1. recolección y conservación de muestras en campo después de

INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ

SEDE REGIONAL DE TUMBES

ÁREA DE ESTUDIOS AMBIENTALES

CURSO TALLER

“RECOLECCIÓN Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS EN

CAMPO DESPUÉS DE ORIGINADO ALGÚN DAÑO O PERJUICIO

SOBRE UN CUERPO DE AGUA Y SU ENTORNO”

12 Y 13 DE MARZO DEL 2009

DISEÑADO Y EXPUESTO POR:

Percy A. Montero Rodríguez

Biólogo Pesquero

Karina L. Agurto Romero

Química

TUMBES

PERÚ

Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un

cuerpo de agua y su entorno.

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IMARPE, Sede Regional de Tumbes, Área de Estudios Ambientales.

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1. FUNDAMENTO: Debido a los accidentes ocurridos el año 2008 y especialmente a fines de enero del presente año,

en que se avistaron peces muertos (Mugil cephalus, “lisa” en su mayoría) en un canal de marea

llamado “Nicasio”, ubicado a la margen izquierda del río Zarumilla, y cercano a la zona Puerto

25, han quedado algunas dudas por aclarar a cerca de las posibles causas que originaron tal

accidente, tanto en la población extractiva artesanal de la zona, como de las instituciones

encargadas del cuidado, administración y estudio del ecosistema de manglar ubicado dentro del

Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT), muestra única de este tipo ecosistema

en nuestro país.

Una de las razones por la que no se pueden realizar investigaciones científicas que resuelvan o

esclarezcan las posibles causas de mortandad de organismos acuáticos, derrames o presencia de

agentes extraños y contaminantes en los cuerpos de agua naturales, es la falta o inoportuna

comunicación. Dicho de otro modo, debido a una comunicación poco eficiente y muchas veces

no veraz de los hechos. También influye la falta de acción anticipada, con conocimiento y

nociones básicas de muestreo, y coordinación conjunta frente a una eventualidad de este tipo.

En tal sentido, y para poder tener una respuesta eficaz y eficiente luego de ocurrir un futuro

accidente ecológico en los ecosistemas acuáticos de la Región Tumbes, el personal del

IMARPE, Sede Regional Tumbes, Área de Estudios Ambientales, en coordinación con MEDA,

DESA, PRODUCE y SERNANP realizarán el Taller de capacitación para el personal de campo

y guarda parques del Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT) y Zona de

Amortiguamiento (ZA), el cual se titula: “Recolección y conservación de muestras en Campo

después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno”, el cual

se enfocará y brindará algunas pautas básicas de muestreo al público interesado en participar.

2. PARTES DEL TALLER: Este taller está diseñado para brindar un conocimiento básico de muestreo en campo y también

para brindar algunas nociones acerca de las variables físicas, químicas y biológicas que influyen

en la calidad de un cuerpo de agua.

El taller constará de dos partes; una teórica (12 de marzo), la que se dictará en el auditorio de

conferencias del IMARPE, Sede Regional de Tumbes, en donde que se dará a conocer:

2.1. Las fases de acción de las instituciones o involucrados directos ante un eventual

accidente.

2.2. Las etapas de un muestreo en campo frente al eventual accidente.

2.3. Los materiales de campo necesarios para un recolector de información y muestras en

campo.

2.4. Los instructivos de muestreo de las variables ambientales y agentes contaminantes.

2.4.1. Instructivo para recolección de muestras Biológicas.

2.4.2. Instructivo para recolección de muestras Microbiológicas y para análisis

Químicos.

2.4.3. Instructivo para recolección de muestras para determinar Agentes

Contaminantes.

2.4.4. Instructivo para recolectar muestras para análisis Físicos.

2.5. Anexos, que brindan información complementaria.

Y la segunda parte del taller (13 de marzo) constará de una simulación de recolección de

información y de muestras de campo en un canal de marea específico en el SNLMT y ZA.



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2.1. FASES DE ACCIÓN ANTE UN EVENTUAL ACCIDENTE:

DIAGRAMA DE FLUJO

CONOCIMIENTO DEL

ACCIDENTE

TRASLADO A LA

ZONA DEL

ACCIDENTE

¡Debe ser oportuno!

¡Debe ser oportuno!

AVISTAMIENTO

Y VERIFICAIÓN

DEL ACCIDENTE

VERAZ

NO VERAZ

IDENTIFICACIÓN

DEL ACCIDENTE

MORTANDAD

DE ORGANISMOS

DERRAME O

PRESENCIA DE

AGENTES

EXTRAÑOS

Por ejemplo:

HCP, AyG

COMUNICACIÓN

INMEDIATA DE LO

OBSERVADO

¡Debe ser oportuna y eficaz!

¡Debe ser imparcial!

AUTORIDAD

INMEDIATA

SUPERIOR

COMPAÑEROS

DE TRABAJO

MÁS CERCANOS

COORDINACIÓN

CONJUNTA CON

INSTITUCIONES

INVOLUCRADAS

RECOLECCIÓN Y

CONSERVACIÓN

ADECUADA DE

MUESTRAS

¡Deben ser oportunos!

