recuperación con respecto a los controles. Se observaron diferencias en la deformación que
presentaron los tejidos impregnados con glucosa con respecto al resto de los agentes de
ósmosis. Los tejidos tratados con soluciones de glucosa mostraron la mayor resistencia a la
deformación y los menores valores de capacitancia frente al esfuerzo aplicado que el resto
de los tejidos tratados en las soluciones de los otros azúcares.
El comportamiento de fluencia del tejido de manzana fue bien caracterizado por el
modelo mecánico representado por la ecuación 3.8 (coeficiente de determinación ≥ 0,999).
Los parámetros del modelo utilizado se presentan en la tabla 4.18.
Figura 4.24: Curvas representativas de fluencia-recuperación de tejido de manzana fresca y tratada en soluciones
osmóticas de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);
(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,0E+00
5,0E-04
1,0E-03
1,5E-03
2,0E-03
2,5E-03
3,0E-03
0 50 100 150 200 250 300
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
137
Figura 4.25: Curvas representativas de las capacitancias obtenidas mediante la aplicación
de los ensayos de fluencia en tejido de manzana fresca y tratada en soluciones osmóticas
de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬)
trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Se evidenció una clara distinción en todos los parámetros de los tejidos frescos con
respecto a aquellos que recibieron tratamiento osmótico, y dentro del grupo de tejidos
impregnados aquellos en los que se utilizó glucosa como agente de ósmosis. La
capacitancia instantánea (J0), las capacitancias de retardo (J1 y J2) y la capacitancia viscosa
en el estado estacionario (1/N) mostraron un incremento en las muestras tratadas con
respecto a las frescas. Por otro lado, los tiempos de retardo (1, 2) no fueron afectados por
los tratamientos aplicados; ellos difirieron entre sí en un orden de magnitud para todas las
muestras.
Garcia Loredo y col (2013) y Martínez (2005) efectuaron tratamientos de
deshidratación osmótica de manzanas de la variedad Granny Smith en soluciones de
0,E+00
2,E-05
4,E-05
6,E-05
8,E-05
1,E-04
0 20 40 60 80 100
J (1/Pa)
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
138
glucosa (22,0 %p/p) hasta alcanzar una aw de equilibrio igual a 0,97. Realizaron ensayos de
fluencia en las mismas condiciones experimentales y aplicando el mismo modelo mecánico
que en este trabajo. Los valores de las variables obtenidos fueron: J0 (1/Pa) x106 = 14 ± 2;
J1 (1/Pa) x106 = 3,5 ± 1,3; J2 (1/Pa) x10
6 = 2,4 ± 0,5; 1 = 22,5 ± 2,5; 2 = 2,39 ± 0,24 y ηN
(Pa.s) x10-7
= 2,7 ± 0,5 (Garcia Loredo y col 2013) y : J0 (1/Pa) x106 = 13 2,5; J1 (1/Pa)
x106 = 3,6 0,6; J2 (1/Pa) x10
6 = 4,3 0,8; 1 = 14 1,7; 2 = 1,26 0,08 y ηN (Pa.s) x10
-
7 = 2,0 0,5 (Martínez, 2005). Los valores de J0, J1, J2, 1 y 2 presentados por García
Loredo y col (2013) y Martínez (2005) fueron levemente inferiores a los presentados en la
tabla 4.18, mientras que el valor de ηN reportado por los autores fue levemente superior al
obtenido en el presente trabajo. Los trabajos citados anteriormente fueron desarrollados en
el mismo grupo de investigación que el presente trabajo de tesis y modelados también
según el modelo mecánico representado por un resorte en serie con dos elementos de
Kelvin-Voigt y un pistón. A pesar de que las manzanas se analizaron en épocas distintas
del año, lo que podría traer diferencias en su estado fisiológico, los parámetros
viscoelásticos no presentaron diferencias importantes entre sí.
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94
Se calculó el valor límite del RVL mediante ensayos de BA CEC de las muestras
tratadas. La figura 4.26 muestra las curvas típicas de un ensayo, el valor límite del RVL
y el valor sugerido por el software del equipo.
El valor de calculado por el software del equipo fue de 50 Pa para todos los
tratamientos Se decidió trabajar con un esfuerzo de 35 Pa, valor recomendado por el
mismo software, en el cual todas las muestras se encontraban dentro del RVL
La figura 4.27 muestra el comportamiento característico de las muestras frescas y
tratadas en soluciones de ósmosis de aw de 0,94 durante el ensayo de fluencia –
recuperación.
Los datos de obtenidos en la etapa de fluencia se transformaron a valores de
capacitancia (J) aplicando la ecuación 3.8.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
139
Figura 4.26: Curvas típicas de barrido de amplitud con control del esfuerzo de cizalla de
los tejidos de manzana deshidratada a aw 0,94. (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa
(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). (■) Valor límite de RVL.
(▲) Valor sugerido de RVL.
1,E+04
1,E+05
1,E+06
1 10 100 1000
G´ (Pa)
(Pa)
Tabla 4.18: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de manzanas frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de
glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM) de aw 0,97.
Muestra J0 (1/Pa)x106
(C.V.) J1 (1/Pa)x106
(C.V.) J2 (1/Pa)x106
(C.V.) λ1 (s) (C.V.) λ2 (s) (C.V.) ηN (Pa.s)x10-7
(C.V.)
Control I 4 (25 %) 2,3 (13 %) 0,9 (33 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %)
Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 21 (19 %) 10 (30 %) 5 (20 %) 28 (21 %) 2,9 (13 %) 1,6 (12 %)
Trehalosa (34,4 %p/p) 28 (21 %) 15 (20 %) 8 (12 %) 26 (15 %) 2,5 (16 %) 0,7 (14 %)
JMAM (42,0 %p/p) 32 (15 %) 13 (23 %) 8 (25 %) 23 (17 %) 2,5 (12 %) 0,9 (22 %)
Maltosa (37,3 %p/p) 35 (11 %) 15 (20 %) 9 (22 %) 22 (9 %) 2,5 (4 %) 0,8 (12 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones
de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
141
En la figura 4.28 se observan las curvas representativas de capacitancia en función
del tiempo obtenidas en la etapa de fluencia, para las matrices de manzana fresca y
deshidratada a aw 0,94 representadas en la figura 4.27.
En las figuras 4.27 y 4.28 se observa que en todas las muestras tratadas se produjo
una clara pérdida de resistencia a la deformación cuando se comparan sus perfiles con sus
correspondientes controles. Las matrices de manzana impregnadas en soluciones de
glucosa (38,7 %p/p) y JMAM (56,0 %p/p) mantuvieron patrones de deformación y
capacitancias similares en función del tiempo de ensayo y de menor valor que las
impregnadas en maltosa (51,0 %p/p) y trehalosa (48,0 %p/p).
El modelo mecánico propuesto representado por la ecuación 3.8 ajustó los datos de
capacitancia con un buen coeficiente de determinación (≥ 0,999).
En la tabla 4.19 se presentan los valores medios de los parámetros viscoelásticos a
partir de los cuales se ajustó el modelo.
Los tratamientos osmóticos más severos también impactaron en el comportamiento
de la deformación causada en los ensayos de fluencia – recuperación (tabla 4.19). Se
observaron diferencias evidentes en la deformación de las manzanas tratadas en soluciones
de aw 0,94 con respecto a los controles frescos. Se observó un considerable aumento de las
capacitancias J0, J1, J2 y 1/N y no se produjeron variaciones en 1 ni 2. Se destacaron las
manzanas impregnadas en glucosa (38,7 %p/p) por mostrar valores de capacitancias
levemente menores que las del resto de las muestras tratadas en soluciones conteniendo
otros agentes de ósmosis.
Figura 4.27: Curvas típicas de fluencia-recuperación de tejido de manzana fresco y tratado en soluciones osmóticas de aw
0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p)
y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,0E+00
5,0E-04
1,0E-03
1,5E-03
2,0E-03
2,5E-03
3,0E-03
0 50 100 150 200 250 300
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
143
Figura 4.28: Curvas características de las capacitancias de tejido de manzana fresca y
tratada en soluciones osmóticas de aw 0,94. (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬)
glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa
(51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
4.3.2.2 Comparación del comportamiento de fluencia entre los tejidos
frescos y los osmotizados a aw 0,97 y aw 0,94
En la figura 4.29 se presentan las curvas características de fluencia – recuperación
en función del tiempo de discos de tejido parenquimático de manzana fresca y manzanas
inmersas en soluciones de glucosa, trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,E+00
2,E-05
4,E-05
6,E-05
8,E-05
1,E-04
0 20 40 60 80 100
J (1/Pa)
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
144
En la figura 4.30 se representa la capacitancia (J) en función del tiempo en la etapa
de fluencia del ensayo rotatorio de todos los tejidos de manzana fresca y tratada en niveles
de aw 0,97 y 0,94.
Los ensayos a bajas deformaciones permitieron determinar que todos los
tratamientos osmóticos afectaron notablemente el comportamiento de los tejidos. Se
observó una clara resistencia a la deformación provocada por el esfuerzo aplicado de los
tejidos tratados en soluciones de glucosa (22,0 %p/p), que se manifestó en menores
capacitancias a lo largo del tiempo de fluencia, y que los diferenció del resto de los
tratamientos (figuras 4.29 y 4.30).
Se empleó como herramienta estadística el análisis de la varianza multivariado
(MANOVA) con el fin de establecer la existencia o no de diferencias significativas ente las
medias multivariadas (centroides) de las muestras que fueron sometidas a los distintos
procesos osmóticos.
Tabla 4.19: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las muestras frescas y las deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas
de glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM) de aw 0,94.
Muestra J0 (1/Pa)x106
(C.V.) J1 (1/Pa)x106
(C.V.) J2 (1/Pa)x106
(C.V.) λ1 (s) (C.V.) λ2 (s) (C.V.) ηN (Pa.s)x10-7
(C.V.)
Control II 3 (33 %) 2 (50 %) 0,9 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %)
Control III 3,2 (12 %) 1,1 (18 %) 0,7 (14 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 26 (15 %) 12 (25 %) 7 (28 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %)
Trehalosa (48,0 %p/p) 31 (16 %) 15 (20 %) 9 (22 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,8 (25 %)
JMAM (56,0 %p/p) 36 (16 %) 15 (20 %) 10 (20 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %)
Maltosa (51,0 %p/p) 36 (16 %) 15 (20 %) 10 (20 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en
los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Figura 4.29: Curvas típicas de fluencia-recuperación del tejido de manzana fresco y tratado en soluciones osmóticas de aw
0,97 y 0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa
(34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa
(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I, Control II y Control III: lotes de manzanas empleados en los tratamientos de deshidratación con las distintas soluciones de glucosa,
trehalosa, JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0,0E+00
5,0E-04
1,0E-03
1,5E-03
2,0E-03
2,5E-03
3,0E-03
0 50 100 150 200 250 300
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
147
Figura 4.30: Curvas características de capacitancia del tejido de manzana fresca y de
manzanas tratada en las soluciones osmóticas. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬)
Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM
(42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa
(48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Previamente al análisis estadístico de los datos se transformaron todas las variables
de respuesta involucradas en el modelo utilizado en log10. De esta manera se cumplieron
los supuestos del MANOVA de normalidad de los residuos y de homogeneidad de
varianzas y covarianzas entre las muestras.
Se realizaron los análisis de correlación de Spearman y de Pearson para determinar
el grado de asociación entre las variables de respuesta involucradas (tabla 4.20).
0,E+00
2,E-05
4,E-05
6,E-05
8,E-05
1,E-04
0 20 40 60 80 100
J (1/Pa)
t (s)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
148
Tabla 4.20: Coeficientes de correlación no paramétricos de Spearman y de asociación
lineal de Pearson de las variables J0, J1, J2, λ1, λ2 y ηN de todas las muestras: frescas y
deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, maltosa y
JMAM de aw 0,97 y aw 0,94.
Correlación
de Spearman log10(Jo) log10(J1) log10(J2) log10(λ1) log10(λ2) log10(ηN)
log10(Jo) 1 0 0 0,01 0,09 0
log10 (J1) 0,88 1 0 0,38 0,46 0
log10 (J2) 0,95 0,93 1 0,04 0,14 0
log10(λ1) -0,20 -0,07 -0,16 1 0 0,01
log10 (λ2) -0,13 -0,06 -0,12 0,78 1 0,02
log10 (ηN) -0,84 -0,84 -0,82 0,20 0,19 1
Correlación
de Pearson log10(Jo) log10 (J1) log10 (J2) log10(λ1) log10 (λ2) log10 (ηN)
log10(Jo) 1 0 0 0,17 0,89 0
log10 (J1) 0,96 1 0 0,93 0,30 0
log10 (J2) 0,98 0,97 1 0,88 0,95 0
log10(λ1) -0,11 0,01 -0,01 1 0 0,01
log10 (λ2) -0,01 0,08 0,01 0,69 1 0,08
log10 (ηN) -0,87 -0,83 -0,84 0,22 0,14 1
Los resultados mostraron que las variables J1 y J2 del modelo están fuertemente
correlacionadas entre ellas, con J0 y en menor grado con ηN y por lo tanto se excluyeron del
análisis multivariado.
Los tratamientos osmóticos difirieron significativamente en relación a los
estimadores de los parámetros referentes a la viscoelasticidad de las muestras tratadas y no
tratadas con las soluciones osmóticas (MANOVA, F(Pillai) 40, 564 tratamiento = 7,16;
p<0,0001).
Las comparaciones múltiples realizadas a posteriori del MANOVA permitieron
detectar diferencias estadísticamente significativas y una clara separación entre los valores
medios multivariados (centroides) de los grupos control y los tratados en las 8 soluciones
osmóticas distintas (pruebas de comparaciones múltiples (Hotelling); p < 0,05).
Los resultados de los estimadores de los parámetros viscoelásticos obtenidos en los
ensayos de fluencia – recuperación de las muestras control e impregnadas en los distintos
procesos osmóticos de aw 0,97 y aw 0,94 se muestran en la tabla 4.21. Se informaron los
valores medios de J0, λ1, λ2 y ηN.
Tabla 4.21: Valores medios de los parámetros viscoelásticos de las muestras control y las deshidratadas
osmóticamente en soluciones acuosas de, glucosa, trehalosa, maltosa y jarabe de alta maltosa (JMAM)
de aw 0,97 y 0,94
Muestra J0 (1/Pa)x106
(C.V) λ1 (s) (C.V) λ2 (s) (C.V) ηN (Pa.s)x10-7
(C.V)
Control I 4 (25 %) 32 (37 %) 3 (33 %) 6 (33 %) A
Control II 3 (33 %) 28 (64 %) 3 (33 %) 7 (57 %) B
Control III 3,2 (12 %) 25 (36 %) 2 (50 %) 11 (27 %) B
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 21 (19 %) 28 (21 %) 2,9 (13 %) 1,6 (12 %) C
Trehalosa (34,4 %p/p) 28 (21 %) 26 (15 %) 2,5 (16 %) 0,7 (14 %) D
JMAM (42,0 %p/p) 32 (1 %) 23 (17 %) 2,5 (12 %) 0,9 (22 %) D
Maltosa (37,3 %p/p) 35 (11 %) 22 (9 %) 2,5 (4 %) 0,8 (12 %) D
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 26 (15 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) CD
Trehalosa (48,0 %p/p) 31 (16 %) 23 (17 %) 2,4 (16 %) 0,8 (25 %) D
JMAM (56,0 %p/p) 36 (16 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) D
Maltosa (51,0 %p/p) 36 (16 %) 22 (14 %) 2,4 (16 %) 0,9 (33 %) D
Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de Bonferroni
con α=0.05.
Letras distintas indican diferencias significativas con P 0.05. C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97;
Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw
0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw
0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
150
Los tejidos de manzana deshidratados mostraron valores promedio de capacitancia
J0 y de fluidez (1/ηN) mayores que los tejidos frescos. Solo las muestras que recibieron
tratamientos de impregnación en soluciones de glucosa al 22,0 %p/p se diferenciaron
significativamente con el resto de los tratamientos presentando los valores más bajos de J0
y 1/ηN. El resto de los tratamientos no difirió estadísticamente entre sí.
La plasticidad se define como la proporción de la deformación permanente o
irrecuperable (t/ηN) respecto de la deformación total J(t, ). El porcentaje de plasticidad (%
P) a los 100 s de todas las muestras analizadas se muestra en la tabla 4.22.
Tabla 4.22: Plasticidad de las muestras frescas y
deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de
glucosa, trehalosa, maltosa y JMAM de aw 0,97y aw
0,94.
Muestra Plasticidad (%)
Control I 21
Control II 18
Control III 17
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 20
Trehalosa (34,4 %p/p) 24
JMAM (42,0 %p/p) 17
Maltosa (37,3 %p/p) 17
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 20
Trehalosa (48,0 %p/p) 19
JMAM (56,0 %p/p) 16
Maltosa (51,0 %p/p) 17
Todas las muestras exhibieron una deformación plástica que no pudo recuperarse
una vez removido el esfuerzo en la prueba de fluencia. Esta característica también se puede
observar en las curvas de recuperación del ensayo de fluencia de la figura 4.29. Los
valores de plasticidad de las muestras que recibieron tratamientos de deshidratación (entre
16 y 24 %) fueron muy similares a la de los controles frescos (entre 17 y 21 %) y no se
observó una clara tendencia del grado de plasticidad con respecto al tratamiento aplicado.
Martínez y col. (2007) reportaron valores de plasticidad de tejido parenquimático
de manzana Granny Smith fresca (16 %) y de muestras con geometría de discos de 60 mm
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
151
× 60 mm × ≥ 6 mm osmotizadas en soluciones acuosas de glucosa 25 %p/p durante 6 h
(15,5 %). La deformación plástica de las muestras frescas y tratadas fue similar.
Con el objetivo de clasificar correctamente las observaciones provenientes de los
tratamientos predeterminados, se realizó un AFD, a partir del cual se obtuvieron 4
funciones discriminantes, o ejes canónicos, que permitieron explicar el total de la variación
de las muestras.
En las tablas 4.23 y 4.24 se reportan los valores de los autovalores de la matriz de
grupos y las funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de covarianza residual
común.
La primer función discriminante proveniente del AFD logró explicar el 98,34 % de
la variabilidad de los datos observada, la segunda función discriminante explicó el 1,29 %.
de la variabilidad y entre la tercera y cuarta función solo se explicó el 0,37 % de la
variabilidad. La primera y la segunda función en conjunto explicaron el 99,63 %
acumulado de la variabilidad total entre todos los tratamientos (tabla 4.23).
En la tabla 4.24 puede observarse que la variable J0 sobre el eje canónico 1
claramente presenta el mayor valor absoluto y es la variable con mayor poder de
discriminación entre los tratamientos y controles. La variable ηN representó el mayor valor
absoluto en la combinación lineal de variables sobre la segunda función discriminante pero
solo logró explicar un porcentaje muy bajo de la variación total observada.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
152
Tablas 4.23 y 4.24: Autovalores y funciones discriminantes estandarizadas por la
matriz de covarianza residual común correspondientes al análisis AFD de los
estimadores de los parámetros obtenidos de la curvas de fluencia para los tejidos de
manzana fresca y osmotizada a aw de 0,97 y 0,94.
Tabla 4.23 Autovalores
Función
Discriminante Valor Proporción
Proporción
acumulada.
1 29,50 98,34 98,34
2 0,39 1,29 99,63
3 0,10 0,33 99,96
4 0,01 0,04 100,00
Tabla 4.24 Funciones discriminantes estandarizadas por la
matriz de covarianza residual común
1 2 3 4
log10 (J0) 0,98 -0,30 0,11 0,19
log10(λ1) 0,03 0,45 -0,91 0,93
log10 (λ2) 0,04 0,59 1,18 -0,38
log10 (ηN) -0,06 -0,94 0,39 0,53
La clasificación de los grupos de tratamientos y controles entre la primera y la
segunda función discriminante se representó en la figura 4.31.
Sobre el eje canónico 1 de la figura 4.31 se observa el poder de discriminación de
la variable J0 entre tratamientos y controles. Todos los controles se ubican hacia los valores
negativos de la función discriminante 1 diferenciándose claramente del resto de los grupos
de tratamientos que se sitúan hacia los valores positivos de la función y en la misma
dirección que la variable J0. Se observó que el grupo de muestras tratadas en soluciones de
glucosa aw 0,97 presentó una ligera tendencia a separarse del grupo del resto de los
tratamientos que no pudieron ser discriminados entre sí. El valor de los centroides de las
muestras tratadas en solución de glucosa de 22,0 %p/p fue 1 a diferencia de los valores de
las muestras impregnadas en el resto de las soluciones que mostraron valores entre 2 y 4
aproximadamente.
El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos con el 51,3 % (n = 152)
del total de las muestras de tejido de manzana analizadas. Este porcentaje tan pobre podría
deberse al alto error que arrojan las mediciones en los ensayos de fluencia – recuperación
(Alzamora y col., 2008). Los tejidos frescos mostraron variabilidad en la clasificación
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
153
Figura 4.31: Análisis discriminante correspondiente a los estimadores de los parámetros
viscoelásticos obtenidos a partir de los ensayos de fluencia-recuperación de manzanas
frescas y deshidratadas osmóticamente en las diferentes soluciones de azúcares. ()
Control I; () Control II; () Control III; () glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4
%p/p); () JMAM (42,0 %p/p); () maltosa (37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■)
trehalosa (48,0 %p/p); (■) JMAM (56,0 %p/p); (■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
Log ( )
log10(J0)
log10(2)
12,0 6,3 -5,2 0,5 -10,9
-11,8
-6,9
-2,1
2,8
7,7
log10(2)
log10(N)
Eje
Can
ónic
o 2
Eje Canónico 1
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
154
correcta de los grupos: control I (91,7 %), control II (33,3 %) y control III (62,5 %). Se
logró una buena clasificación de los tratamientos de impregnación en glucosa de aw 0,97
(75 %) y trehalosa de aw 0,97 (62,5 %) seguidos por las impregnaciones con JMAM aw
0,94 (58,8 %), maltosa de aw 0,97 (55,6 %) y maltosa de aw 0,94 (52,9 %), por último con
una pobre clasificación a las muestras tratadas JMAM aw 0,97 (27,8 %), trehalosa aw 0,94
(25 %) y glucosa aw 0,94 (23,1 %).
El modelo matemático presentado en la ecuación 3.8 describió correctamente la
respuesta de los tejidos frescos y tratados dentro del intervalo de tiempo y de las
condiciones en las que se realizó el ensayo.
EL proceso de deshidratación osmótica en las muestras causó un aumento de las
capacitancias J0, J1, J2 y de la fluidez (1/ηN), una disminución muy leve de 1 y no produjo
cambios en 2.
El análisis de MANOVA, la clasificación aportada por el AFD y la representación
gráfica de vs. t de las curvas de fluencia claramente diferenciaron las manzanas frescas
del resto de las muestras que recibieron tratamientos.
Existió una alta variabilidad asociada al ensayo de fluencia principalmente en las
muestras de tejido de manzana fresca.
Se diferenciaron estadísticamente las muestras impregnadas en soluciones de
glucosa 22,0 %p/p del resto de los tratamientos. Dichos tejidos se caracterizaron por
mostrar los valores de J0 y de fluidez (1/ηN) más bajos.
Los tratamientos de ósmosis provocaron cambios muy leves en la contribución de
cada tipo de capacitancia a la capacitancia total y mostraron un aumento en J0 de 5 a 11
veces con respecto a sus controles, evidenciando una disminución en el módulo elástico
instantáneo (E0 = 1/J0). Las capacitancias viscoelásticas J1 y J2, y la capacitancia en el
estado estacionario (1/ηN) de las muestras que recibieron tratamiento aumentaron en un
rango de 6 a 13 veces, 10 a 14 veces y 3 a 12 veces respectivamente comparadas con los
controles correspondientes. Sin embargo, los valores de plasticidad de las muestras
osmotizadas fueron similares a los de la manzana fresca.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
155
4.4 Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana
4.4.1 Ensayos de 1H-RMN: Curvas de relajación obtenidas mediante la
secuencia de pulsos CPMG
Tejidos de manzana frescos
Se analizó el tiempo de relajación transversal del protón del agua (T2) mediante la
aplicación de la secuencia de pulsos CPMG según las condiciones descriptas en el ítem
3.10 en muestras de tejidos de manzana frescos.
La figura 4.32 muestra el comportamiento que presentaron las curvas típicas de
relajación de la intensidad de la señal Y (%) vs el tiempo t del ensayo correspondientes a
,los protones del agua presente en la muestra. Se representa un perfil característico de
tejido de manzana fresca de cada lote empleado a lo largo del trabajo.
No se encontraron diferencias importantes entre los perfiles de los distintos lotes.
Las señales de respuesta se ajustaron matemáticamente como una sumatoria de
decaimientos exponenciales según la ecuación 3.10 y se obtuvieron las amplitudes y
tiempos de relajación de los diferentes componentes. Se buscó maximizar el ajuste
exponencial de las regresiones no lineales y minimizar el número de variables dependientes
del ensayo.
La movilidad del agua del tejido fresco pudo caracterizarse mediante un
comportamiento triexponencial con un coeficiente de determinación ≥ 0,9999.
El análisis del modelado de las regresiones no lineales de las curvas de relajación
transversal obtenidas mediante la secuencia de pulsos CPMG permitió determinar que los
tejidos vegetales presentaron diversas poblaciones de agua, caracterizadas por sus
diferentes distribuciones y movilidad. Probablemente los T23 más largos se encuentren
relacionados con los protones del agua presente en las vacuolas, los T21 más cortos con los
protones del agua asociada a las paredes celulares y los tiempos medios T22 con el agua
presente en los citoplasmas celulares del tejido de manzana.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
156
Figura 4.32: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejido de manzana
fresca correspondiente a todos los lotes utilizados, obtenidas mediante la secuencia de
pulsos CPMG: (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III. Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
La tabla 4.24 muestra los valores promedios de los tiempos de relajación y las
amplitudes relativas derivados del modelo triexponencial para las muestras de manzana
fresca. Como puede apreciarse en los datos de la tabla 4.24, se encontraron diferencias en
los parámetros de relajación entre los distintos lotes de muestras frescas, que llegaron a ser
del 40 % para T21 entre los controles I y III, del 43 % para T22 entre los controles I y III y
del 22 % para T23 entre los controles I y II. Estas discrepancias probablemente se deban a
pequeñas diferencias en el contenido de agua y en el estado de madurez de las frutas.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 1000 2000 3000 4000
Y (%)
t (ms)
Tabla 4.24: Valores promedio de T2i y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana frescos.
Muestra ss (Brix)(C.V.) C1 (%) (C.V.) C2 (%) (C.V.) C3 (%) (C.V.) T21 (ms) (C.V.) T22 (ms) (C.V.) T23 (ms) (C.V.)
Control I 12,4 (4 %) 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 67,5 (3 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %)
Control II 12,1 (7 %) 6,7 (15 %) 21,4 (9 %) 71,9 (4 %) 57,4 (14%) 325,3 (6 %) 1207,9 (8 %)
Control III 10,7 (9 %) 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 76,3 (4 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %)
C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
158
Cornillon (2000) realizó estudios de los tiempos de relajación T2 en manzanas
frescas de la variedad “Golden Delicius” aplicando el método CPMG (15 MHz; de 500
s, demora de reciclo de 8 s). El autor estudió el decaimiento exponencial de T2 basado en
el análisis de las señales de tiempo mediante la transformada inversa de Laplace generando
una distribución de exponenciales que describieron en modo continuo el fenómeno de
relajación. La distribución mostró dos picos. Los valores de T2 más altos fueron atribuidos
al agua ubicada en los espacios extracelulares y el tiempo de relajación más corto se asignó
a las vacuolas y citoplasma.
Snaar y Van As (1992) realizaron ensayos de 1H-RMN (20 MHz) en variedades de
manzana Cox. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG y ajustaron los datos con un
modelo de regresión triexponencial. Se informaron los siguientes resultados: C1 (%) = 8; C2
(%) = 16; C3 (%) = 75; T21 (ms) = 30; T22 (ms) = 190; T23 (ms) = 1020. En el mismo
trabajo, además, se estudió la relajación de los protones del agua en parénquima de
manzana inmerso en soluciones acuosas isotónicas que contenían iones paramagnéticos
Mn2+
. Los iones penetraron desde los espacios extracelulares del tejido hacia los
citoplasmas y vacuolas y disminuyeron los tiempos de relajación de los protones de cada
compartimento celular hasta hacer desaparecer los términos exponenciales del modelo
matemático. Este experimento permitió asignar cada componente de la relajación de los
protones a una población de agua en un compartimento celular en particular. De esta forma
los autores propusieron que los T2 más cortos corresponderían al agua asociada a la pared
celular y espacio extracelular, los T2 medios al citoplasma y los T2 más altos al agua
contenida en las vacuolas. Los valores presentados en el artículo son coincidentes con los
hallados en el presente trabajo, teniendo en cuenta que las pequeñas diferencias existentes
podrían haber sido generadas por la utilización de variedades de manzana distintas a las
Granny Smith, a la variabilidad biológica intrínseca de la fruta (estadio fisiológico) y a las
distintas condiciones en las que se realizó el ensayo.
Panarese y col. (2012) publicaron los resultados de un ensayo de 1H-RMN de
tejido parenquimático de kiwi fresco. En el trabajo los autores analizaron las señales de
CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) para medir los T2 y
utilizaron un ajuste a una sumatoria creciente del número de exponenciales. Con el objeto
de atribuir esas señales a distintos compartimentos celulares llevaron a cabo un ensayo de
inmersión de las muestras en soluciones acuosas con Mn2+
, como se describió en el artículo
de Snaar y Van As (1992). Durante la penetración del ion Mn2+
en la célula los T2 de 900
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
159
ms descendieron a velocidades menores que los T2 de 300 ms, lo que les permitió atribuir a
los autores que los T2 más altos corresponden a las vacuolas y los más bajos a citoplasmas
y espacios extracelulares. Esta distribución se correspondió con las observaciones
estructurales y ultraestructurales de las células de kiwi. Las células se mostraron bien
unidas a lo largo del área de contacto, paredes celulares bien definidas y una gran vacuola
central. Las señales de CPMG de kiwi fresco ajustaron a un modelo triexponencial con los
siguientes valores: T2 (ms) en vacuolas = 1091 ± 92, C3 (%) = 71 ± 4; T2 (ms) en
citoplasma / espacio extracelular = 296 ± 18, C2 (%) = 20 ± 5; T2 (ms) en pared celular =
33 ± 4, C1 (%) = 6 ± 1. Los valores publicados son similares a los obtenidos en nuestro
trabajo.
Nowacka y col. (2013) midieron los T2 mediante la secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) en kiwi fresco. Los autores analizaron las
señales de 1H-RMN utilizando una distribución continua de curvas exponenciales y una
distribución discreta por medio de un ajuste a la sumatoria de términos exponenciales. Se
siguieron los mismos protocolos que en el trabajo de Panarese y col. (2012) y los
resultados publicados fueron: T2 (ms) en vacuolas = 1205 ± 78, C3 (%) = 63 ± 6; T2 (ms)
en citoplasma / espacio extracelular = 258 ± 22, C2 (%) = 27 ± 1; T2 (ms) en pared celular
= 45 ± 7, C1 (%) = 10 ± 2. Estos resultados guardan cierta similitud con los publicados en
la tabla 4.24. Los autores encontraron pequeñas diferencias con los datos de Panarese y
col. (2012) en kiwis frescos y las atribuyeron a que los ensayos se realizaron en épocas
distintas del año, a pesar de que las frutas analizadas provenían de la misma región.
Marigheto y col. (2008) estudiaron los tiempos de relajación en la variedad de
manzanas “Red Delicius” en muestras frescas y en muestras en estadios de maduración
más avanzados denominados “harinosos”, que presentan una tendencia a contener menor
cantidad de sólidos solubles y una mayor proporción de espacios intercelulares. Los
valores de T2 fueron medidos utilizando la secuencia CPMG (23,4 MHz, τ entre 200 s y
10 ms; demora de reciclo de 20 s). Las señales fueron analizadas como una distribución
continua de exponenciales de T2 y mostraron 4 picos de relajación para las dos fases de
maduración. El primer pico de T2 observado lo asociaron a las paredes celulares: 11 ms y
11 ms y área relativa de 2 % y 2 % para las muestras frescas y harinosas respectivamente.
Los picos de T2 de tiempos más largos lo asociaron al agua presente en vacuolas: 1184 ms
y 1258 ms y área relativa de 80 % y 78 % para las muestras frescas y harinosas
respectivamente. Los otros dos picos de T2 restantes fueron asociados a una misma
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
160
población de protones del agua presentes en los citoplasmas y en los compartimentos
extracelulares: 319 ms y 351 ms y área relativa de 6 % y 12 % para las muestras frescas y
harinosas respectivamente para el pico 2 y de 70 ms y 83 ms y área relativa de 3 % y 4 %
para las muestras frescas y harinosas respectivamente para el pico 3. Si bien el modelado
matemático de los datos determinó una distribución de 4 picos, los autores asignaron el
comportamiento de los protones del agua a un modelo de tres componentes. En relación a
este punto, los autores sostienen que la asignación precisa del número de términos de una
distribución a la población de protones del agua presente en los compartimentos
subcelulares depende del tamaño y forma de las células y de la difusión del agua a través
de esos compartimentos, la que también se encuentra relacionada con la geometría y la
permeabilidad de las membranas celulares. Como se observa existieron diferencias en las
señales entre muestras frescas y las de estadio harinoso: 6 % para el T2 de vacuolas y entre
10 % y 16 % para los T2 de citoplasmas y compartimentos extracelulares. Estas diferencias
fueron atribuidas principalmente a las distintas distribuciones en los espacios
extracelulares.
Santagapita y col. (2013) estudiaron la modificación de los T2 de la población de
protones del agua presente en tejido de kiwi fresco en dos estadíos de madurez evaluada
según su contenido de sólidos solubles. Clasificaron las muestras frescas dentro de los dos
siguientes grupos: LB = 9,5 °Brix y HB = 14,1 °Brix. Utilizaron la secuencia de pulsos
CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s). Los datos obtenidos
ajustaron a un modelo de curvas de cuatro términos exponenciales, pero como los dos
picos centrales de la distribución describían el comportamiento de una misma población de
agua fueron sumados y finalmente se trabajó con un modelo triexponencial. Los autores
encontraron diferencias significativas en los T2 e intensidades relacionados con la
población de protones de las vacuolas entre los dos lotes control (T2LB = 1.321 ± 64 ms,
T2HB = 1.227 ± 79 ms). Por otro lado no encontraron diferencias significativas entre los T2
e intensidades de las poblaciones de protones del citoplasma y espacio extra celular ni en la
de la correspondiente a pared celular.