TRASLADO DE LAS

MUESTRAS HACIA

LOS LABORATORIOS

DE ANÁLISIS



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2.2. ETAPAS DE UN MUESTREO EN CAMPO FRENTE A UN EVENTUAL ACCIDENTE:

EN EL LUGAR DEL HECHO VERAZ:

A. Registrar de la hora del avistamiento e identificación de la zona y del cuerpo de agua

afectado.

B. Registrar de algunas variables meteorológicas, tales como: temperatura ambiental,

cobertura, vientos (escala de Beaufort), presencia o no de precipitación o humedad en el

entorno.

C. Verificar la presencia de organismos, vegetales o animales, muertos o moribundos,

cercanos o en el cuerpo de agua supuestamente afectado.

D. Identificar a nivel de especie y/o nombre común (en la zona) de los organismos muertos

o moribundos.

E. Reconocer en lo posible, según la accesibilidad, la zona del accidente para estimar su

extensión (usar GPS) y la cantidad aproximada de organismos muertos o afectados. A su

vez, tomar nota de algunas características físicas del agua tales como el color aparente,

presencia de turbidez, estado de la marea; así como también si se avistaron o no algunos

organismos vivos. Si no hubiese agua por efecto de las mareas, observar el sedimento,

tomando nota de su apariencia y color aparente.

F. Observar y reconocer la presencia de algún agente extraño sobre o en el agua, así como en

el sedimento (aceites y grasas e hidrocarburos).

G. Recolectar organismos, de los grupos o especies identificados. Si estuvieran muertos,

recolectar (según instructivo 1) los de menor grado de descomposición, aquellos que

presenten señales externas como: lesiones corporales (mordidas o falta de miembros o

apéndices), presencia de hidrocarburos o aceites (visualizar y oler). Si estuvieran

moribundos recolectar los más saludables y dividirlos en dos grupos; uno en un balde con

agua del canal afectado y otro en un balde con agua de algún otro canal aparentemente no

afectado. También recolectar algunos peces muertos (frescos) para luego extraerles las

branquias (laboratorio de análisis) y descartar la posibilidad de muerte por barbasco.

H. Recolectar una muestra representativa de agua y de sedimento, en un balde previamente

enjuagado (10 a 20 L) y bolsa de polietileno limpia respectivamente. Realizar un análisis

organoléptico de ambas muestras, determinando el olor y color aparente de las mismas.

I. Recolectar y conservar muestras de agua para determinación (en laboratorio) de variables

microbiológicas (también en sedimentos) y químicas, entre ellas se considerarán:

coliformes totales y termotolerantes, oxígeno disuelto, DBO5, nutrientes (nitritos, nitratos

y fosfatos) y amonio (según instructivo 2).

J. Recolectar y preservar muestras de agua para la determinación (en laboratorio) de algunos

agentes contaminantes, entre ellos: sulfuros, aceites y grasas, hidrocarburos y pesticidas.

También recolectar sedimentos para la determinación de hidrocarburos (según instructivo

3).

K. Medir algunas variables físicas en agua, entre ellas: temperatura y pH; también

recolección y conservación adecuada de una muestra de agua para determinación (en

laboratorio) de sólidos suspendidos totales (SST) y sedimento para determinación del pH

(según instructivo 4).



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RECOLECCIÓN DE MUESTRAS EN CAMPO

DIAGRAMA DE FLUJO:

CANAL DE MAREA O

CUERPO DE AGUA

AFECTADO

ORGANISMOS

AGUA

SEDIMENTO

BARBASCO

(Branquias)

REFRIGERAR

FÍSICOS

QUÍMICOS MICROBIOLÓGICOS

CONTAMINANTES

O.D.

DBO5

FIJAR

NUTRIENTES

Y AMONIO

SST

CONGELAR

REFRIGERAR

HIDROCARBUROS

(Peces e invertebrados)

CONGELAR

FIJAR Y

CONGELAR

COLIFORMES

ACEITES Y

GRASAS

SULFUROS

FIJAR

HIDROCARBUROS

FIJAR Y

REFRIGERAR

PESTICIDAS

pH

REFRIGERAR

O

CONGELAR

ORGANISMOS

MORIBUNDOS

CONSERVAR

EN AGUA

MUERTOS

(Frescos)

pH

REFRIGERAR

REFRIGERAR

HIDROCARBUROS

CONGELAR TEMPERATURA

MEDICIÓN IN SITU

COLIFORMES

REFRIGERAR



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2.3. MATERIALES DE CAMPO NECESARIOS PARA UN RECOLECTOR DE INFORMACIÓN Y

MUESTRAS EN CAMPO:

Entre los materiales esenciales con que deberán contar aquellas personas de trabajo continuo en

campo (guarda parques y personal de las instituciones involucradas), previamente capacitadas

con los conocimientos básicos de muestreo, podemos mencionar:

- Una libreta o cuaderno de notas.

- Lápiz de preferencia o bien un lapicero.

- Un plumón de tinta indeleble.

- Un teléfono celular.

- Un GPS.

- Una cámara fotográfica o filmadora.