Raffo y col. (2004) realizaron mediciones de T2 con secuencias de pulsos CPMG
(1 ms, tiempo de demora de recuperación de 10 s) en muestras de bananas frescas con
distintos estadios de maduración. Realizaron el ajuste de las señales a una distribución
discreta mediante la sumatoria de términos exponenciales. En muestras a tiempo 0 de
maduración obtuvieron los siguientes resultados: en pared celular T2 (ms) = 14, C1 (%) =
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
161
17; en citoplasma T2 (ms) = 90, C2 (%) = 27; en vacuola T2 (ms) = 320, C3 (%) = 56. En
muestras de 7 días de maduración obtuvieron: en pared celular T2 (ms) = 27, C1 (%) = 13;
en citoplasma T2 (ms) = 190, C2 (%) = 25; en vacuola T2 (ms) = 610, C3 (%) = 62. Según
los autores este marcado incremento de los valores durante la maduración se debió
principalmente a la desaparición de almidón y no a la acumulación de azúcares.
Musse y col (2009) estudiaron el comportamiento de las señales de T2 en distintos
tejidos de tomate en función de la maduración. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG
(20 MHz, de 1 ms). Las señales de relajación se ajustaron a una distribución continua de
componentes de T2 y también a una distribución discreta con un modelo de ajuste
multiexponencial. Con los dos modelos de ajuste para todos los tejidos y niveles de
madurez obtuvieron 4 picos de distribución de protones. Asumieron que uno de los picos
de señal podría corresponder a los protones no intercambiables del soluto y los
componentes 2, 3 y 4 a los protones del agua de las paredes celulares, citoplasmas y
vacuolas respectivamente. Durante la maduración del fruto existió una redistribución del
agua entre los compartimentos celulares que afectó, en algunos tejidos, principalmente a
los valores de T2 correspondientes a vacuolas y citoplasmas.
Musse y col (2010) estudiaron el comportamiento de las señales de T2 en tejidos de
tomate fresco con el objetivo de investigar la correlación entre la distribución
multiexponencial de los tiempos de relajación de la 1H-RMN y los compartimentos
subcelulares. Utilizaron la secuencia de pulsos CPMG (20 MHz, de 0,1 ms). Las señales
de relajación se ajustaron a una distribución continua de componentes de T2 y también a
una distribución discreta con un modelo de ajuste multiexponencial. Como resultado
obtuvieron cuatro componentes distintos de los cuales el componente 4 fue asignado al
agua en vacuolas, T2 = 1528 ms y C4 = 68 % (por su tiempo de relajación prolongado y su
alta intensidad); el componente 3 a los citoplasmas, T2 = 551 ms y C3 = 20 %, y el
componente 2, T2 = 134 ms y C2 = 9 %, a las paredes celulares. Como mencionan los
autores del trabajo, la correcta interpretación de los componentes 2 y 3 no es sencilla ya
que en algunos tejidos vegetales puede existir una mayor fracción de agua en las paredes
celulares que en el citoplasma. Mientras que el componente 1, valores fueron T2 = 18 ms y
C2 = 4 %, no pudo ser atribuido a ningún compartimento celular específico. Los datos
reportados de T21, T22 y T23 por estos autores son muy similares a los obtenidos en nuestro
trabajo experimental.
En estudios realizados por Hills y Le Floc´h (1994) en tejidos de papa se postuló el
modelo triexponencial y se presentaron los siguientes valores: T21 (ms) = 10; T22 (ms) =
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
162
100; T23 (ms) = 300 – 500. Sin embargo, debido al alto contenido de almidón del tejido de
papa se asoció al T21 con el agua contenida en la pared celular y además con la presente
dentro de los gránulos de almidón.
Pese a que la determinación matemática del número de componentes y su relación
con los compartimentos celulares es compleja, nuestros resultados y la información
bibliográfica comentada indicarían que los tiempos de relajación T21 podrían atribuirse a la
población de protones del agua ligada a las paredes celulares, los tiempos T22 a la
población de protones del agua en el citoplasma y los tiempos más altos T23 a los protones
del agua asociada a las vacuolas.
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97
Se realizaron los tratamientos de deshidratación con los distintos agentes de
ósmosis con el objetivo de alcanzar niveles de deshidratación de aw de 0,97.
La figura 4.33 muestra una curva típica de los tiempos de relajación del tejido
fresco y de cada uno de los tratamientos.
Se evidenció una clara diferencia en la concavidad de los perfiles de las muestras
deshidratadas osmóticamente y las muestras de manzana fresca, lo cual demostró que la
movilidad del agua fue afectada por el proceso de deshidratación e incorporación de
azúcares en las manzanas.
El análisis de regresión determinó que para los tratamientos con glucosa 22,0 %p/p
y trehalosa 34,4 %p/p, la movilidad molecular del agua pudo caracterizarse mediante un
comportamiento biexponencial (coeficiente de determinación ≥ 0,999), mientras que para
los tratamientos realizados con los agentes maltosa 37,3 %p/p y JMAM 42 %p/p pudo
caracterizarse con un modelo triexponencial (coeficiente de determinación ≥ 0,999).
Los valores promedios de los parámetros de las regresiones no lineales planteado
para las muestras frescas y tratadas en soluciones acuosas de aw 0,97 pueden observarse en
la tabla 4.25.
No se registraron valores de T23 altos como los que presentaban los tejidos frescos
(entre 942 ms y 1186 ms), que corresponderían a los protones del agua presente en
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
163
vacuolas. En las muestras deshidratadas con soluciones de JMAM (42,0 %p/p) y maltosa
(37,3 %p/p) disminuyeron drásticamente los valores de T21, T22 y T23 con respecto a las
muestras frescas del correspondiente lote de manzanas (control III). La proporción del
Figura 4.33: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejidos de manzana
tratados en soluciones de aw 0,97. (▬) Control I y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa
(22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p); (▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬)
maltosa (37,3 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97. Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94
número de protones del agua en la población 3 (C3) disminuyó pero se incrementaron las
poblaciones 1 (C1) y 2 (C2). Esto indicaría que en las células de las muestras tratadas
algunas moléculas de agua migraron desde el interior celular, donde existía una movilidad
intermedia – alta, hacia las paredes celulares, y/o que se removió agua principalmente de
vacuolas.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 1000 2000 3000 4000
Y (%)
t (ms)
Tabla 4.25: Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana deshidratados a aw 0,97.
Muestra ss (Brix)(C.V.) C1 (%) (C.V.) C2 (%) (C.V.) C3 (%) (C.V.) T21 (ms) (C.V.) T22 (ms) (C.V.) T23 (ms) (C.V.)
Control I 12,4 (4 %) 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 67,5 (3 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %)
Control III 10,7 (9 %) 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 76,3 (4 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0%) 21,8 (1 %) 27,0 (15 %) 73,0 (5 %) - 85,4 (12 %) 296,9 (7 %) -
Trehalosa (34,4%) 32,2 (1 %) 40,0 (15 %) 60,0 (10 %) - 63,9 (14 %) 201,2 (9 %) -
JMAM (42,0%) 36,6 (11 %) 18,5 (11 %) 42,8 (7 %) 38,7 (13 %) 44,4 (9 %) 134,8 (11 %) 359,6 (12 %)
Maltosa (37,3%) 32,6 (4 %) 12,8 (16 %) 40,4 (2 %) 46,8 (4 %) 39,2 (7 %) 113,6 (6 %) 284,7 (5 %) C.V.: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control III: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
165
Cuando las muestras alcanzaron una actividad de agua de aw 0,97, se produjo una
disminución en los valores de los tiempos de relajación de los protones en los tejidos,
probablemente producida por el intercambio químico con los azúcares solubles presentes
en las paredes celulares, los citoplasmas plasmolizados y los sólidos acumulados por la
pérdida de agua de las vacuolas (si las membranas se encontraban íntegras) o dentro de las
célulasenteras (si las membranas se encontraban discontínuas). Además el proceso
osmótico alteró las membranas celulares y redujo las dimensiones de las vacuolas y
citoplasmas (tal como se observará en el ítem 4.5), lo que incrementaría la difusión del
agua a través de los compartimentos y promediaría los valores de T2.
En el trabajo publicado por Santagapita y col. (2013) se midieron los T2 mediante la
secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) en matrices de
kiwi sometidas a deshidratación osmótica en soluciones de 61,5 %p/v de sacarosa por 300
min, las muestras alcanzaron un contenido de sólidos solubles de 22 °Brix,
aproximadamente. Los autores analizaron las señales de CPMG utilizando una distribución
continua de exponenciales y una distribución discreta por medio de un ajuste a la sumatoria
de términos exponenciales. El tratamiento matemático de los datos determinó un ajuste a
cuatro términos exponenciales, pero como las amplitudes y los valores de T2 de dos de los
términos describían en realidad una sola población, se sumaron los datos y se definió un
comportamiento triexponencial de las curvas de relajación con tres poblaciones de protones
diferentes. Los resultados publicados para las muestras frescas fueron: T2 de vacuolas =
1227 ms e intensidad absoluta = 60, T2 de citoplasma y espacio extracelular = 303 ms e
intensidad absoluta = 33 y T2 de paredes celulares = 21 ms e intensidad absoluta = 7. Los
resultados de las muestras que fueron sometidas al proceso de ósmosis fueron: T2 de
vacuolas = 991 ms y amplitud = 31; T2 citoplasma y espacio extracecular = 259 ms y
amplitud = 37 y T2 de paredes celulares = 26 ms y amplitud = 4 %. El análisis estadístico
indicó que existieron reducciones significativas en los T2 de vacuolas y sus amplitudes
provocadas por el tratamiento osmótico. No existieron diferencias significativas entre los
T2 correspondientes al citoplasma y espacio extracelular de tejidos osmotizados y frescos
pero si existió un aumento significativo de la intensidad absoluta en los tejidos
osmotizados
Panarese y col. (2012) realizaron estudios de RMN y estructurales en tejidos de
kiwi expuestos a tratamientos de deshidratación osmótica en soluciones de sacarosa (61,5
%p/v) a distintos tiempos y temperaturas. La pérdida de agua causó el encogimiento de las
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
166
células, la concentración de los solutos de ósmosis y la reducción de las vacuolas. Se
utilizó la secuencia CPMG (20 MHz, de 80 s y una demora de reciclo de 3,5 s) para
medir los T2. . Las señales de las muestras tratadas por 300 min a 25 °C ajustaron a un
modelo triexponencial con los siguientes valores: T2 (ms) en vacuolas = 675, intensidad C3
(%) = 50; T2 (ms) en citoplasma / espacio extracelular = 169, intensidad C2 (%) = 37; T2
(ms) en pared celular = 30, intensidad C3 (%) = 12. Disminuyeron los T2 correspondientes
a vacuolas y citoplasma / espacio extracelular probablemente por la contribución de los
solutos de la solución de ósmosis. Aumentó la población de protones del citoplasma /
espacio extracelular y disminuyó la de las vacuolas. El tratamiento aumentó la población
de protones de las paredes celulares sin producir cambios en los T2. Como en el presente
trabajo se observó una clara redistribución del agua. Las observaciones microscópicas
corroboraron los resultados de RMN. La DO provocó el encogimiento de las vacuolas, que
mantuvieron su integridad, y la formación de espacios intracelulares. Las paredes celulares
se hincharon y probablemente sufrieron cambios en su estructura y composición.
Xin y col. (2013) realizaron tratamientos de deshidratación osmótica en brócolis
con soluciones de trehalosa 40,0 %p/p. Luego de dos horas de ósmosis lograron un
producto final con 78,26 % de contenido de agua. En el trabajo estudiaron el
comportamiento de T2 mediante 1H-NMR con la aplicación de la secuencia CPMG (22,6
MHz, de 4 s, demora de reciclo de 4000 ms); los datos se ajustaron a una distribución
continua de exponenciales. La distribución en los datos de relajación de T2 definió tres
poblaciones para las muestras de brócoli frescas: T2b entre 2 y 10 ms, T21 entre 20 y 150 ms
y T22 entre 150 y 600ms. Como los términos T21 y T22 representaron el 99 % de la
población total de agua el término T2b fue excluido del análisis y se definió un
comportamiento biexponencial. En las muestras tratadas se definieron dos grupos de
poblaciones de protones: T21 = 50 ms con un área de 7 % y T22 = 305 ms con un área de 91
%. En general observaron una disminución de T21 y T22 causada por el proceso de ósmosis.
Tejidos de manzana tratados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94
Cuando las muestras fueron tratadas con las soluciones de ósmosis más
concentradas para lograr una aw de equilibrio de 0,94 se pudieron observar distintos
comportamientos en los patrones de las curvas de relajación generados por la secuencia de
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
167
pulsos CPMG. En la figura 4.34 se representó una curva típica de relajación para cada uno
de los tratamientos realizados.
En este caso se observó que aumentó notablemente la concavidad de los perfiles de
relajación de las muestras tratadas en comparación con los de las muestras frescas. Los
tratamientos osmóticos con soluciones de JMAM 56,0 %p/p y maltosa 51,0 %p/p
mostraron la mayor caída de intensidad, un comportamiento similar de las curvas y se
diferenciaron de los tratamientos con glucosa 38,7 %p/p y trehalosa 48,0 %p/p.
El comportamiento de la movilidad molecular del agua de todos los tejidos tratados
a aw 0,94 se caracterizó mediante el ajuste de los datos con un modelo de regresión
biexponencial con un coeficiente de determinación ≥ 0,9999.
Figura 4.34: Curvas típicas de relajación transversal del protón de tejidos de manzana
tratados en soluciones de aw 0,94: (▬ ▬) Control II; (▬ ▬) Control III; (▬) glucosa
(38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬) JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa
(51,0 %p/p). Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 1000 2000 3000 4000
Y (%)
t (ms)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
168
En la tabla 4.26 se muestran los valores promedio de los parámetros de la regresión
no lineal para los distintos tratamientos.
Como se observa en la tabla fue necesario ajustar un modelo matemático distinto
para los tejidos tratados en soluciones de aw 0,94 (biexponencial) con respecto a sus
respectivos controles (triexponencial). En el modelado de los T2 en los tejidos sometidos al
proceso de ósmosis a aw 0,94, independientemente del azúcar empleado en la solución, se
perdió el tercer término exponencial que estaba asociado al agua presente en las vacuolas
de las células de manzana. Paralelamente se observó un aumento notable en la población
C1. Este comportamiento indicaría la no diferenciación de las poblaciones de agua en el
lumen celular.
La solución de JMAM y los disacáridos trehalosa y maltosa, que presentaron un
mayor contenido de sólidos solubles, mostraron una población mayor de protones del agua
asociada a las paredes celulares (C1) que los del agua asociada al interior de la célula (C2),
y menores valores de T2. Los azúcares de alto peso molecular podrían mantener una alta
interacción con los componentes de las paredes celulares y por el efecto de adsorción
intervenir en la movilidad molecular de agua y modificar la amplitud de la población. Las
muestras tratadas en solución de glucosa con menor contenido de sólidos solubles, a
diferencia de las tratadas en soluciones de alto peso molecular, presentaron una población
de protones de agua más importante en el interior celular.
Tabla 4.26 Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones de tejidos de manzana deshidratados a aw 0,94.
Muestra ss (Brix)(C.V.) C1 (%) (C.V.) C2 (%) (C.V.) C3 (%) (C.V.) T21 (ms) (C.V.) T22 (ms) (C.V.) T23 (ms) (C.V.)
Control II 12,1 (7%) 6,7 (15%) 21,4 (9%) 71,9 (4%) 57,4 (14%) 325,3 (6%) 1207,9 (8%)
Control III 10,7 (9%) 4,5 (22%) 19,2 (10%) 76,3 (4%) 81,3 (17%) 357,1 (9%) 1186,5 (5%)
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 37,9 (1 %) 37,2 (3%) 62,8 (2%) - 91,0 (3%) 336,7 (4%) -
Trehalosa (48,0 %p/p) 44,9 (8 %) 54,4 (5%) 45,6 (7%) - 58,6 (8%) 215,3 (9%) -
JMAM (56,0 %p/p) 40,6 (13 %) 54,2 (5%) 45,8 (7%) - 39,5 (7%) 141,8 (9%) -
Maltosa (51,0 %p/p) 46,4 (1 %) 52,8 (2%) 47,2 (2%) - 37,9 (10%) 132,1 (3%) - C.V.: Coeficiente de variación.
Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
170
4.4.2 Análisis comparativo de los parámetros de las curvas de relajación
transversal del protón para los distintos tratamientos osmóticos en
soluciones acuosas de aw 0,97 y aw 0,94
La figura 4.35 muestra las curvas típicas de relajación resultantes de los ensayos de
1H-RMN de las muestras frescas y de las que recibieron tratamientos osmóticos a los dos
niveles de deshidratación.
Las señales de CPMG adquiridas en manzanas osmotizadas decayeron a ritmos
mayores que las provenientes de manzanas frescas. En general se observó que, a mayor
pérdida de agua en los tejidos, se originaron curvas de relajación de mayor concavidad.
Este efecto fue mucho más marcado en las muestras tratadas con JMAM 56,0 %p/p y
maltosa 51,0 %p/p, que mostraron un comportamiento similar entre ellas pero diferente del
resto de las muestras tratadas.
La existencia de diferencias significativas entre las medias multivariadas de las
muestras que fueron sometidas a los distintos procesos osmóticos fue evaluada mediante la
implementación de un análisis de la varianza multivariado (MANOVA).
En este caso no fue necesario transformar los datos de las variables, tiempos de
relajación (T2i) y proporciones relativas de las intensidades (Ci %), para cumplir con los
supuestos del modelo (normalidad de los residuos y homogeneidad de varianzas y
covarianzas entre tratamientos).
Previamente, y a partir de los análisis de correlación no paramétricos de Spearman
y Pearson, se evaluó el grado de asociación entre variables de respuesta (tabla 4.27).
El mismo determinó que la variable intensidad C3 correlacionaba
significativamente con C1, C2 y T23 y por lo tanto fue excluida del análisis multivariado.
Fueron detectadas diferencias significativas en la movilidad del agua según las
condiciones de los tratamientos osmóticos en las matrices de manzana (MANOVA,
F(Pillai) 50, 820 tratamiento = 50,83; p<0,0001).
Figura 4.35: Curvas típicas de relajación transversal de los tejidos de manzana fresca y tratadas en soluciones de aw 0,97 y
0,94. (▬) Control I; (▬ ▬) Control II y (▬ ▬) Control III; (▬○▬) glucosa (22,0 %p/p); (▬○▬) trehalosa (34,4 %p/p);
(▬○▬) JMAM (42,0 %p/p); (▬○▬) maltosa (37,3 %p/p); (▬) glucosa (38,7 %p/p); (▬) trehalosa (48,0 %p/p); (▬)
JMAM (56,0 %p/p) y (▬) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de
manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado
en los tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 4000
Y (%)
t (ms)
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
172
Tabla 4.27: Coeficientes de correlación no paramétricos de
Spearman y de asociación lineal de Pearson de las variables C1, C2,
C3 T21, T22 y T23 de todas las muestras: frescas y deshidratadas
osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, maltosa
y JMAM de aw 0,97y aw 0,94.
Las comparaciones múltiples a posteriori del MANOVA detectaron la existencia
de diferencias significativas entre las medias multivariadas de todos los tratamientos entre
sí, a excepción de las muestras deshidratadas osmóticamente con JMAM y maltosa hasta
aw 0,94 que no mostraron diferencias entre ellas (pruebas de comparaciones múltiples
(Hotelling) p < 0,05).
La tabla 4.28 muestra los resultados del MANOVA de los estimadores de los
parámetros relativos a los tiempos de relajación (T2i) y las proporciones relativas de las
intensidades (Ci%) de los controles y de las muestras deshidratadas osmóticamente.
Los resultados muestran que el mayor cambio pudo observarse en los tiempos de
relajación altos, que estarían relacionados con el agua ubicada dentro de la célula, mientras
que los tiempos cortos estarían relacionados con el agua asociada a las paredes celulares.
Correlación de
Spearman
C1 C2 C3 T21 T22 T23
C1 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
C2 0,65 1,00 0,00 0,80 0,37 0,00
C3 -0,91 -0,89 1,00 0,01 0,00 0,00
T21 -0,30 0,02 0,19 1,00 0,00 0,00
T22 -0,26 -0,07 0,23 0,88 1,00 0,00
T23 -0,86 -0,85 0,96 0,23 0,28 1,00
Correlación de
Pearson
C1 C2 C3 T21 T22 T23
C1 1,00 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
C2 0,54 1,00 0,00 0,57 0,00 0,00
C3 -0,89 -0,86 1,00 0,10 0,00 0,00
T21 0,25 0,04 0,13 1,00 0,00 0,00
T22 -0,38 -0,23 0,35 0,89 1,00 0,00
T23 -0,79 -0,86 0,94 0,27 0,55 1,00
Tabla 4.28: Valores promedios de T2 y amplitud (Ci) de las señales de las poblaciones de protones para manzanas
frescas y deshidratadas osmóticamente en soluciones acuosas de glucosa, trehalosa, JMAM o maltosa a aw 0,97 o aw
0,94.
Muestra C1 (%) (C.V) C2 (%) (C.V) T21 (ms) (C.V) T22 (ms) (C.V) T23 (ms) (C.V)
Control I 15,2 (20 %) 17,3 (17 %) 47,9 (27 %) 199,9 (24 %) 942,3 (7 %) A
Control II 6,7 (15 %) 21,4 (9 %) 57,4 (14 %) 325,3 (6 %) 1207,9 (8 %) B
Control III 4,5 (22 %) 19,2 (10 %) 81,3 (17 %) 357,1 (9 %) 1186,5 (5 %) C
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,97
Glucosa (22,0 %p/p) 27,0 (15 %) 73,0 (5 %) 85,4 (12 %) 296,9 (7 %) - D
Trehalosa (34,4 %p/p) 40,0 (15 %) 60,0 (10 %) 63,9 (14 %) 201,2 (9 %) - E
JMAM (42,0 %p/p) 18,5 (11 %) 42,8 (7 %) 44,4 (9 %) 134,8 (11 %) 359,6 (12 %) F
Maltosa (37,3 %p/p) 12,8 (16 %) 40,4 (2 %) 39,2 (8 %) 113,6 (6 %) 284,7 (6 %) G
Inmersión en soluciones acuosas de aw 0,94
Glucosa (38,7 %p/p) 37,2 (3 %) 62,8 (2 %) 91,0 (3 %) 336,7 (4 %) - H
Trehalosa (48,0 %p/p) 54,4 (5 %) 45,6 (7 %) 58,6 (8 %) 215,3 (9 %) - I
JMAM (56,0 %p/p) 54,2 (5 %) 45,8 (7 %) 39,5 (7 %) 141,8 (9 %) - J
Maltosa (51,0 %p/p) 52,8 (2 %) 47,2 (2 %) 37,9 (10 %) 132,1 (3 %) - J
Comparaciones múltiples Post-hoc utilizando la prueba Hotelling basada en la corrección de Bonferroni con α=0,05.
Letras distintas indican diferencias significativas con p 0,05. C.V: Coeficiente de variación.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas
empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94 y Control III: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
174
Con excepción de los tratamientos de ósmosis realizados con soluciones de JMAM
56,0 %p/p y maltosa 51,0 %p/p, existieron diferencias significativas entre el resto de los
tratamientos aplicados.
.
A partir del AFD realizado con el objetivo de clasificar correctamente las
observaciones provenientes de los tratamientos predeterminados, se obtuvieron 5 funciones
discriminantes o ejes canónicos.
En las tablas 4.29 y 4.30 se reportan los valores de los autovalores de la matriz de
grupos y las funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de covarianza residual
común.
Tablas 4.29 y 4.30: Autovalores y funciones discriminantes
estandarizadas por la matriz de covarianza residual común
correspondientes al análisis AFD de los parámetros obtenidos de los
ensayos rotatorios para los tejidos de manzanas frescas y osmotizadas a aw
de 0,97 y 0,94.
Tabla 4.29 Autovalores
Función
Discriminante Valor Proporción (%)
Proporción
aacumulada.
1 444,92 93,43 93,43
2 16,70 3,51 96,94
3 13,36 2,81 99,75
4 0,94 0,20 99,94
5 0,27 0,06 100,00
Tabla 4.30 Funciones discriminantes estandarizadas por la matriz de
covarianza residual común
1 2 3 4 5
C1 1,55 0,95 0,52 0,47 0,10
C2 1,24 -0,11 0,50 1,01 -0,24
T21 -0,69 -0,90 -0,69 0,93 1,23
T22 0,48 -0,04 1,22 -1,19 -0,65
T23 -0,76 0,41 0,25 0,67 0,01
El AFD generó una primera función discriminante que explicó el 93,43% de la
variabilidad de los datos, el 3,51% restante se consiguió explicar con la segunda función
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
175
discriminante y a partir de la tercera función en conjunto se consiguió explicar
aproximadamente el 99,75% de la variabilidad total acumulada entre los tratamientos
(tabla 4.29).
Las variables que presentaron el mayor peso en la selección discriminatoria del
primer eje canónico y que permitió explicar la variabilidad entre los tratamientos fueron las
intensidades C1 y C2. Los tiempos de relajación T21 y T22 mostraron mayor importancia
sobre las funciones 2 y 3 respectivamente pero con una proporción relativa de 6,32 %
sobre el poder de discriminación de los tratamientos (tabla 4.30).
En el gráfico de la figura 4.36 se representa la clasificación de los grupos entre la
primera y la segunda función discriminante.
Hacia los valores negativos más extremos sobre el eje discriminante 1 se ubicaron
las muestras frescas. Hacia los valores positivos más extremos se ubicaron todas las
muestras que recibieron tratamientos de deshidratación a aw 0,94 generando una clara
discriminación por grupos de tratamientos.
Sobre el eje discriminante 1 se observó la importancia principalmente de la variable
C1, y en menor medida C2, en la discriminación entre el grupo de muestras tratadas con
soluciones de aw 0,94 y con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97 (que se ubicaron
hacia los valores positivos del espacio) y el grupo de muestras frescas y osmotizadas con
soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 (ubicado hacia los valores negativos más
extremos del espacio discriminante). La variable T23, y en menor medida T22, mostraron el
mayor peso estadístico para discriminar entre el grupo de muestras frescas y las tratadas
con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97. Sobre el eje canónico 2 (que representa una
proporción del 3,5 % de la variabilidad total) las variables C1 y T21 mostraron la mayor
importancia en la discriminación de los grupos lo que permitió aumentar la diferenciación
estadística entre los tratamientos, a excepción de las muestras tratadas con JMAM y
maltosa de aw 0,94 que ocuparon prácticamente el mismo espacio discriminante.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
176
Figura 4.36: Análisis discriminante correspondiente a los tiempos de relajación e
intensidades obtenidos a partir de los ensayos de 1H-RMN de manzanas frescas e
impregnadas con diferentes agentes. () Control I; () Control II; () Control III; ()
glucosa (22,0 %p/p); () trehalosa (34,4 %p/p); () JMAM (42,0 %p/p); () maltosa
(37,3 %p/p); (■) glucosa (38,7 %p/p); (■) trehalosa (48,0 %p/p); (■) JMAM (56,0 %p/p);
(■) maltosa (51,0 %p/p). Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y
trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de
deshidratación con soluciones de JMAM y maltosa de aw 0,97 y 0,94.
El AFD permitió clasificar correctamente los tratamientos en un 91,2% del total de
las muestras de manzana ensayadas (n = 170). Todos los tratamientos recibieron una muy
buena clasificación por parte del análisis discriminante, en todos los casos superior al
71,4%, correspondiente a la clasificación del tratamiento de ósmosis con JMAM 56 % p/p.
En cuanto al orden creciente en el porcentaje de clasificaciones correctas siguieron las
impregnaciones con: JMAM 42 %p/p (81,8%), maltosa 51 %p/p (85,7%), trehalosa 34,4
Eje Canónico 1
C1
21
C2
T22
T23
T21
75,846,8 17,9-10,9-30,8
-45,5
-22,2
0,9
24,2
47,45
Eje
Can
ónic
o 2
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
177
%p/p (94,1%), control III (95,2%) y los controles I y II, glucosa 22 %p/p, maltosa 37,3 %
p/p, glucosa 38,7 %p/p y trehalosa 48 %p/p con el 100%. El AFD desarrollado resultó
altamente eficiente para el tipo de datos obtenidos con los ensayos de RMN de nuestro
trabajo.
Las muestras tratadas mostraron velocidades de relajación más rápidas que la de
los tejidos frescos y se observó la existencia de una dependencia con el tipo de agente
osmótico y el nivel de aw alcanzado en la deshidratación osmótica.
Los procesos osmóticos produjeron distintas poblaciones de agua con diferentes
distribuciones y movilidades. En las manzanas frescas y en las osmotizadas a aw 0,97 con
maltosa y jarabe de maltosa, fueron detectadas tres poblaciones de agua, mientras que en
todas las manzanas de aw 0,94 y en las manzanas tratadas con glucosa y trehalosa a aw
0,97, sólo se evidenciaron dos poblaciones diferentes.
El contenido de sólidos solubles de los tejidos de manzana impregnados con los
distintos solutos podría explicar parcialmente el comportamiento de las poblaciones de
agua, pero influyó además el tipo de agente osmótico utilizado.
4.5 Caracterización micro y ultra estructural de los tejidos de manzana frescos y
de manzana impregnados en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97 y aw
0,94
Tejidos de manzana frescos
Se evaluaron los cambios en la microestructura y la ultraestructura de tejidos
parenquimáticos de manzana fresca y de manzanas deshidratadas osmóticamente mediante
microscopía óptica (MO) y microscopía electrónica de transmisión (MET).
Las microfotografías obtenidas por medio de MO del tejido de manzana fresca
proveniente de todos los lotes empleados en el trabajo se muestran en la figura 4.37.
Las imágenes de los tres lotes empleados a lo largo del trabajo mostraron tejidos
anisotrópicos con células y espacios intercelulares distribuidos en forma heterogénea y
dispuestos en un patrón de arreglo en forma de red. Se observaron espacios intercelulares
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
178
Figura 4.37: Caracteres microestructurales de tejido proveniente de los tres lotes distintos
de manzana fresca empleados en el trabajo de tesis. A) Control I; B) Control II; C) Control
III.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,94; Control
III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de
JMAM y maltosa de aw 0,97y 0,94.
*: espacio intercelular.
*
*
*
* A B
C
*
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
179
con formas y tamaños irregulares, algunos de ellos alargados y equivalentes en tamaño a
tres ó hasta cuatro células. También se observaron pequeños espacios en las zonas de
contacto entre tres células vecinas. Sin embargo, se observaron grandes áreas de contacto
celular. Las células presentaron formas irregulares, redondeadas y en algunos casos
alargadas, con una estructura celular bien definida, de apariencia turgente y paredes
celulares teñidas. Las dimensiones de las células variaron desde 100 m aproximadamente
hasta más de 200 m.
Las paredes celulares se observaron íntegras y con una buena tinción. La alta
presión de turgor obligó al citoplasma a estrecharse firmemente contra las paredes celulares
formando una delgada capa de alta densidad óptica que revistió la superficie celular. El
plasmalema y tonoplasto se exhibieron íntegros, sin interrupciones e íntimamente
asociados con las paredes celulares y el citoplasma parietal. El volumen celular se mostró
dominado por una gran vacuola central que ocupó casi la totalidad del mismo. Esta
descripción del tejido fresco de manzana se corresponde con las reportadas por Reeve
(1953), Khan y Vincent (1990), Martínez y col. (2007), Ceroli (2009) y Nieto y col.
(2013).
No se observaron diferencias microestructurales marcadas entre las muestras de los
diferentes lotes destinados a los distintos tratamientos.
Las observaciones con MET de los tres lotes de manzana fresca pueden visualizarse
en la figura 4.38.
Se logró diferenciar claramente las paredes celulares, constituidas por material
fibrilar densamente empaquetado y con una buena densidad electrónica. El patrón fibrilar
adoptó una trayectoria longitudinal con una disposición paralela a la superficie en algunas
zonas (las micrografias no se muestran) y claramente reticulado en otras. Se observó una
conspicua laminilla media ocupando una banda central y cementando las paredes celulares
de dos células vecinas. El citoplasma se presentó en posición parietal, adyacente a la pared
celular, rodeado por el plasmalema y el tonoplasto, que se mostraron intactos. El espesor
de las paredes en general fue mayor a 500 nm (figuras 4.38 A y B).
En algunos casos en la pared se pudieron distinguir campos de puntuaciones
primarias atravesados por plasmodesmos que ocurrían en forma sucesiva a lo largo de la
pared de contacto entre células adyacentes. Se observaron canales de comunicación
completos entre las células y una tinción densa de la región (figura 4.38 C).
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
180
En la figura 4.38 C no se distinguió el citoplasma adyacente a la pared celular
probablemente porque la técnica de inclusión de los preparados para MET puede generar
una pequeña deshidratación que se manifiesta como una incipiente plasmólisis.
Estas características ultraestructurales de las células de manzanas frescas son similares
a las reportadas por Alzamora y col. (2008), Anino y col. (2006) y Nieto y col. (1998).
Rodriguez y col. (1990) también reportaron imágenes de MET de tejidos de manzana
fresca de la variedad Granny Smith. En el estado de madurez de las muestras utilizadas el
contenido
de sólidos solubles varió entre 12,5 y 14,0 °Brix. En general, las células mostraron una
gran vacuola central rodeada por un citoplasma fino y con el plasmalema y el tonoplasto
muy cercanos. Las paredes celulares presentaron una red de microfibrillas de celulosa bien
definida e inmersa en la matriz péctica. La laminilla media se distinguió claramente. Pero
en algunas células del tejido ya se evidenciaban signos de pérdida de compactación de las
microfibrillas de la pared y degradación de la laminilla media.
Tejidos de manzana inmersos en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,97
En la figura 4.39 (fotomicrografías con MO) se observa la estructura de las células
parenquimáticas de manzana sometida a tratamientos leves de deshidratación osmótica
hasta aw 0,97 con distintos agentes de ósmosis.