- Una tabla de mareas actualizada.

- Máscara con filtro para solventes volátiles. - Botas de caucho.

También existen materiales, instrumentos y algunos insumos (reactivos y preservantes) de

medición para la recolección de muestras de organismos, agua y sedimentos, entre ellos

tenemos:

Materiales de campo:

- Un cooler o caja de tecnoport de capacidad media o grande para conservación al frío de

algunas muestras.

- Dos baldes plásticos de 10 a 20 litros.

- Dos baldes plásticos de 4 litros.

- Cabo o cuerda de unos 5 metros de longitud.

- Bolsas chequeras grandes y chicas.

- Bolsas de polietileno grandes.

- Bolsas de plástico de 5x10 cm.

- Un plumón de tinta indeleble.

- Cinta maskin.

- Guantes quirúrgicos.

- Papel aluminio.

- Equipo de disección de acero inoxidable.

- Jeringas de 1 mL nuevas.

- Cinta de teflón.

- Una probeta de 100 mL.

- Un vaso de precipitación de 100 mL. - Espátula de acero inoxidable. - Pipeta de vidrio de 10 mL. - Pipeta de vidrio de 5 mL. - Bombilla de absorción, o pipetor.

- Frascos de vidrio de 120 mL y tapa esmerilada, para oxígeno disuelto y DBO5.

- Frascos de vidrio de 250 mL y tapa rosca ancha, esterilizados (autoclavables), para

coliformes.

- Frascos plásticos de 250 mL y tapa rosca, limpios, para nutrientes, amonio y SST.

- Frascos de vidrio ámbar, de 120 mL y con tapa esmerilada, para sulfuros.

- Botellas de vidrio ámbar, de 2,5 a 4 litros y con tapa rosca, para hidrocarburos.

- Botellas de vidrio ámbar, de 1 litro y con tapa rosca, para aceites y grasas.

- Botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 litro y con tapa rosca, para pesticidas.

- Papel toalla.



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Instrumentos para medición en campo:

- Termómetro de mercurio o alcohol. Rango 10 – 50º C, sensibilidad mínima 0,1º C; con

protección de PVC.

- Potenciómetro portátil.

- Oxímetro portátil.

- Anemómetro.

Insumos y reactivos químicos de campo:

- Formol bufferado al 10%, como conservante de organismos.

- Reactivos Winkler para oxígeno disuelto: Cloruro manganoso tetrahidratado o Sulfato

manganoso monohidratado, yoduro de potasio o de sodio e hidróxido de potasio o

de sodio; fijan el oxígeno en la muestra.

- Cinta indicadora de pH. Rangos de 1 a 7 y de 7 a 14.

- Acetato de Zinc dihidratado, para fijar sulfuros.

- Diclorometano o Hexano, para fijar hidrocarburos.

- Ácido clorhídrico 1:1 ó ácido sulfúrico 1:1, para fijar aceites y grasas en aguas.

- Agua destilada.

- Hielo molido.

2.4. INSTRUCTIVOS:

2.4.1. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS.

A) ORGANISMOS MUERTOS:

Los organismo muertos en mejor estado, es decir, los de menor grado de descomposición,

son recolectados usando guantes quirúrgicos, para que no ocurra una contaminación cruzada

entre el recolector y el espécimen muerto. Debe hacerse un análisis organoléptico del

ejemplar, anotando:

- El estado de frescura (fresco, con mal olor, en rigor mortis, etc,)

- La apariencia de la piel (húmeda, seca o muy seca) si se tratase de un pez; o del

exoesqueleto (entero, roto o con pérdida de apéndices), si se tratase de un

invertebrado. Anotar, si presentara o no sobre el cuerpo, algún residuo extraño (oler

de ser necesario).

- La apariencia de los ojos (normal, hundido, roto o sin él).

- La apariencia de las branquias.

- La presencia de mordidas o lesiones causadas por depredadores.

Luego de anotar los datos anteriores en la libreta, el ejemplar

debe ser envuelto en varias capas de papel aluminio hasta

quedar totalmente cubierto, el cual debe ser reforzado con cinta

adhesiva; se colocará una etiqueta, grande y clara sobre el

ejemplar cubierto, donde se especifique: el lugar de recolección,

la fecha y hora de recolección, especie y/o nombre común del

ejemplar, nombre del recolector e institución a la que pertenece.

Para finalizar, se deberá cubrir el ejemplar envuelto dentro de

una bolsa plástica de polietileno, sellándola adecuadamente con

cinta adhesiva para luego conservarla en refrigeración a 4º C.

Congelar integralmente hasta su traslado al laboratorio de

análisis.



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B) ORGANISMOS MORIBUNDOS: La finalidad de esta recolección, es poder concluir en la

verdadera o falaz eficacia de algún supuesto contaminante dentro

de un cuerpo de agua natural. Es decir, comprobar si es

efectivamente en el agua donde se encuentra el agente mortífero.

Para ello se deben recolectar ejemplares moribundos con una red

especial (chinchorro o atarraya), tratando de no estresarlos

demasiado, luego se deben escoger los más saludables y

dividirlos en dos grupos; uno (A) deberá conservarse en un recipiente grande con agua del

canal de marea o cuerpo de agua de donde se extrajeron, y el otro grupo (B) en un recipiente

de igual capacidad, pero con agua de otro canal de marea. La intensión, es brindarles

oxigenación por circulación o difusión para observar sus comportamientos. Anotar la forma

e intensidad de natación, el movimiento de las aletas o apéndices y opérculos (en peces).

Luego de 1 a 6 horas anotar la cantidad de ejemplares muertos en ambos casos.

C) BRANQUIAS:

Esta recolección se realizará para posteriormente poder

aceptar la posibilidad de envenenamiento de peces por

“barbasco” o “rotenona”. Para ello se deberán recolectar

las branquias de los peces muertos más frescos; la extracción

se deberá hacer con guantes quirúrgicos y con la ayuda de

una pinza y tijeras de acero inoxidable (equipo de disección

limpio y esterilizado). Las branquias extirpadas deberán

alcanzar un peso total máximo de unos 20 g y deben ser envueltas en el papel aluminio,

luego colocar en una bolsita de plástico sellada con cinta adhesiva y etiquetada; en la

etiqueta colocar los siguientes datos: cantidad de branquias, nombre científico y/o común

del ejemplar muerto; lugar, hora y fecha de recolección, nombre del recolector y de la

institución a la que representa. Colocar las bolsitas en refrigeración a 4º C ó congelar hasta

su envío al laboratorio de análisis.

2.4.2. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS MICROBIOLÓGICAS Y

PARA ANÁLISIS QUÍMICOS.

2.4.2.1. EN AGUA:

A) COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES:

Con los guantes puestos, (a fin de evitar contaminación cruzada), tomar la muestra

directamente del cuerpo de agua, para ello se utilizan frascos de vidrio de 250 – 500 mL,

boca ancha, con tapa rosca, los cuales han sido previamente lavados, secados , esterilizados

y cubiertos con papel kraft para su mejor conservación. Una vez obtenida la muestra se

colocará en un cooler, a una temperatura menor a 10° C hasta llegar al laboratorio. La

muestra deberá ser analizada dentro de las 24 horas luego de haber sido recolectada.

B) OXÍGENO DISUELTO:

Tomar la muestra en un balde de plástico, esperando que el agua este calmada. El frasco

debe estar previamente enjuagado por lo menos con un volumen igual al de la botella.

Llenar totalmente la botella, evitando las burbujas de aire. Tan rápido como sea posible, se

agregará 1 mL de cada uno de los reactivos R1 y R2, en ese orden (R1: cloruro manganoso /

sulfato manganoso y R2: Solución alcalina de yoduro de potasio – hidróxido de potasio/

yoduro de sodio – hidróxido de sodio).



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Las pipetas o jeringas de 1 mL tocarán la superficie de la solución en el cuello de la botella,

(es normal que no se introduzcan burbujas de aire e invertir cuidadosamente para

homogenizar la solución y distribuir uniformemente el precipitado formado.

Medición de OD por método sensores de membrana: Se requerirá de un Oxímetro

digital. Con el equipo calibrado y la sonda correctamente instalada; insertar la sonda en la

muestra que se medirá, agitándola continuamente. Permitir que las lecturas de temperatura y

oxígeno disuelto se estabilicen. Observar/ Registrar las lecturas. Luego del uso enjuagar la

sonda con agua limpia (destilada).

C) DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXÍGENO (DBO):

Las muestras se recolectan en frascos de vidrio o plástico limpios, de 500 mL, llenándolos

completamente. Estas muestras se deben analizar con prontitud; si no es posible,

refrigerarlas a una temperatura cercana al punto de congelación, ya que se pueden degradar

durante el almacenamiento, dando como resultado valores bajos (erróneos). Sin embargo,

pueden mantenerse por un máximo de 24 horas antes de su análisis. Si el análisis se

emprende en el intervalo de 2 h después de la recolección no es necesario refrigerarlas; de

lo contrario, guardar la muestra a 4º C o menos; reportar junto con los resultados el tiempo

y la temperatura de almacenamiento. Bajo ningún concepto iniciar el análisis después de 24

h de haber tomado la muestra.

D) NUTRIENTES:

a) Fosfatos: Para la recolección de esta muestra se deberá usar botellas de polietileno de

100 mL, las que deberán ser previamente enjuagadas por lo menos 2 veces con el agua que

será analizada. Las muestras deberán ser guardadas en un lugar frío y oscuro y solo serán

calentadas a temperatura ambiente hasta que sean analizadas. Deberán ser refrigeradas a 0°

C o menos si los análisis serán realizados luego de 1 ó 2 horas. Del mismo modo, acidificar

a pH menor a 2 con acido sulfúrico, logrando mantener por un periodo de 48 horas.

b) Silicatos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de

100 mL y guardadas en la oscuridad para prevenir la multiplicación de diatomeas, las cuales

pueden consumir silicatos. Las muestras podrán ser guardadas en una congeladora a -20° C.

c) Nitratos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100

mL, son estables por muchas horas si son guardadas frías y en la oscuridad, pero el análisis

no debe demorar más de 12 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser

congeladas a 4° C.

d) Nitritos:

Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100 mL, por un

periodo no mayor a 1 a 2 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser

congeladas a 4° C, por un período máximo de 72 horas.