Las imágenes obtenidas muestran que el proceso de remoción de agua e incorporación
de azúcares producido por los tratamientos osmóticos afectó la estructura celular de la
manzana.
Se detectó una pequeña contracción del tejido que trajo aparejado una disminución de
los espacios intercelulares y un plegamiento leve de las paredes.
En los tratamientos con soluciones acuosas de glucosa 22,0 %p/p (figura 4.39 A) las
paredes celulares no mostraron cambios significativos aunque se mostraron suavemente
onduladas. Las células se presentaron de formas regulares con arreglos similares a los de la
fruta fresca.
La estructura celular fue afectada por plasmólisis, con el citoplasma retrotraído hacia el
interior de la célula y separado de la pared; en muchas células las membranas colapsaron
pero permanecieron íntegras y en algunos casos se observó la presencia de vesículas. En
algunas células también se observaron discontinuidades en las membranas
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
181
Figura 4.38: Caracteres ultraestructurales de tejido proveniente de tres lotes distintos de
manzana fresca empleados en la tesis. A) Control I; B) Control II; C) Control III.
Control I: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con
soluciones de glucosa y trehalosa de aw 0,97; Control II: lote de manzanas empleado en los
tratamientos de deshidratación con soluciones de glucosa y trehal osa de aw 0,94; Control
III: lote de manzanas empleado en los tratamientos de deshidratación con soluciones de
JMAM y maltosa de aw 0,97y 0,94.
c: citoplasma; lm: laminilla media; p: plasmalema; pc: pared cellular; pl: plasmodesmo; t:
tonoplasto; v: vacuola.
C
BA
v pl
1 m
lm
lm 500nm
v
pl
v pc pc
lm
c
200 nm
t
p
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
182
Figura 4.39: Caracteres microestructurales correspondientes a los tejidos de manzana
tratados en soluciones de ósmosis de aw de 0,97. A) glucosa (22,0 %p/p); B) trehalosa
(34,4 %p/p); C) JMAM (42,0 %p/p); D) maltosa (37,3 %p/p); *: espacio intercelular;
flecha blanca: plasmólisis; flecha negra: membranas discontinuas.
*
*
*
*
A B
*
C D
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
183
Alzamora y col. (1997) experimentaron con matrices de frutilla y kiwi en condiciones
similares de ósmosis. Los tejidos de frutilla impregnados con glucosa sufrieron lisis del
plasmalema y del tonoplasto y la consecuente desorganización del citoplasma. No
observaron ruptura de las paredes celulares. En tejidos de kiwi se produjo una plasmólisis
intensiva con distorsión del plasmalema y observaron ruptura de paredes celulares.
Las células impregnadas en la solución de trehalosa 34,4 %p/p (figura 4.39 B) no
parecieron haber sido afectadas drásticamente durante el tiempo de tratamiento. Se
observaron con forma bastante redondeada, aunque se notó un pequeño encogimiento.
Aumentó el contacto entre células y por ende se redujeron los espacios intercelulares.
La plasmólisis separó la membrana plasmática de la pared celular pero no ocurrió ruptura
de membranas ni de paredes celulares y hacia el centro de la célula se ubicó el citoplasma
con una forma inusualmente redondeada.
Ceroli (2009) realizó deshidrataciones osmóticas con trehalosa en manzanas Granny
Smith. En la experiencia el tejido de la fruta no fue afectado por el tratamiento, mostrando
células de forma redondeada, paredes celulares bien densas y definidas, membranas
intactas y aumento del contacto intercelular y disminución de los espacios intercelulares, a
diferencia de los tejidos impregnados con otro tipo de agentes, como sacarosa y glucosa,
donde se observaron daños más importantes.
En el caso de los tejidos tratados con el agente JMAM 42,0 %p/p (figura 4.39 C) se
produjo una mayor pérdida de la integridad de las membranas, mayor plegamiento de las
paredes celulares y una gran reducción de los espacios intercelulares.
En el proceso de impregnación con el agente osmótico maltosa 37,3 %p/p (figura 4.39
D) muchas células del tejido mantuvieron su integridad pero con una estructura más
colapsada, y en algunos casos, se observó la formación de vesículas en las membranas
plasmáticas, que se exhibieron sin interrupciones y con un grado importante de plasmólisis.
En general, en todos los tratamientos de ósmosis a aw 0,97 el tejido presentó un arreglo
similar al del control pero con células de apariencia más deformadas y un poco encogidas.
Las paredes celulares se observaron continuas, sin mostrar grandes variaciones respecto de
las células de tejidos frescos, pero menos suavizadas. En la mayoría de las células se
produjo plasmólisis, con contracción de las membranas plasmáticas que se separan de las
paredes celulares y se disponen hacia el centro de la célula, lo que demuestra la pérdida de
presión de turgor de las células.
Los tejidos tratados en soluciones de trehalosa 34,4 %p/p, JMAM 42,0 %p/p y maltosa
37,3 %p/p mostraron pequeñas contracciones, lo que reflejaría el menor contenido de
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
184
humedad de equilibrio comparado con el correspondiente a los tratamientos con soluciones
de glucosa 22,0 %p/p. Además los agentes trehalosa y maltosa mostraron efectos de mayor
protección sobre las membranas que la glucosa. Se observaron zonas con puntuaciones más
oscuras sobre las paredes celulares de las frutas tratadas con glucosa, trehalosa y maltosa
correspondientes a las estructuras de plasmodesmos (como se corroborará en MET).
Estas observaciones se encuentran de acuerdo con los resultados de un estudio anterior
(Nieto y col., 2004) donde se demostró que al inicio de un proceso osmótico en una
solución de glucosa con una concentración similar a la utilizada en este trabajo, el tejido de
la manzana colapsó y las paredes celulares se plegaron y deformaron. Pero, al final del
proceso, las células recuperaron su forma original, probablemente debido al proceso de
difusión multicomponente que ocurre durante la ósmosis y por la relajación de las
tensiones estructurales de las paredes celulares de carácter viscoelástico que se encontraban
comprimidas.
Las microfotografías obtenidas con TEM para el tejido impregnado en soluciones de aw
de 0,97 se muestran en la figura 4.40.
En general, las paredes celulares aparecieron teñidas con una buena densidad
electrónica y una notoria laminilla media adhiriendo paredes celulares vecinas.
El examen de los tejidos deshidratados en solución acuosa de glucosa 22,0 %p/p
(figura 40 A) expuso paredes celulares con una buena tinción electrónica, presencia de
laminilla media y una red de microfibrillas y matriz de peptinas muy similar a las
presentadas por las células frescas que no recibieron tratamiento. No se observaron
membranas celulares cercanas a las paredes. Estos resultados son coincidentes con los
reportados por Alzamora y col. (2003), quienes realizaron tratamientos de inmersión de
matrices de manzana Granny Smith en soluciones de glucosa de aw 0,97. Los autores
observaron paredes celulares con cierto grado de desorganización de la red miofibrilar pero
que conservaron una densidad electrónica moderada similar a la de los tejidos frescos.
Las paredes celulares presentaron una alta densidad electrónica, se conservó la
laminilla media, adhiriendo paredes vecinas, y la estructura de los plasmodesmos en las
paredes celulares mostró un aspecto similar a las de las matriz fresca.
Las muestras tratadas con solución de trehalosa (figura 4.40 B y C) presentaron
paredes celulares con una alta densidad electrónica, se conservó la laminilla media, que
adhiere las paredes de las células vecinas, y la estructura de los plasmodesmos mostró un
aspecto similar a las de las matrices frescas.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
185
Figura 4.40: Caracteres ultraestructurales correspondientes a los tejidos de manzana
tratados en soluciones de ósmosis de aw 0,97. A) glucosa (22,0 %p/p); B -C) trehalosa
(34,4 %p/p); D) JMAM (42,0 %p/p); E) maltosa (37,3 %p/p); flecha blanca: plasmólisis;
lm: laminilla media; pl; plasmodesmo; v: vacuola.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
186
En las microfotografías realizadas sobre los tejidos tratados con JMAM 42,0 %p/p
(figura 4.40 D) fue evidente el plegamiento de las paredes celulares que mostraron en
muchas áreas estrías con zonas de alta y baja densidad óptica. En algunas zonas del tejido
no se observó la presencia de la laminilla media. Los plasmodesmos presentes en el tejido
conservaron su estructura característica.
El tratamiento realizado con solución de maltosa 37,3 %p/p (figura 4.40 E) mostró una
densidad electrónica uniforme en la pared celular de los tejidos y presentó una laminilla
media más ancha que los tejidos frescos.
Tejidos de manzana inmersos en soluciones acuosas de ósmosis de aw 0,94
En la figura 4.41 (fotomicrografías con MO) se observa la estructura de las células
parenquimáticas de manzana sometidas a tratamientos de deshidratación osmótica hasta aw
0,94 con distintos agentes de ósmosis.
La reducción desde 0,97 hasta 0,94 en la aw de las soluciones de ósmosis causó efectos
dramáticos en la estructura de las células de manzana. Como resultado del aumento en la
deshidratación, las células no se recuperaron del estrés provocado por la pérdida de agua y
finalmente se redujeron en volumen. Se desarrolló una plasmólisis con contracciones y
ruptura del citoplasma mucho más severa que en tratamientos de deshidratación hasta aw de
0,97.
El tejido de manzana sometido a deshidratación osmótica en solución de glucosa 38,7
%p/p (figura 4.41 A) evidenció cambios importantes en la microestructura en comparación
con el tejido fresco. Las células mostraron formas muy irregulares y de menor tamaño. La
pérdida de agua produjo encogimiento y disminución del volumen celular y por
consiguiente una deformación de las paredes celulares. Se observó una disrupción
generalizada de las membranas.
La microestructura de las manzanas impregnadas con trehalosa 48,0 %p/p (figura 4.41
B) presentó mayores daños que en los tejidos tratados con el mismo agente a menores
niveles de deshidratación, y aunque el citoplasma se mostró plasmolizado y colapsado, las
membranas celulares permanecieron íntegras. Algunas células conservaron su forma
redondead y expusieron grandes áreas de contacto adheridas por las sustancias pécticas. Se
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
187
Figura 4.41: Caracteres microestructurales correspondientes a los tejidos de manzana
tratados en soluciones de ósmosis de aw 0,94. A) glucosa (38,7 %p/p); B) trehalosa (48,0
%p/p); C) JMAM (56,0 %p/p); D) maltosa (51,0 %p/p); *: espacio intercelular; flecha
blanca: plasmólisis; flecha negra: membranas discontinuas.
*
*
A
*
B
**
C D*
*
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
188
observó una disminución en el tamaño de los espacios intercelulares con respecto a los
tejidos frescos.
El tratamiento de deshidratación llevado a cabo en solución de JMAM 56,0 %p/p
(figura 4.41 C) produjo cambios marcados en el tejido de las manzanas. Comparadas con
el tejido fresco y el deshidratado a aw de 0,97, las células se mostraron menos turgentes, de
menor volumen. Los espacios intercelulares se observaron irregulares, de tamaño más
pequeño y con grandes áreas de contacto ente células. Las paredes celulares se presentaron
aparentemente intactas; sin embargo las membranas celulares aparecieron rotas y con una
marcada plasmólisis generalizada.
En las microfotografías del tejido impregnado en soluciones de maltosa 51,0 %p/p
(figura 4.41 D), las células mostraron forma un poco más redondeada que en los otros
tratamientos. Las paredes celulares mantuvieron una buena densidad óptica. El citoplasma
se mostró separado de la pared celular, retraído, con plasmólisis moderada – alta. Se
observaron membranas celulares con ruptura generalizada.
Las figuras 4.42 y 4.43.muestran las microfotografías obtenidas mediante TEM del
tejido de manzana impregnado en soluciones de aw 0,94.
Como puede observarse en las paredes celulares de los tejidos impregnados en
soluciones de glucosa 38,7 %p/p (figura 4.42 A-B), se alteró la organización fibrilar sin
evidenciarse un patrón claramente definido, si bien las mismas mostraron una buena
densidad electrónica. El contorno de las paredes se manifestó sinuoso en algunos casos. Se
observó restos de membranas y citoplasma hacia el interior de las células.
En las células impregnadas en soluciones osmóticas de trehalosa 48,0 %p/p (figura
4.42 C – D) las fibrillas de celulosa aparecieron densamente empaquetadas mostrando una
densidad electrónica alta con patrones entremezclados. La laminilla media mostró un
aumento en su espesor, claramente reforzada con un patrón de densidad electrónica
longitudinal. Estas características distinguieron específicamente los efectos producidos por
este disacárido en las moléculas de pectina de las paredes celulares de la manzana de las
del resto de los agentes de ósmosis.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
189
Figura 4.42: Caracteres ultraestructurales correspondientes a los tejidos de manzana
tratados en soluciones de ósmosis de aw
0,94. A -B) glucosa (38,7 %p/p); C - D) trehalosa
(48,0 %p/p).
500 nm A B
1 m
ml
500 nm C
200 nm D
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
190
Figura 4.43: Caracteres ultraestructurales correspondientes a los tejidos de manzana
tratados en soluciones de ósmosis de aw
0,94: A -B) JMAM (56,0 %p/p); C - D) maltosa
(51,0 %p/p); flecha negra: membranas discontinuas.
500 nm A1 m B
C500 nm
D1 m
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
191
En las muestras deshidratadas en soluciones de JMAM 56 %p/p (figura 4.43 A –B) las
paredes celulares se presentaron con una organización ultraestructural electrónicamente
densa pero de menor intensidad que la de los tejidos impregnados con el resto de los
agentes de ósmosis a aw 0,94. Las paredes exhibieron algunas áreas de distribución
estriadas de las fibrillas de alta y baja densidad electrónica y con bordes ondulados. No se
observó en general la existencia de laminilla media.
Cuando las impregnaciones se realizaron en soluciones de maltosa 51 %p/p (figura
4.43 C –D), se evidenciaron características estructurales similares a las de las muestras
impregnadas en soluciones de maltosa 37,3 %p/p (figura 4.40 E). En las paredes celulares
se observaron microfibrillas densamente empaquetadas y electrónicamente teñidas con
patrones entremezclados. Los tratamientos preservaron la laminilla media, con un patrón
de densidad electrónica principalmente transversal. Los contornos de las paredes también
resultaron más ondulados.
Las muestras deshidratadas hasta alcanzar una aw de 0,97 en el equilibrio exhibieron
pérdida de la presión de turgor en las células con plasmólisis del citoplasma e incluso
ruptura de algunas membranas, y en consecuencia colapso y deformación de las paredes
celulares y en general ligera contracción del tejido. Los tratamientos con soluciones de
trehalosa y maltosa provocaron los efectos de mayor protección sobre la integridad de las
membranas.
En general, en las muestras de aw de equilibrio 0,94 se observó un efecto generalizado
de ruptura de membranas en tejidos tratados con glucosa, JMAM y maltosa, mientras que
en tejidos impregnados con trehalosa se notó colapso de protoplastos y membranas,
aunque muchas de ellas sin rupturas. Las paredes celulares aparecieron teñidas pero
mucho más deformadas y plegadas, con contornos muy sinuosos. Estos efectos resultaron
mucho más pronunciados en los tratamientos de impregnación con trehalosa.
Los disacáridos trehalosa y maltosa presentaron efectos protectores sobre la
integridad de las estructuras biológicas. Las imágenes generadas mediante MO y MET
permitieron evidenciar la posible participación de la trehalosa y la maltosa en la red de
las sustancias pécticas, denotando efectos específicos en las moléculas de pectinas de las
paredes celulares.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
192
En las manzanas frescas y en todos los tratamientos realizados con los dos niveles de
aw, 0,97 y 0,94, los tejidos mostraron adherencia entre las células vecinas y conservaron
al menos parcialmente las estructuras de los plasmodesmos.
4.5.2 Relación entre la estructura, el comportamiento reológico de los
tejidos y la movilidad del agua.
Ensayos reológicos a altas deformaciones
Los tejidos tratados mediante deshidratación osmótica se volvieron más blandos y
menos rígidos, disminuyendo el esfuerzo de ruptura y aumentando la resistencia a la
deformación. Estos cambios dependieron del tipo de soluto utilizado en la ósmosis y el
nivel de aw alcanzado. En general, para un dado soluto, el esfuerzo real aumentó y la
deformabilidad hasta el punto de ruptura disminuyó cuando la aw varió de 0,97 a 0,94. En
el nivel de aw 0,94, luego de una pequeña primera parte lineal de la curva de esfuerzo vs.
deformabilidad, los tejidos deshidratados adquirieron un comportamiento no lineal y el
esfuerzo aumentó más rápidamente con la deformación aplicada al tejido.
Los numerosos cambios estructurales detectados explicarían el impacto
significativo en el comportamiento de compresión. La mecánica de los tejidos
deshidratados osmóticamente puede ser explicada, en parte, por la pérdida de turgor. De
hecho, los tejidos frescos que contienen células turgentes son crujientes y se caracterizan
por una mayor rigidez (>Ed) y menor resistencia a la deformación (<εRR) que los tejidos
formados por células con baja presión de turgor. Se ha reportado además que los tejidos
turgentes exhiben valores de trabajos de fractura menores que los tejidos no turgentes
(Waldron et al., 2003). En este estudio, sin embargo, los valores de W no mostraron
ninguna tendencia definida, probablemente debido a la complejidad del fenómeno
involucrado en la respuesta mecánica.