En caso de querer realizar la toma de muestra de los 4 nutrientes, es recomendable tomar

500 mL de muestra, los que deberán ser congeladas a 4° C. No olvidar de rotular

debidamente las muestras.

E) Amonio: La muestra se recolectará en un recipiente de plástico o vidrio de volumen 500 mL

aproximadamente. Es necesario añadir ácido sulfúrico para llevar a pH menor que 2, para lo

cual se agregarán 0,8 mL de ácido sulfúrico concentrado y manteniéndolas a 4º C. El pH de

las muestras conservadas con ácido debe estar comprendido entre 1,5 y 2.



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2.4.2.2. EN SEDIMENTO:

A) COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES:

Recolectar unos 100 g (usar guantes) y colocarlos en bolsas plásticas nuevas, sellarlas con

cinta adhesiva y etiquetar debidamente. Conservar en refrigeración a 4º C y trasladar las

muestras antes de las 18 horas al laboratorio de análisis.

2.4.3. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS PARA DETERMINAR

AGENTES CONTAMINANTES.

2.4.3.1. EN AGUA:

A) HIDROCARBUROS:

Si se cree distinguir, visualmente o por olor residuos de

hidrocarburos formando una película sobre la superficie del

agua, entonces se deberá proceder de la siguiente manera.

Primero se deberá sumergir en el agua una botella de vidrio

ámbar de 2,5 a 4 litros de capacidad, previamente lavada y

tratada con solución ácida y nuevamente enjuagada con

abundante agua destilada. Luego de la recolección, desechar

unos 100 mL de la muestra y por medio de un vaso de precipitación o probeta verter 50 mL

de diclorometano (usar guantes quirúrgicos y máscara antigases), luego sellar la boca de la

botella con cinta de teflón, recubriendo varias veces; tapar fuerte y agitar vigorosamente

hasta que el diclorometano se disgregue en bolitas muy

pequeñas. Etiquetar y rotular la muestra, especificando: el

lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para

diferenciar, número de la estación de muestreo, nombre del

recolector y de la institución que representa. Conservar las

muestras en un lugar fresco hasta su envío al laboratorio de

análisis. El tiempo máximo de almacenaje debe ser 72

horas.

B) ACEITES Y GRASAS:

La muestra se recolectará en frascos de vidrio de 500 a 1000 mL, agregándole

inmediatamente 2,5 mL de ácido clorhídrico (HCl, 1:1) o también ácido sulfúrico (H2SO4,

1:1) por 0,5 L de muestra colectada, llevando el pH a un valor menor a 2. Homogenizar bien

la muestra y mantener en refrigeración a 4º C hasta su análisis. Etiquetar y rotular la

muestra como en el caso de hidrocarburos. Trasladar al laboratorio de análisis antes de los

15 días.

C) SULFUROS:

Tomar la muestra en un balde de plástico, recolectándola en un frasco de vidrio oscuro de

115 mL de capacidad con boca y tapa esmerilada, evitando la formación de burbujas de aire.

Preservar con 1 mL de acetato de zinc y almacenar a temperatura ambiente. Trasladar al

laboratorio de análisis antes de los 4 días.

D) PESTICIDAS:

Las muestras se recolectarán en botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 L de capacidad

cerradas con tapa rosca y refrigerar a 4º C en el campo. Conservar las muestras en oscuridad

hasta su traslado al laboratorio de análisis, la cual no debe exceder de las 12 horas desde su

recolección. Etiquetar y rotular la muestra como en el caso de hidrocarburos.



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2.4.3.2. EN SEDIMENTO:

A) HIDROCARBUROS:

Al igual que con el agua se debe poder distinguir visualmente o por olor residuos de

hidrocarburos sobre la superficie del sedimento; si fuera así entonces proceder de la

siguiente manera. Primero recolectar una cantidad aproximada de 300 g con la ayuda de una

espátula de acero inoxidable limpia; la muestra debe ser extraída de los primeros 5 cm de la

superficie del sedimento y colocados sobre una lámina de papel de aluminio. Luego

envolver bien hasta quedar completamente cubierta. Colocar la muestra en una bolsita

plástica que debe ser sellada con cinta adhesiva y finalmente etiquetar y rotular la muestra,

especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para diferenciar, número

de la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. La

muestra debe refrigerarse o congelarse si el envío al laboratorio de análisis tomará tiempo.

Tiempo máximo de almacenaje 72 horas.

2.4.4. INSTRUCTIVO PARA RECOLECTAR MUESTRAS PARA ANÁLISIS FÍSICOS.

2.4.4.1. EN AGUA:

A) SÓLIDOS SUSPENDIDOS TOTALES (SST):

La muestra se recolectará en envases de vidrio o plástico, de 300 – 500 mL, evitando el

ingreso de arena o material grueso que sedimente. Se recomienda refrigerar a 4° C, por un

periodo máximo de 7 días. Etiquetar y rotular la muestra debidamente.