Además de la pérdida de turgor, en los tejidos tratados se produce un
ablandamiento (<σRR) como resultado del debilitamiento de la adhesión intracelular, la
reorientación de las fibrillas de celulosa y el plegado de las paredes celulares como así
también por la potencial degradación y/o solubilización de biopolímeros que componen la
pared celular. Cabría esperar que el refuerzo de la laminilla media pudiera ser la causa del
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
193
aumento de los valores de σRR y Ed en los tejidos impregnados con maltosa; sin embargo,
en los tejidos impregnados con trehalosa, se observó la laminilla media con una densidad
electrónica alta pero no aumentó la firmeza de los mismos. La concentración de sólidos
más alta y el mayor colapso de los tejidos que presentaron las muestras tratadas a aw 0,94
en comparación con las tratadas a aw 0,97 podría explicar el aumento de los valores de σRR
y la disminución de los valores de εRR.
La fractura en el tejido de la manzana involucra la separación de las células que lo
componen o la ruptura de las mismas (o la combinación de ambos fenómenos),
dependiendo si las paredes celulares son más fuertes que las fuerzas que mantienen a las
células unidas o si las fuerzas de unión entre células vecinas son más fuertes que la de las
paredes celulares respectivamente (Waldron et al., 2003; Lillford, 2001). En la fruta
osmotizada, la adhesión intercelular, aunque más reducida, se mantendría debido a la
integridad de los plasmodesmos, y también a la presencia de la laminilla media en algunos
casos (por ej. los tejidos impregnados con trehalosa). Por lo tanto la fractura en el tejido de
las manzanas tratadas involucraría la ruptura de las paredes celulares o al menos
mecanismos combinados, de ruptura de paredes y separación célula-célula.
Ensayos oscilatorios dinámicos (Espectros dinámicos)
Los valores mayores de la pendiente, m, de log G´ versus log ω de los tejidos
tratados comparados con los valores de los tejidos frescos evidenciaron un debilitamiento
de la red estructural provocada por la ósmosis. Sin embargo, los valores de G’ no
permitieron distinguir diferencias significativas entre los distintos tratamientos, ni en el
tipo de soluto ni en su concentración.
El comportamiento elástico (G’) de los tejidos de la fruta se ha atribuido a la
celulosa de las paredes celulares (que proporciona rigidez y resistencia a la ruptura), al aire
ocluido en la matriz de la fruta y a la presión de turgor (que junto con la pared celular
genera la rigidez de los tejidos y el soporte para el mantenimiento celular y la forma de
tejido) (Pitt, 1992; Alzamora et al., 2008; Carpita and Gibaud, 1993). El principal factor
responsable de la disminución del valor de G’ sería la pérdida de turgor, la reducción de los
espacios intercelulares y el intercambio aire – líquido durante el proceso de ósmosis.
Ensayos rotatorios (Fluencia – Recuperación)
Los tratamientos osmóticos originaron cambios menores en la contribución de cada
tipo de capacitancia a la capacitancia total. Todas las muestras exhibieron una deformación
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
194
plástica que permaneció irrecuperable luego de aplicar el ensayo de fluencia/recuperación.
Los valores de plasticidad (definida como la relación entre la deformación permanente t/η0
a la deformación total alcanzada a los 100 s) de las manzanas tratadas fueron similares a
los de las muestras sin tratar.
De acuerdo a Jackman y Stanley (1995b), la capacitancia elástica instantánea J0
estaría relacionada con la combinación de presión de turgor y la fuerza de la pared celular
primaria, gobernada por la celulosa; las capacitancias J1 y J2 serían atribuibles a los
cambios dependientes del tiempo de las pectinas y las hemicelulosas respectivamente, y la
viscosidad en el estado estacionario estaría relacionada a la fluidez de la pared celular
derivada de la exósmosis y/o la solubilización y degradación de los polímeros y /o la
menor capacidad de sorción del agua debida a los tratamientos. Los valores de J0
(influenciados por los mismos componentes estructurales que G’) disminuyeron debido a la
pérdida de turgor y también probablemente a la reorientación de las microfibrillas; las
capacitancias J1 yJ2 aumentaron debido al plegamiento y colapso de las paredes celulares.
La fluidez de las paredes celulares aumentó producto de la exósmosis (como también lo
indican los estudios de movilidad molecular) y/o la solubilización y degradación de las
macromoléculas de las paredes.
La mayor degradación de las paredes celulares de los tejidos de aw 0,94
impregnados con glucosa explicaría el incremento de las capacitancias y la fluidez cuando
la aw se redujo de 0,97 a 0,94. En el caso de los tejidos impregnados con trehalosa, la
reducción de aw resultó en menor J1, mayor Jo y 1/ η0 y similar J2; estas diferencias en la
respuesta, aunque no significativas, se deberían a la pared celular, notoria y anormalmente
teñida, de dichas muestras.
Movilidad molecular del agua
La relajación transversal de los protones del agua en los tejidos de manzana fresca
se ajustó a un comportamiento triexponencial.
Los tonoplastos y las membranas del plasmalema en estado íntegro constituyeron
importantes barreras para el transporte del agua y los tres componentes del ajuste
exponencial caracterizarían al agua localizada en diferentes compartimentos subcelulares
(Raffo et al., 2005; Snaar and Van As, 1992; Hills and Remigereau, 1997; Vicente et al.,
2012). Los tiempos de relajación más cortos T21 podrían distinguir el agua asociada a las
paredes celulares, que podría resultar del efecto del intercambio químico rápido de los
protones del agua y de los protones de los oxidrilos de los polisacáridos que forman parte
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
195
de las paredes celulares (pectinas, celulosas y hemicelulosas). Los tiempos de relajación
intermedios T22 serían atribuidos al agua que se encuentra en el citoplasma de las células y
estarían gobernados por el intercambio químico entre los protones del agua y los de las
proteínas del citoesqueleto y las enzimas y la alta viscosidad del citosol. Los tiempos de
relajación más altos T23 estarían asignados al agua localizada dentro de la vacuola,
derivada del intercambio químico con los azúcares y otros componentes de bajo peso
molecular.
Se encontraron diferencias significativas en los parámetros de relajación entre las
muestras frescas, en algunos casos llegaron a ser superiores al 30 %, probablemente debido
a las pequeñas diferencias en el contenido de agua y madurez de las frutas.
Cuando el proceso osmótico redujo la aw a 0,97, los valores de los tiempos de
relajación intrínsecos de los protones dentro de las células se reducirían por el aumento en
el intercambio químico debido a la acumulación de azúcares solubles entre las paredes
celulares y el citoplasma plasmolizado y las vacuolas y la pérdida de agua de las vacuolas
(en los casos en que las membranas celulares no se encontraban rotas) o dentro de las
células enteras (en los casos en que las membranas celulares se encontraban rotas).
Además, estos valores de tiempos de relajación intrínsecos podrían promediarse debido a la
difusión molecular a través de los gradientes de campo que estaría facilitada por el
aumento en la permeabilidad de las membranas y por la reducción de las dimensiones del
citoplasma y las vacuolas. En las muestras de manzana tratadas con niveles de aw de 0,97
se observó una relajación bi – exponencial (en los sistemas de glucosa y trehalosa) o una
relajación tri – exponencial (en los sistemas con JMAM y maltosa) que dependería de las
interacciones del coeficiente de difusión, la morfología del tejido y la tasa de relajación.
Los valores de los tiempos T23 y T22 estarían asociados con el agua intracelular mientras
que los de T21 (similares a los del tejido fresco) estarían asociados al agua extracelular de la
pared de la célula.
Inesperadamente, cuando el tratamiento redujo el nivel de aw de 0,97 a 0,94, los
valores de T22 mostraron un pequeño aumento, cualesquiera fuera el soluto utilizado en la
ósmosis. La liberación del agua retenida en las capas de hidratación de las membranas, que
sufrieron un colapso o rotura importante y con una consecuente reducción en la superficie
disponible para el hinchamiento luego del tratamiento osmótico, contrarrestaría la gran
cantidad de azúcares, la disminución en el contenido de humedad y la difusión del agua por
el encogimiento en los volúmenes de los tejidos colapsados en niveles de aw 0,94.
RReessuullttaaddooss yy ddiissccuussiióónn
196
Las medias de los valores de T21 y T22 fueron significativamente afectadas por la
naturaleza del soluto utilizado en la ósmosis: para cualquier aw los valores de T2i se
ubicaron en el orden glucosa >trehalosa>JMAM > maltosa.
El contenido de sólidos solubles de los tejidos de manzana impregnados con los
diferentes solutos podría explicar parcialmente este comportamiento, pero también se
debería considerar el tipo de azúcar y su interacción con el agua. Por ejemplo, las muestras
de manzana tratadas con soluciones de JMAM (56,0 %p/p) tienen un menor contenido de
sólidos pero también una menor interacción con el agua que las muestras tratadas en
soluciones de maltosa (51,0 %p/p). Las moléculas de agua de menor movilidad que se
encontraban en las paredes celulares exhibieron tiempos de relajación muy similares a los
de las muestras de manzanas frescas. Es importante remarcar que los valores bajos de T21
obtenidos de los tratamientos con soluciones de trehalosa (48,0 %p/p) y maltosa (37,3
%p/p y 51,0 %p/p) están de acuerdo con la notoria interacción que existe entre los azúcares
y las sustancias pécticas de las paredes celulares.
Al comparar los valores de amplitud relativa C1, C2 y C3 de las muestras
osmotizadas con los de las muestras frescas se estimaría que algunas moléculas de agua se
“movieron” desde una población con movilidad alta e intermedia del interior de la célula
hacia una población de menor movilidad localizada en las paredes celulares, y que el agua
removida procedería principalmente de las vacuolas y citoplasmas. La primera posibilidad
se justificaría por la alta fluidez (1/η0) que mostraron los ensayos de fluencia-recuperación
de las manzanas tratadas (principalmente con JMAM y maltosa), mientras que la segunda
posibilidad estaría avalada por las contracciones de los citoplasmas, principalmente en
procesos de aw0,94.
5. CONCLUSIONES
CCoonncclluussiioonneess
198
Las muestras impregnadas en soluciones azucaradas de mayor concentración
presentaron mayor remoción de agua y ganancia de sólidos que las impregnadas en
soluciones de menor concentración.
El contenido de agua, presente tanto en cantidades altas o intermedias, y las
interacciones con la estructura de la matriz, influencian fuertemente a la mayoría de las
propiedades del tejido.
Los tejidos de manzana sometidos a los procesos de deshidratación osmótica
sufrieron cambios estructurales que afectaron sus propiedades reológicas.
Las muestras de manzana deshidratadas osmóticamente se mostraron más blandas y
deformables que las manzanas frescas y perdieron dureza y su estado crujiente.
La deshidratación osmótica en las muestras de manzana inmersas en soluciones de
azúcares de aw de 0,97 provocó cambios abruptos en las propiedades de compresión,
mientras que los tratamientos de reducción de la aw, hasta 0,94, más drásticos, indujeron
cambios menores que mantuvieron las propiedades mecánicas más similares a las del tejido
fresco. Este comportamiento podría ser explicado por la compactación del tejido debido a
la pérdida de agua y ganancia de sólidos resultantes de la deshidratación osmótica.
La disminución del esfuerzo en el punto de ruptura RR resultó considerablemente
menor en las muestras deshidratadas a aw 0,94. También resultó menor la deformabilidad
en el punto de ruptura RR
(excepto por los tejidos impregnados con la solución de maltosa).
La naturaleza del azúcar empleado afectó el comportamiento de compresión de las
muestras.
En las muestras deshidratadas hasta niveles de aw 0,97 en soluciones de trehalosa se
observó una mayor deformabilidad que aquellas impregnadas con otros agentes.
Todas las muestras exhibieron un comportamiento de sólido elástico, ya que G’
resultó ser mayor que G’’ para todo el rango de frecuencia.
Los módulos G’ y G’’ mostraron una ligera dependencia con la frecuencia angular.
Para las muestras tratadas se observó un aumento en la pendiente (m) de la regresión lineal
del log G’ vs log ( con respecto a los controles frescos. La dependencia de G’’ con la
frecuencia resultó ser más compleja. Las curvas de G’’ vs mostraron una pendiente
CCoonncclluussiioonneess
199
ligeramente negativa (cercana a un plateau) hasta frecuencias de 1 s-1
y una pendiente
positiva a frecuencias más altas.
Los espectros de los módulos de G’ y G’’ generados en los ensayos oscilatorios
indicaron un comportamiento de gel más débil en todas las manzanas que recibieron
tratamientos de ósmosis, lo que indica una pérdida de la elasticidad del tejido. La
disminución en los valores de G’ podría estar relacionada con la disminución de la presión
de turgor y de los espacios intercelulares, provocada por los tratamientos.
Los tratamientos de impregnación causaron cambios significativos en la curva de
fluencia y en la curva de recuperación.
El modelo mecánico planteado predijo correctamente la respuesta del ensayo de
fluencia.
El valor de la capacitancia instantánea, J0, resulto ser aproximadamente entre tres a
cuatro veces mayor que los valores de J1 y J2, por lo tanto las capacitancias viscoelásticas
de retardo tuvieron una mayor elasticidad que el elemento instantáneo
La deshidratación provocó un aumento de las capacitancias J0, J1 y J2 y por lo tanto
una disminución en los respectivos módulos elásticos Ei (= 1/Ji).
La capacitancia viscosa del estado estacionario (1/N) reveló un significativo
aumento para las muestras tratadas, aproximadamente 4 – 14 veces del valor del tejido
fresco.
No se evidenciaron cambios significativos en los tiempos de retardo 1 ni 2 por la
aplicación de los tratamientos. En todos los casos la magnitud del valor de 1 mantuvo un
orden de diferencia mayor que el valor de 2.
El análisis de fluencia no resultó lo suficientemente sensitivo para discriminar
diferencias físicas entre los distintos tratamientos osmóticos aplicados.
A causa del proceso de ósmosis se vio afectada la presión de turgor y la fuerza de la
pared celular de las muestras tratadas. Estos cambios se reflejaron en las propiedades
elásticas instantáneas, las viscoelásticas y las de flujo viscoso en estado estacionario que se
determinaron a partir del modelo matemático empleado.
CCoonncclluussiioonneess
200
La relajación de los protones del agua en un sistema heterogéneo complejo, como
es el caso de tejidos vegetales, exhibió un comportamiento bi y triexponencial, en el cual
cada componente pudo interpretarse como representante de poblaciones de agua de
diferente movilidad.
Fue posible distinguir una fuerte disminución en la movilidad del agua debido al
descenso de humedad en el tejido y a algunas alteraciones celulares derivadas del proceso
de deshidratación osmótica.
Mediante los ensayos de 1H-RMN se logró determinar que los distintos niveles de
aw alcanzados, por la pérdida de agua, y la naturaleza de los azúcares empleados durante el
tratamiento de ósmosis, afectaron significativamente el estado y la distribución del agua en
los tejidos de manzana.
Las impregnaciones realizadas con el agente trehalosa mostraron efectos de
protección sobre la integridad de las membranas plasmáticas y de asociación del azúcar
con las paredes celulares de las muestras de manzana.
El presente trabajo de tesis pretende contribuir a la elección de las mejores
condiciones en el desarrollo del proceso de deshidratación osmótica, como tratamiento de
conservación o pretratamiento, para ser aplicado en matrices de origen vegetal.