B) TURBIDEZ:

La muestra debe de ser colectada en frascos de 100 mL, de vidrio o

polietileno de boca ancha, cierre hermético y tapa inerte. Las

muestras deben etiquetarse y rotularse debidamente y mantenerse

en la oscuridad y en refrigeración durante el transporte al

laboratorio, a una temperatura de 4º C. Las muestras deben de

analizarse lo antes posible y en un periodo no mayor de 24 h. La

determinación también puede realizarse en el sitio de muestreo

empleando un turbidímetro portátil.

C) PH: La muestra será tomada en un balde plástico, introduciendo en él el

electrodo del potenciómetro. Esperar que la medida se estabilice,

anotar el valor observado. También se puede usar una cinta

indicadora de pH para tener un valor referencial de este parámetro.

Y aunque no es recomendable, recolectar 100 mL en un frasco de

plástico, etiquetar y rotular la muestra debidamente, almacenar en

refrigeración a 4º C, y trasladar lo antes posible al laboratorio de

análisis.

D) TEMPERATURA:

La temperatura en una variable de medición in situ, así que se deberá recolectar una muestra

de agua en un balde plástico en donde se sumergirá un termómetro de mercurio o de alcohol

protegido con una coraza de PVC y con una cámara de recepción del líquido, o también

puede utilizarse un sensor electrónico o digital. Esperar el tiempo adecuado, entre 3 a 5

minutos; el encargado de hacer la lectura de la temperatura debe posicionar el termómetro

verticalmente y ubicarlo alineadamente en frente de sus ojos u horizonte. Registrar este dato

con un decimal, haciendo los correctos cálculos de redondeo.



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2.4.4.2. EN SEDIMENTOS:

A) PH:

Esta medición puede hacerse in situ, a través de un potenciómetro de campo. Pero, para

recolectar esta muestra de sedimento, sólo es necesario verter a una bolsita plástica nueva y

limpia, aproximadamente unos 200 a 250 g con la ayuda de una espátula de acero

inoxidable también limpia. Luego atar la bolsita, etiquetar y rotular la muestra,

especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar pH para diferenciar, número de

la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. Luego

conservar en refrigeración a – 4º C o congelación si el traslado al laboratorio de análisis

tendrá mayor demora. Tiempo máximo de almacenamiento, 10 días.

2.5. ANEXOS:

2.5.1. CONCEPTOS GENERALES:

A) Ecosistema: El ecosistema es un sistema formado por una comunidad natural que

se estructura con los componentes bióticos (seres vivos) del ecosistema, y los

componentes abióticos (el ambiente físico).

B) Canal de marea o estero: Estero o estuario es un

canal angosto y somero por donde ingresan y salen las

mareas a un río. Los esteros discurren en general en

forma paralela o subparalela a la línea de costa y los

de varios ríos pueden estar encadenados por un

mismo estero. Los esteros constituyen un biotopo

mixto de aguas dulces y saladas y anfibio de áreas

terrestres y acuáticas. En la zona intertropical, los

esteros son hábitat de los manglares de borde.

C) Muestreo: Recoger una porción de material lo suficientemente

pequeña como para ser fácilmente transportada al Laboratorio

de Análisis para su investigación. La muestra debe ser

homogénea y representativa de las características medias del

total del material muestreado. Esto supone que la

concentración de cualquier componente en la muestra será

idéntica (o razonablemente idéntica) a la existente en la masa

global.

Un adecuado muestreo es sumamente importante para garantizar la

representatividad de las muestras y la seguridad de los resultados. Podemos

distinguir tres etapas en el proceso de muestreo:

a) Pre muestreo: Comprende las actividades que se dan previamente a la

recolección de la muestra, aquí se definen:

Equipos e instrumentos: Los equipos e instrumentos de medición in situ deben

estar limpios y calibrados antes de ir al campo, dejándolos en el mismo estado al

finalizar el muestreo.

Tipo de botella o recipiente de muestreo: El material de los envases debe ser

químicamente inerte, fácil de lavar, resistente al calor y al congelamiento. Pueden

usarse botellas de polietileno, vidrio o algún material especial, aunque por

http://es.wikipedia.org/wiki/Estuario

http://es.wikipedia.org/wiki/Biotopo

http://es.wikipedia.org/wiki/Anfibio

http://es.wikipedia.org/wiki/Zona_intertropical

http://es.wikipedia.org/wiki/Manglares



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13

seguridad se prefieren las botellas de plástico. Las botellas de vidrio se usan en

mayor medida para análisis microbiológicos, aceites y grasas o en el caso que se

desee evitar alguna reacción entre el plástico y el agua.

Volumen de muestra: Generalmente se toma de 1 a 2 litros para el análisis

fisicoquímico, de 0.25 a 1 litro para análisis bacteriológicos y 1 litro para análisis de

metales.