BBiibblliiooggrraaffííaa
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7. ANEXO
____________________________________ AAnneexxoo
1
Propiedades reológicas del tejido de manzana a altas deformaciones
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Control I 1 0,34 0,26 2,2 46
2 0,34 0,22 2,7 41
3 0,27 0,25 1,7 54
4 0,27 0,23 1,6 40
5 0,29 0,25 1,9 35
6 0,34 0,24 2,1 40
7 0,32 0,24 2,0 49
8 0,35 0,27 1,4 44
9 0,33 0,27 1,3 41
10 0,28 0,24 1,8 41
11 0,34 0,22 1,8 37
12 0,39 0,30 1,4 36
13 0,35 0,27 1,3 55
14 0,34 0,29 1,3 48
15 0,37 0,25 1,7 51
16 0,32 0,23 1,7 45
17 0,33 0,25 1,7 37
18 0,37 0,24 1,8 41
19 0,33 0,35 0,8 44
20 0,36 0,28 1,3 57
21 0,28 0,27 1,1 46
22 0,39 0,29 1,1 34
23 0,44 0,28 1,7 56
24 0,32 0,25 1,6 61
25 0,33 0,31 1,1 40
26 0,28 0,22 1,4 53
27 0,38 0,27 1,8 31
28 0,29 0,25 2,0 51
29 0,38 0,27 2,0 33
30 0,35 0,21 2,4 55
____________________________________ AAnneexxoo
2
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Control II 1 0,33 0,18 2,6 32
2 0,39 0,22 2,2 31
3 0,36 0,22 2,0 40
4 0,33 0,19 2,4 34
5 0,39 0,20 2,2 40
6 0,28 0,17 1,9 36
7 0,37 0,21 2,3 41
8 0,37 0,24 1,7 47
9 0,34 0,22 2,5 50
10 0,34 0,18 2,2 56
11 0,33 0,19 2,1 49
12 0,31 0,22 1,7 44
13 0,32 0,17 1,9 29
14 0,32 0,18 2,3 33
15 0,32 0,17 2,0 29
16 0,34 0,19 2,3 46
17 0,32 0,20 1,7 31
18 0,35 0,19 2,3 33
19 0,30 0,24 2,5 29
20 0,31 0,22 1,5 33
21 0,28 0,20 1,5 33
22 0,36 0,20 2,2 36
23 0,37 0,20 2,1 39
24 0,35 0,20 1,9 36
25 0,34 0,21 1,7 37
26 0,30 0,21 1,8 35
27 0,40 0,20 2,4 45
28 0,31 0,21 1,8 36
29 0,37 0,20 2,4 37
30 0,37 0,20 2,2 38
31 0,40 0,21 2,5 44
____________________________________ AAnneexxoo
3
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Control III 1 0,37 0,22 2,0 43
2 0,37 0,20 2,2 38
3 0,32 0,19 2,0 34
4 0,35 0,16 2,5 28
5 0,32 0,21 2,2 32
6 0,40 0,20 2,4 39
7 0,35 0,21 2,0 37
8 0,30 0,18 2,0 28
9 0,32 0,20 1,9 35
10 0,36 0,17 2,6 31
11 0,41 0,19 2,7 40
12 0,41 0,20 2,4 42
13 0,39 0,20 2,4 41
14 0,36 0,20 2,1 38
15 0,39 0,18 2,6 37
16 0,39 0,20 2,2 39
17 0,33 0,19 2,3 36
18 0,38 0,19 2,3 38
19 0,35 0,17 2,5 31
20 0,35 0,19 2,0 33
21 0,34 0,22 1,8 39
22 0,36 0,20 2,4 42
23 0,33 0,15 2,1 30
24 0,37 0,17 2,8 32
25 0,29 0,18 1,9 27
26 0,47 0,20 2,9 51
27 0,41 0,22 2,4 46
28 0,34 0,17 2,2 26
29 0,28 0,21 2,0 37
30 0,34 0,20 1,9 34
31 0,31 0,17 1,9 32
____________________________________ AAnneexxoo
4
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Glucosa (22,0 %p/p) 1 0,12 0,71 0,06 37
2 0,14 0,71 0,07 42
3 0,09 0,88 0,04 36
4 0,14 0,83 0,05 47
5 0,10 0,81 0,04 38
6 0,09 0,77 0,04 31
7 0,08 0,73 0,05 30
8 0,12 0,90 0,04 43
9 0,09 0,76 0,04 31
10 0,09 0,80 0,03 29
11 0,09 0,77 0,04 32
12 0,12 0,74 0,07 39
13 0,14 0,80 0,05 45
14 0,12 0,68 0,06 35
15 0,13 0,86 0,04 47
16 0,12 0,83 0,04 41
17 0,11 0,74 0,04 34
18 0,10 0,76 0,04 30
19 0,10 0,82 0,04 35
20 0,13 0,90 0,04 48
21 0,11 0,89 0,04 41
22 0,11 0,80 0,05 38
23 0,13 0,85 0,04 42
24 0,15 0,78 0,05 47
25 0,14 0,80 0,04 42
26 0,10 0,76 0,05 33
27 0,12 0,68 0,07 36
28 0,08 0,90 0,03 28
29 0,14 0,85 0,04 49
30 0,11 0,65 0,08 35
31 0,08 0,80 0,04 34
____________________________________ AAnneexxoo
5
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Trehalosa (34,4 %p/p) 1 0,10 1,06 0,02 35
2 0,13 0,94 0,02 45
3 0,13 1,06 0,02 42
4 0,13 0,95 0,03 43
5 0,10 0,98 0,02 33
6 0,10 1,05 0,02 33
7 0,14 1,10 0,02 42
8 0,10 0,95 0,01 30
9 0,12 1,13 0,01 41
10 0,12 0,95 0,01 29
11 0,21 0,94 0,02 49
12 0,14 0,90 0,01 33
13 0,09 1,00 0,01 31
14 0,11 1,12 0,02 39
15 0,11 1,10 0,01 36
16 0,17 0,78 0,02 38
17 0,11 1,16 0,02 40
18 0,14 1,06 0,01 38
19 0,11 1,00 0,01 31
20 0,11 0,94 0,01 32
21 0,13 1,06 0,01 40
22 0,14 0,93 0,02 40
23 0,23 0,73 0,02 42
24 0,11 0,98 0,01 30
25 0,11 1,00 0,01 31
26 0,13 1,07 0,01 45
27 0,13 1,05 0,02 34
28 0,12 0,98 0,02 44
29 0,11 1,02 0,02 36
30 0,16 0,99 0,01 35
31 0,15 1,00 0,01 33
32 0,13 0,91 0,02 38
____________________________________ AAnneexxoo
6
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
JMAM (42,0 %p/p) 1 0,10 0,69 0,05 25
2 0,07 0,65 0,06 20
3 0,12 0,67 0,04 26
4 0,08 0,66 0,05 22
5 0,08 0,71 0,04 22
6 0,06 0,65 0,04 16
7 0,08 1,00 0,03 16
8 0,14 0,72 0,05 35
9 0,09 0,66 0,05 23
10 0,08 0,73 0,04 23
11 0,09 0,76 0,04 26
12 0,08 0,76 0,04 27
13 0,07 0,81 0,03 22
14 0,13 0,80 0,04 38
15 0,12 0,70 0,05 29
16 0,13 0,84 0,03 34
17 0,07 0,66 0,05 19
18 0,12 0,77 0,03 23
19 0,09 0,79 0,02 25
20 0,10 0,72 0,04 26
21 0,10 0,78 0,03 25
22 0,13 0,84 0,03 33
23 0,14 0,90 0,03 41
24 0,12 0,84 0,03 35
25 0,12 0,80 0,03 25
26 0,07 0,72 0,03 14
27 0,03 0,79 0,04 26
28 0,07 0,70 0,04 20
____________________________________ AAnneexxoo
7
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Maltosa (37,3 %p/p) 1 0,17 0,55 0,09 30
2 0,16 0,55 0,05 21
3 0,13 0,64 0,06 24
4 0,08 0,59 0,06 30
5 0,22 0,63 0,07 36
6 0,16 0,55 0,05 21
7 0,11 0,65 0,03 21
8 0,13 0,74 0,04 31
9 0,14 0,64 0,04 25
10 0,14 0,52 0,07 22
11 0,23 0,60 0,06 34
12 0,18 0,54 0,06 24
13 0,13 0,54 0,08 23
14 0,21 0,63 0,05 36
15 0,14 0,47 0,15 27
16 0,20 0,66 0,05 35
17 0,16 0,66 0,04 29
18 0,16 0,64 0,05 28
19 0,22 0,70 0,05 41
20 0,16 0,61 0,05 26
21 0,19 0,72 0,03 37
22 0,15 0,60 0,05 25
23 0,13 0,60 0,05 24
24 0,16 0,57 0,07 26
25 0,20 0,57 0,09 31
26 0,19 0,57 0,07 29
27 0,19 0,60 0,07 31
28 0,16 0,63 0,08 35
29 0,29 0,72 0,06 55
30 0,14 0,52 0,09 24
31 0,27 0,62 0,07 43
32 0,15 0,66 0,04 31
____________________________________ AAnneexxoo
8
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Glucosa (38,7 %p/p) 1 0,21 0,69 0,02 50
2 0,20 0,66 0,04 42
3 0,17 0,74 0,04 38
4 0,20 0,75 0,05 37
5 0,23 0,84 0,06 34
6 0,24 0,63 0,03 42
7 0,19 0,69 0,03 50
8 0,23 0,81 0,04 35
9 0,25 0,57 0,03 45
10 0,14 0,71 0,03 30
11 0,31 0,57 0,06 40
12 0,21 0,58 0,06 29
13 0,21 0,59 0,03 40
14 0,20 0,60 0,11 41
15 0,16 0,61 0,07 29
16 0,26 0,64 0,07 45
17 0,23 0,63 0,07 47
18 0,20 0,66 0,06 31
19 0,24 0,72 0,04 50
20 0,26 0,74 0,07 39
21 0,28 0,54 0,05 46
22 0,21 0,57 0,09 42
23 0,25 0,58 0,04 35
24 0,31 0,59 0,04 51
25 0,24 0,59 0,08 54
26 0,24 0,60 0,05 49
27 0,23 0,61 0,06 34
28 0,25 0,63 0,08 43
29 0,32 0,68 0,06 36
30 0,22 0,70 0,04 41
____________________________________ AAnneexxoo
9
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Trehalosa (48,0 %p/p) 1 0,18 0,92 0,02 38
2 0,13 0,82 0,03 49
3 0,18 0,79 0,03 42
4 0,08 0,84 0,03 60
5 0,24 0,86 0,02 56
6 0,18 0,83 0,02 60
7 0,07 0,64 0,02 59
8 0,30 0,63 0,06 32
9 0,23 0,63 0,08 16
10 0,37 0,47 0,14 41
11 0,20 0,81 0,04 42
12 0,23 0,79 0,03 40
13 0,24 0,71 0,04 40
14 0,20 0,86 0,02 36
15 0,16 0,99 0,02 45
16 0,22 0,79 0,03 30
17 0,20 0,84 0,03 45
18 0,39 0,79 0,02 52
19 0,18 0,87 0,03 48
20 0,23 0,93 0,03 57
21 0,27 0,72 0,03 46
22 0,24 0,83 0,02 44
23 0,20 0,89 0,02 39
24 0,17 0,69 0,05 39
25 0,18 0,84 0,03 22
26 0,33 0,91 0,02 14
27 0,27 0,79 0,03 25
28 0,40 0,72 0,03 36
29 0,37 0,63 0,07 71
30 0,45 0,75 0,03 38
31 0,28 0,84 0,02 18
32 0,14 0,88 0,03 15
33 0,29 0,81 0,02 15
34 0,13 0,92 0,06 13
____________________________________ AAnneexxoo
10
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
JMAM (56,0 %p/p) 1 0,18 0,75 0,03 30
2 0,16 0,72 0,02 25
3 0,16 0,70 0,03 26
4 0,14 0,83 0,02 26
5 0,17 0,75 0,03 30
6 0,17 0,95 0,02 37
7 0,17 0,85 0,02 31
8 0,20 0,70 0,03 29
9 0,17 0,79 0,02 30
10 0,18 0,75 0,02 29
11 0,11 0,74 0,03 22
12 0,21 0,65 0,05 31
13 0,16 0,70 0,04 31
14 0,14 0,57 0,05 20
15 0,18 0,63 0,06 29
16 0,14 0,59 0,06 24
17 0,21 0,64 0,06 32
18 0,24 0,61 0,06 30
19 0,14 0,57 0,06 23
20 0,15 0,63 0,05 21
21 0,18 0,63 0,06 29
22 0,16 0,61 0,05 24
23 0,22 0,72 0,04 36
24 0,18 0,71 0,04 32
25 0,20 0,75 0,03 32
26 0,21 0,62 0,03 29
27 0,20 0,61 0,05 24
____________________________________ AAnneexxoo
11
Muestra σRR (MPa) εR
R Ed (MPa) W (MJ/m
3)
Maltosa (51,0 %p/p) 1 0,34 0,64 0,03 36
2 0,28 0,75 0,02 37
3 0,22 0,89 0,01 16
4 0,25 0,80 0,01 22
5 0,26 0,80 0,02 26
6 0,22 0,89 0,01 13
7 0,22 0,93 0,01 13
8 0,24 0,77 0,03 35
9 0,25 0,76 0,02 29
10 0,22 0,75 0,01 26
11 0,24 0,83 0,02 22
12 0,37 0,60 0,04 37
13 0,24 0,75 0,02 29
14 0,27 0,99 0,03 10
15 0,34 0,66 0,01 37
16 0,25 0,84 0,01 20
17 0,29 0,77 0,02 33
18 0,22 0,88 0,02 15
19 0,25 0,78 0,01 32
20 0,23 0,75 0,02 32
21 0,26 0,83 0,02 18
22 0,22 0,89 0,01 15
23 0,23 0,81 0,01 20
24 0,29 0,90 0,01 15
25 0,30 0,72 0,01 33
26 0,26 0,85 0,01 17
27 0,17 0,98 0,01 10
28 0,35 0,81 0,01 26
29 0,16 1,07 0,01 8
30 0,23 0,92 0,01 14
____________________________________ AAnneexxoo
12
Propiedades viscoelásticas del tejido de manzana a bajas deformaciones
Ensayos oscilatorios
Muestra m k
Control I 1 0,055 5,40
2 0,061 5,41
3 0,065 5,23
4 0,068 5,33
5 0,068 5,19
6 0,063 5,34
7 0,068 5,39
8 0,077 5,45
9 0,070 5,42
10 0,072 5,39
11 0,074 5,46
12 0,076 5,41
13 0,065 5,17
14 0,067 5,39
Muestra m k
Control II 1 0,076 5,34
2 0,063 5,56
3 0,083 5,44
4 0,062 5,29
5 0,042 5,52
6 0,068 5,24
7 0,080 5,54
8 0,065 5,19
9 0,074 5,41
10 0,059 5,25
11 0,064 5,25
12 0,073 5,35
____________________________________ AAnneexxoo
13
Muestra m k
Control III 1 0,058 5,54
2 0,069 5,45
3 0,067 5,44
4 0,056 5,45
5 0,063 5,49
6 0,059 5,35
Muestra m k
Glucosa (22,0 %p/p) 1 0,068 4,70
2 0,071 4,65
3 0,080 4,49
4 0,075 4,63
5 0,072 4,58
6 0,073 4,59
7 0,075 4,65
8 0,071 4,67
9 0,069 4,67
10 0,077 4,53
11 0,072 4,77
12 0,067 4,58
Muestra m k
Trehalosa (34,4 %p/p) 1 0,079 4,48
2 0,086 4,49
3 0,073 4,57
4 0,078 4,49
5 0,087 4,52
6 0,085 4,57
7 0,083 4,54
8 0,086 4,50
9 0,080 4,59
10 0,084 4,56
11 0,090 4,57
____________________________________ AAnneexxoo
14
Muestra m k
JMAM (42,0 %p/p) 1 0,071 4,51
2 0,075 4,43
3 0,076 4,45
4 0,065 4,40
5 0,065 4,44
6 0,071 4,47
Muestra m k
Maltosa (37,3 %p/p) 1 0,070 4,47
2 0,065 4,44
3 0,066 4,50
4 0,069 4,47
5 0,068 4,38
6 0,072 4,43
Muestra m k
Glucosa (38,7 %p/p) 1 0,069 4,45
2 0,065 4,51
3 0,074 4,65
4 0,069 4,50
5 0,072 4,44
6 0,064 4,51
7 0,064 4,52
8 0,071 4,65
9 0,066 4,52
10 0,077 4,50
11 0,071 4,52
12 0,065 4,47
____________________________________ AAnneexxoo
15
Muestra m k
Trehalosa (48,0 %p/p) 1 0,080 4,57
2 0,079 4,38
3 0,081 4,45
4 0,075 4,36
5 0,066 4,41
6 0,094 4,45
7 0,084 4,33
8 0,082 4,37
9 0,081 4,56
10 0,092 4,43
11 0,086 4,38
12 0,079 4,34
Muestra m k
JMAM (56,0 %p/p) 1 0,085 4,61
2 0,084 4,72
3 0,078 4,66
4 0,088 4,67
5 0,079 4,58
6 0,086 4,66
Muestra m k
Maltosa (51,0 %p/p) 1 0,068 4,35
2 0,075 4,48
3 0,070 4,29
4 0,069 4,44
5 0,070 4,46
6 0,077 4,55
____________________________________ AAnneexxoo
16
Ensayos rotatorios
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Control I 1 2 5 2,4 31 3 4
2 2 4 2,1 33 4 10
3 2 5 2,8 40 4 5
4 2 3 2,4 48 4 7
5 2 3 2,2 47 5 7
6 2 3 2,0 32 3 8
7 2 3 2,5 45 4 5
8 2 3 1,7 23 2 5
9 2 6 2,3 13 2 3
10 2 4 2,8 26 3 4
11 2 3 1,7 12 1 4
12 2 5 2,4 38 3 6
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Control II 1 4 2 1,2 19 3 2
2 3 2 0,6 29 3 6
3 3 1 0,6 12 1 5
4 3 3 1,3 47 4 9 x109
5 4 2 1,0 74 6 12
6 5 2 1,0 54 4 8,9 x1018
7 3 2 0,8 33 3 41
8 4 5 1,2 75 3 3
9 2 3 0,8 60 4 7
10 2 1 0,6 9 1 8,2 x103
11 3 1 0,6 14 1 5
12 2 3 0,7 41 2 5
____________________________________ AAnneexxoo
17
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Control III 1 3,2 1,1 0,7 25 2 8,2
2 3,3 0,9 0,6 22 3 13,0
3 3,4 0,8 0,5 23 3 8,5
4 2,8 1,0 0,6 18 2 13,1
5 4,1 1,5 0,7 25 2 9,6
6 2,5 1,0 0,6 22 2 7,2
7 2,6 1,3 0,6 41 3 12,1
8 3,1 1,5 0,9 66 5 17,8
9 3,7 1,4 0,8 21 2 8,2
10 2,8 1,3 0,7 25 2 16,5
11 3,1 0,9 0,7 22 2 11,6
12 3,1 1,1 0,9 10 1 7,3
13 3,4 0,2 1,2 1 16 13,0
14 3,3 1,3 0,8 40 4 12,1
15 3,2 1,1 0,9 46 5 14,1
16 3,8 1,2 0,7 14 1 5,5
17 3,2 1,0 0,6 24 2 12,1
18 3,6 1,1 0,7 17 2 10,3
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Glucosa (22,0 %p/p) 1 23 8 5 21 2,1 1,0
2 23 11 6 29 3,0 1,0
3 15 6 3 29 3,5 1,7
4 23 12 6 30 3,0 1,0
5 21 13 5 45 3,2 1,1
6 28 16 8 34 3,1 7,2
7 20 8 4 23 2,7 1,0
8 19 9 5 26 2,9 1,1
9 19 8 5 32 3,4 1,1
10 20 10 5 24 2,8 1,0
11 18 8 4 25 2,6 1,1
12 25 11 5 21 2,4 1,1
____________________________________ AAnneexxoo
18
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Trehalosa (34,4 %p/p) 1 30 15 1 23 2,5 0,6
2 29 18 8 30 2,7 0,6
3 26 11 7 23 2,1 1,0
4 32 24 10 39 3,3 0,8
5 28 19 9 32 2,8 0,9
6 28 22 10 41 3,1 0,5
7 27 12 8 19 1,9 0,6
8 25 20 8 27 2,6 0,4
9 25 15 7 26 2,8 0,7
10 26 18 8 31 3,0 0,5
11 24 15 7 24 2,2 0,6
12 43 15 10 22 2,6 0,6
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
JMAM (42,0 %p/p) 1 31 14 8 19 2 0,8
2 36 16 10 23 3 0,7
3 34 16 9 23 3 0,6
4 40 18 11 22 3 0,6
5 35 13 8 22 2 0,9
6 32 13 8 21 2 0,9
7 37 14 9 22 2 0,7
8 39 19 12 38 4 1,1
9 41 13 10 21 2 0,8
10 28 14 8 24 3 1,0
11 28 10 7 23 3 1,1
12 28 11 7 21 2 1,0
13 25 10 6 21 3 1,3
14 28 12 7 20 2 0,8
15 27 12 8 23 3 1,0
16 26 9 6 20 2 1,2
17 22 8 5 24 2 1,4
18 30 12 8 27 3 1,4
____________________________________ AAnneexxoo
19
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Maltosa (37,3 %p/p) 1 33 13 10 21 2,3 1,0
2 37 16 10 23 2,5 0,8
3 32 15 9 23 2,7 1,0
4 34 14 9 22 2,5 1,0
5 42 20 11 22 2,2 0,8
6 35 16 9 21 2,3 1,0
7 34 11 8 21 2,4 0,9
8 36 11 8 22 2,6 0,8
9 42 22 12 25 2,6 0,6
10 29 12 7 21 2,2 0,8
11 34 17 9 23 2,6 0,8
12 33 13 8 26 2,7 0,9
13 46 22 13 23 2,5 0,6
14 30 16 9 22 2,6 1,0
15 30 11 8 21 2,4 1,0
16 33 15 8 20 2,3 0,9
17 37 15 11 20 2,6 0,7
18 35 15 9 24 2,6 0,6
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Glucosa (38,7 %p/p) 1 31 15 9 22 2,5 0,7
2 27 11 7 21 2,0 0,7
3 19 8 5 22 2,3 1,3
4 26 10 6 21 2,3 1,3
5 33 20 10 25 2,5 0,7
6 29 14 8 21 2,2 0,8
7 26 13 7 27 2,5 0,7
8 26 10 7 19 2,4 1,1
9 27 13 7 19 1,9 0,8
10 26 12 7 21 2,2 0,8
11 28 11 7 24 2,3 0,9
12 30 11 8 22 2,4 0,8
____________________________________ AAnneexxoo
20
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Trehalosa (48,0 %p/p) 1 25 13 8 35 3,4 1,3
2 33 15 10 18 1,9 0,8
3 30 13 9 22 2,4 0,8
4 38 18 11 22 2,5 0,5
5 37 17 10 25 2,9 0,7
6 23 9 7 24 2,5 1,0
7 29 15 9 23 2,1 0,9
8 39 19 13 22 2,5 0,5
9 36 19 12 24 2,4 0,8
10 25 13 8 21 2,2 1,1
11 30 16 10 17 1,7 0,8
12 32 15 10 19 2,3 0,7
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
JMAM (56,0 %p/p) 1 39 22 12 24 2,5 0,6
2 36 23 11 22 2,3 0,7
3 34 13 10 19 2,2 0,8
4 28 15 8 19 1,9 0,8
5 34 19 11 20 2,2 0,9
6 28 15 8 19 1,9 0,8
7 19 10 6 22 2,1 1,7
8 23 11 8 22 2,3 1,6
9 21 9 6 18 2,1 1,4
10 28 14 8 21 2,5 1,1
11 22 9 6 25 2,6 2,1
12 26 13 7 18 2,1 1,1
13 23 10 8 22 2,6 1,4
14 27 16 8 20 2,2 1,0
15 30 15 9 19 2,1 0,9
16 25 10 7 22 2,3 1,1
17 28 14 8 22 2,5 1,2
18 39 22 12 24 2,5 0,6
____________________________________ AAnneexxoo
21
Muestra
J0 (1/Pa)
x106
J1 (1/Pa)
x106
J2 (1/Pa)
x106 λ1 (s) λ2 (s)
ηN (Pa.s)
x10-7
Maltosa (51,0 %p/p) 1 33 15 10 23 2,5 0,7
2 47 17 12 22 2,5 0,6
3 53 17 12 22 2,1 0,6
4 38 15 11 21 3,0 0,7
5 35 13 8 22 2,2 0,8
6 28 13 8 20 2,1 0,7
7 25 10 7 26 2,7 1,9
8 35 16 11 25 2,4 0,9
9 36 16 11 21 2,2 0,7
10 26 10 8 18 1,9 1,1
11 32 11 10 32 3,7 1,4
12 37 15 11 22 2,2 0,8
13 32 13 10 19 2,1 1,0
14 42 19 13 22 2,4 0,6
15 43 17 13 21 2,3 0,8
16 45 20 13 20 2,4 0,6
17 38 16 11 22 2,2 0,6
18 33 13 10 22 2,2 1,0
____________________________________ AAnneexxoo
22
Movilidad molecular del agua en tejidos de manzana
Muestra A1 A2 A3
T21
(ms)
T22
(ms)
T23
(ms)
Control I 1 9,3 10,7 38,7 44,0 180,5 947,5
2 10,8 11,7 40,3 54,8 201,4 922,8
3 11,5 8,7 37,3 62,3 236,7 930,4
4 5,9 34,5 16,1 127,0 37,3 884,7
5 10,5 12,5 47,9 42,6 153,3 936,6
6 8,9 12,0 39,9 52,6 190,8 982,5
7 7,1 13,9 42,8 38,8 172,1 999,7
8 9,4 12,3 54,5 60,2 226,1 910,2
9 10,6 12,6 54,1 51,6 237,3 958,4
10 10,5 12,4 40,3 55,9 214,6 982,2
11 9,6 10,0 42,7 39,0 165,4 926,4
12 5,8 17,4 45,9 17,5 94,5 789,9
13 10,4 7,1 37,5 52,5 254,2 1078,1
14 7,3 11,9 44,1 18,1 108,4 801,8
15 8,6 11,9 44,9 48,7 196,0 1007,6
16 11,6 11,1 47,9 59,0 255,3 918,7
17 12,6 6,4 43,7 47,0 214,0 970,3
18 10,7 10,8 43,7 62,5 289,0 908,6
19 10,9 10,0 44,1 56,3 209,4 989,6
Muestra
A1 A2 A3
T21
(ms)
T22
(ms)
T23
(ms)
Control II 1 5,1 14,8 51,1 60,9 309,9 1220,6
2 6,0 18,1 53,0 64,8 365,1 1373,1
3 4,6 16,4 58,5 65,8 314,0 1132,2
4 4,1 14,1 54,2 45,7 321,4 1077,1
5 5,7 20,5 55,5 56,1 319,9 1224,6
6 4,9 13,5 52,2 51,1 321,2 1219,8
____________________________________ AAnneexxoo
23
Muestra A1 A2 A3
T21
(ms)
T22
(ms)
T23
(ms)
Control III 1 3,7 16,3 74,4 80,2 331,9 1125,1
2 4,6 15,7 65,7 112,3 411,5 1200,3
3 4,0 12,4 51,4 70,0 300,5 1191,5
4 2,9 14,0 71,5 76,7 382,7 1290,0
5 5,5 16,3 60,1 97,9 384,6 1114,4
6 3,8 15,5 74,1 72,4 339,7 1217,1
7 3,9 17,7 73,8 72,7 344,5 1127,9
8 3,2 14,3 57,6 86,9 369,1 1157,5
9 3,2 15,7 48,1 73,0 332,3 1151,1
10 4,2 15,8 57,6 114,0 423,0 1163,1
11 2,4 14,6 50,6 60,4 331,9 1147,3
12 2,4 10,5 39,3 72,2 287,0 1122,0
13 3,7 16,4 62,2 77,5 343,8 1254,7
14 2,3 10,6 51,4 63,8 333,6 1270,1
15 5,2 21,1 54,1 103,1 409,7 1095,3
16 4,5 17,7 72,7 80,8 341,8 1137,9
17 7,4 14,5 57,4 0,0 226,7 1191,4
18 2,8 15,0 69,8 71,0 356,9 1219,8
19 3,6 16,5 72,0 71,2 358,6 1207,0
20 4,0 19,1 71,2 87,0 390,4 1141,7
21 3,6 14,5 59,6 82,4 370,8 1297,4
22 4,5 17,9 66,9 91,0 368,7 1222,9
23 4,1 18,4 75,5 78,6 377,1 1203,7
____________________________________ AAnneexxoo
24
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
Glucosa (22,0 %p/p) 1 23,9 79,4 74,6 280,2
2 27,1 102,3 58,9 317,4
3 16,1 49,0 89,1 240,8
4 10,3 33,1 82,8 236,9
5 27,0 92,3 62,9 290,2
6 7,9 28,9 91,4 236,9
7 34,5 120,8 47,6 384,1
8 14,6 54,2 73,0 269,2
9 25,1 85,3 71,6 318,7
10 20,4 91,7 61,1 326,2
11 25,7 85,9 68,4 290,9
12 16,9 80,1 54,9 304,8
13 25,4 88,5 62,6 296,6
14 31,7 80,9 79,2 272,7
15 18,5 60,0 80,3 260,9
16 28,8 93,2 58,9 306,9
____________________________________ AAnneexxoo
25
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
Trehalosa (34,4%p/p) 1 25,6 67,7 35,3 220,8
2 32,7 59,5 52,4 178,7
3 16,2 37,2 57,4 162,4
4 12,2 34,1 66,8 163,0
5 34,9 65,2 48,9 218,8
6 33,3 65,0 46,3 201,7
7 37,0 61,5 51,9 188,3
8 33,1 62,3 46,9 188,3
9 32,1 71,1 47,5 210,9
10 46,6 79,2 50,3 232,5
11 34,3 67,5 54,7 205,3
12 24,8 60,4 41,6 190,0
13 30,0 65,1 39,7 196,4
14 32,6 69,0 36,9 223,2
15 44,0 73,2 47,9 206,5
16 37,7 75,6 43,2 217,8
17 34,4 72,2 40,7 215,7
____________________________________ AAnneexxoo
26
Muestra A1 A2 A3
T21
(ms)
T22
(ms)
T23
(ms)
JMAM (42,0%p/p) 1 16,5 50,2 41,7 50,2 169,7 476,3
2 14,6 39,9 32,3 39,9 114,1 335,9
3 14,3 41,7 35,7 41,7 125,4 341,7
4 17,9 44,5 40,6 44,5 128,4 335,6
5 17,4 50,6 34,3 50,6 143,2 365,3
6 16,8 40,3 39,0 40,3 125,6 334,4
7 20,3 46,4 43,4 46,4 128,9 332,6
8 20,0 50,9 40,9 50,9 169,9 466,1
9 18,4 45,2 40,8 45,2 128,5 327,0
10 19,6 43,2 43,1 43,2 139,5 382,5
11 18,5 51,4 42,9 51,4 142,1 351,6
12 16,1 40,1 38,3 40,1 124,6 322,1
13 14,6 40,8 35,6 40,8 121,4 328,4
14 16,0 39,4 40,1 39,4 122,9 326,5
15 13,4 40,7 34,1 40,7 118,1 312,1
16 17,0 42,2 39,2 42,2 121,7 320,1
17 13,8 41,5 32,5 41,5 133,7 358,6
18 16,7 45,9 40,6 45,9 142,3 395,1
19 19,0 50,1 47,1 50,1 152,9 405,1
20 13,5 44,4 30,3 44,4 139,2 362,5
21 13,4 44,3 31,8 44,3 135,5 356,9
22 14,8 42,3 34,7 42,3 138,1 374,8
____________________________________ AAnneexxoo
27
Muestra A1 A2 A3
T21
(ms)
T22
(ms)
T23
(ms)
Maltosa (37,3%) 1 9,4 36,3 37,5 36,3 108,9 284,1
2 12,6 44,0 35,9 44,0 117,1 283,5
3 9,7 35,0 27,7 35,0 101,7 256,5
4 12,5 42,6 34,2 42,6 112,7 268,0
5 10,5 40,7 40,0 40,7 108,3 275,8
6 11,0 41,7 38,7 41,7 119,1 306,7
7 12,7 37,0 42,8 37,0 122,1 303,0
8 14,3 39,0 45,1 39,0 109,4 272,4
9 14,1 40,0 43,8 40,0 110,1 275,3
10 18,1 43,1 46,7 43,1 115,4 270,0
11 11,3 36,4 39,9 36,4 111,5 286,6
12 12,2 37,3 39,3 37,3 102,0 260,0
13 11,3 30,7 45,6 30,7 108,0 277,8
14 15,7 38,7 40,8 38,7 109,6 282,2
15 12,6 36,2 42,5 36,2 114,3 295,5
16 14,5 44,4 40,4 44,4 124,6 307,0
17 12,1 37,1 35,8 37,1 119,8 299,1
18 14,3 41,4 43,8 41,4 127,6 309,2
19 13,4 42,7 38,2 42,7 116,0 284,3
20 8,7 39,1 36,2 39,1 114,6 296,8
21 9,4 36,3 37,5 36,3 108,9 284,1
22 12,6 44,0 35,9 44,0 117,1 283,5
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
Glucosa (38,7 %p/p) 1 35,1 60,9 93,8 356,4
2 29,3 45,5 87,3 332,4
3 34,3 56,4 91,5 331,7
4 31,3 54,9 90,9 334,6
5 33,9 57,8 87,3 320,1
6 34,7 60,4 95,4 344,9
____________________________________ AAnneexxoo
28
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
Trehalosa (48,0 %p/p) 1 31,4 34,3 53,9 199,4
2 39,6 30,8 63,6 226,9
3 35,5 27,4 56,6 213,0
4 44,5 35,5 55,4 198,6
5 34,3 27,9 57,0 204,0
6 41,9 34,3 66,4 256,1
7 32,3 26,8 57,6 209,1
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
JMAM (56,0 %p/p) 1 28,6 25,2 38,8 141,7
2 38,3 32,2 46,4 154,3
3 25,3 20,5 34,1 124,2
4 33,2 28,5 38,4 140,9
5 33,8 26,0 38,5 128,4
6 32,5 30,1 42,2 161,7
7 37,3 30,3 42,5 144,7
8 27,2 27,1 38,7 133,9
9 31,2 27,8 42,4 152,2
10 25,3 24,8 38,7 142,7
11 26,0 22,6 41,0 145,5
12 26,9 22,6 34,5 125,2
13 34,2 31,5 40,8 149,2
14 29,7 25,0 37,5 143,9
15 41,7 28,9 38,4 133,2
16 31,9 30,0 44,3 167,1
17 35,5 24,3 35,3 119,2
18 34,2 29,4 37,8 130,8
19 34,2 26,5 40,1 150,1
20 34,4 31,5 42,6 158,6
21 33,7 25,3 37,1 130,0
____________________________________ AAnneexxoo
29
Muestra A1 A2
T21
(ms)
T22
(ms)
Maltosa (51,0 %p/p) 1 39,0 34,9 36,7 125,3
2 47,6 42,2 41,5 147,0
3 53,7 44,9 39,7 141,6
4 46,0 40,9 41,2 146,0
5 42,6 40,6 42,2 144,8
6 36,3 32,7 27,5 94,6
7 48,4 40,8 37,3 124,4
8 37,1 33,0 38,4 130,9
9 41,4 36,6 40,4 142,1
10 35,4 32,6 33,2 120,6
11 44,3 37,5 36,8 129,8
12 37,9 36,0 40,6 140,3
13 52,2 42,1 36,4 122,9
14 46,1 41,5 41,3 143,6
15 36,8 33,6 33,8 119,3
16 26,9 25,3 33,3 111,4
17 46,8 40,7 39,9 140,4
18 40,2 38,8 40,5 142,2
19 41,7 38,6 38,2 132,5
20 44,6 38,6 38,0 129,3
21 42,5 38,1 40,5 145,7
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