Método de preservación: Cuando es imposible realizar los análisis

inmediatamente, las muestras deben preservase en frío y/o con un preservante

químico. La conservación es imprescindible a fin de garantizar la certeza de los

resultados analíticos, siendo sumamente importante en los análisis microbiológicos

y de DBO5.

Tiempo máximo de almacenamiento: Los análisis inmediatos constituyen la

mejor forma de eliminar errores, sin embargo, si las muestras llegan a almacenarse

de manera adecuada deberá que ser por un tiempo limitado.

b) Recolección de la muestra: Comprende las actividades que se dan durante a la

recolección de la muestra, aquí se definen:

Mediciones in situ: Las mediciones de algunos parámetros se realizan in situ

mediante instrumentos o equipos portátiles, aunque gran parte de los parámetros

requieren de equipos precisos y sofisticados, por lo que solo pueden medirse en el

laboratorio. Estos parámetros deben analizarse en campo ya que es posible que

varíen durante el transporte hacia el laboratorio.

Parámetros que deben ser registrados in situ:

Parámetros Instrumentos de Medición

Conductividad Conductímetro

oxigeno Disuelto Oxímetro

pH Papel indicador, Potenciómetro o pHmetro

Temperatura Termómetro

Recolección de muestras: La muestra debe ser recolectada directamente en el

frasco, para lo cual debe ser enjuagado previamente por lo menos 3 veces a fin de

asegurarnos que el frasco esta completamente “saturado” con la muestra.

Tipos de muestras:

• Puntual o simple: muestra recolectada en un sitio específico durante un

periodo corto, de minutos a segundos. Las muestras puntuales discretas son

aquellas que corresponden a un sitio seleccionado, a una profundidad y tiempo

definidos. Una muestra puntual integrada en profundidad corresponde a la que es

recolectada a profundidades definidas de la columna de agua, en un sitio y tiempo

seleccionados.

Compuesta o balanceada: provee un muestreo representativo, pudiendo

combinar porciones de varias muestras simples, tomadas cada cuatro horas durante

una misma jornada de trabajo, ellas indican las características promedio del

ambiente.

Para aguas superficiales, las muestras deben ser tomadas a media profundidad. Si se

tratase de alcantarillas o canales profundos, el muestreo debe ubicarse en un punto



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situado a un tercio de la profundidad media. En canales anchos, el punto de

recolección variara de acuerdo al ancho del canal.

Antes de obtener muestras de agua es necesario que el personal que muestreara

cuente con todos los implementos de seguridad: lentes, guantes, mascarilla, casco,

mandil, botas, etc.

Rotulado de muestras: Es importante que cada muestra cuente con una

identificación o etiqueta numerada. Al número o código de la muestra debe

corresponder un registro.

Los frascos y bolsas deberán ser rotulados correctamente, consignándose la

información en el frasco y no en la tapa. Cada etiqueta debe tener la siguiente

información:

Ejemplo para Rotulado de frascos y bolsas de muestras

Nombre del cuerpo de agua

Fecha de muestreo: 10/01/2007 Hora: 07:45:00

Estación de muestreo: E36 –

Canal Nicasio Nº de muestra: 23254

Preservación: H2SO4 Código de análisis

Iniciales de muestreador RPP

Conservación y preservación de la muestra: La preservación más usada es la

refrigeración de la muestra a 4º C, además de los preservantes propios de cada

parámetro.

Transporte y almacenamiento: El transporte puede hacerse en cajas térmicas

aislantes, coolers, refrigeradoras eléctricas o en cajas de madera cubiertas

internamente con un material aislante, conteniendo hielo o material refrigerante. El

uso de material esponjo durante el embalaje de muestras ayudara a la prevención de

rupturas. Las muestras deberán ser remitidas al laboratorio lo mas pronto posible,

manteniéndose en el contenedor fresco y oscuro, en posición vertical, en la que

deberán ser transportadas.

c) Post – muestreo:

El laboratorio elegido: El laboratorio debe garantizar la precisión y exactitud de

los datos del muestreo, para ello debe utilizar los procedimientos estándar dados en:

- “Métodos Estándar para el Análisis de Agua y Aguas residuales” 18th edición

APHA 1998 (Asociación Americana de Salud Pública de EEUU)

- “Métodos para análisis químicos de Agua y Aguas residuales” EPA.1983

(Agenda de Protección Ambiental de EEUU)

- o sus equivalentes Normas Técnicas Peruanas (NTP/ INDECOPI)

El laboratorio debe estar acreditado por INDECOPI y/o contar con un sistema de

calidad otorgado por una organización de garantía como la EPA u otra agencia

similar, debiendo adjuntar las hojas de calibración y chequeo respectivo.



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A fin de garantizar la calidad del laboratorio, se deberá mandar muestras repetidas,

para ello se muestreara dos veces una misma estación. A esta muestra se le conoce

como “muestra doble” o muestra “repetida”.

D) Coliformes totales y termotolerantes: La denominación

genérica coliformes designa a un grupo de especies

bacterianas que tienen ciertas características bioquímicas en

común e importancia relevante como indicadores de

contaminación del agua, ya que están asociados a fuentes de

patógenos.

E) Oxígeno disuelto (OD): El OD es la cantidad de oxígeno que

está disuelta en el agua y que es esencial para los cuerpos de

agua saludable. El nivel de oxígeno disuelto puede ser un

indicador de cuán contaminada está el agua y cuán bien puede

dar soporte a la vida vegetal y animal. Generalmente, un nivel

más alto de oxígeno disuelto indica agua de mejor calidad. Si

los niveles de oxígeno disuelto son demasiado bajos, algunos peces y otros

organismos no pueden sobrevivir La determinación de OD se puede realizar por

medio de una titulación redox (método de Winkler) o electrodos apropiadamente

calibrados.

F) Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO): La DBO es una prueba usada para la

determinación de los requerimientos de oxígeno para la degradación bioquímica de

la materia orgánica. Su aplicación permite calcular los efectos de las descargas de

los efluentes domésticos e industriales sobre la calidad de las aguas de los cuerpos

receptores.

G) Fosfatos: Al igual que los nitratos son sustancias solubles en agua que las plantas

necesitan para su desarrollo, pero si se encuentran en cantidad excesiva inducen el

crecimiento desmesurado de algas y otros organismos provocando la eutrofización

de las aguas. Cuando estas algas y otros vegetales mueren, al ser descompuestos por

los microorganismos, se agota el oxígeno y se hace imposible la vida de otros seres

vivos. El resultado es un agua maloliente e inutilizable. Las masas de agua con altos

niveles de fosfatos generalmente tienen niveles altos de DBO5 debido a las bacterias

que consumen los desechos orgánicos de las plantas y posteriormente a los niveles

bajos de OD. Del mismo modo, los fosfatos se encuentran en los fertilizantes y los

detergentes y pueden llegar al agua con el escurrimiento agrícola, los desechos

industriales y las descargas de aguas negras.

H) Silicatos: La presencia de silicatos en el agua se debe a la disolución de sales

minerales, principalmente de los aluminosilicatos, pero también de la degradación

del silicio orgánico en particular. Concentraciones elevadas de este parámetro se

traduce en el crecimiento de diatomeas, ya que el silicio es importante para la

estructuración de su pared celular; por ello la importancia de mantener controlado

este nutriente.

I) Nitratos: Los nitratos constituyen el último eslabón en el ciclo de nitrógeno. Ellos

se producen durante la fase del nitrato, en el curso de que las bacterias del género

degradan los nitritos. En concentraciones muy altas, puede ser tóxico para los peces.

Así mismo, un exceso de niveles de nitrato nos indica contaminación agrícola.

J) Nitritos: Los nitritos, constituyen un paso intermedio en el ciclo del nitrógeno, por

lo que el contenido es variable. Son indicadores de contaminación fecal a medio-

http://es.wikipedia.org/wiki/Indicador

http://es.wikipedia.org/wiki/Contaminaci%C3%B3n

http://www.k12science.org/curriculum/dipproj2/es/fieldbook/dbo.shtml



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corto plazo, ya que desde que se produce la contaminación hasta que aparecen los

nitritos debe pasar un tiempo no excesivamente largo.

K) Amonio: El amonio es el primer paso en el ciclo del nitrógeno, por ello constituye

probablemente el mejor indicador químico indirecto de contaminación fecal en las

aguas, pues el cuerpo los expulsa en esta forma, lo que supone que indica una

contaminación reciente.

L) Hidrocarburos derivados del Petróleo: Hidrocarburos son compuestos orgánicos

que contienen carbono e hidrógeno. Son los compuestos orgánicos más simples y

pueden ser considerados como las sustancias principales de las que se derivan todos

los demás compuestos orgánicos (i).El petróleo es un líquido oleoso bituminoso de

origen natural compuesto por diferentes sustancias orgánicas. Se encuentra en

grandes cantidades bajo la superficie terrestre y se emplea como combustible y

materia prima para la industria química. El petróleo y sus derivados se emplean para

fabricar medicinas, fertilizantes, productos alimenticios, objetos de plástico,

materiales de construcción, pinturas o textiles y para generar electricidad (ii).

M) Aceites y Grasas: Grupo de compuestos orgánicos existentes en la naturaleza que

consisten en ésteres formados por tres moléculas de ácidos grasos y una molécula

del alcohol glicerina. Son sustancias aceitosas, grasientas o cerosas, que en estado

puro son normalmente incoloras, inodoras e insípidas. Las grasas y aceites son más

ligeros que el agua e insolubles en ella; son poco solubles en alcohol y se disuelven

fácilmente en éter y otros disolventes orgánicos. Las grasas son blandas y untuosas

a temperaturas ordinarias, mientras que los aceites fijos (para distinguirlos de los

aceites esenciales y el petróleo) son líquidos (iii).

N) Sulfuros: Los sulfuros se encuentran a menudo en aguas subterráneas, su presencia

se debe en parte a la descomposición de la materia orgánica presente en los residuos

industriales, pero procedentes casi siempre de la reducción bacteriana de sulfatos,

produciendo olores molestos.

O) Pesticidas: La contaminación del medioambiente por pesticidas se produce por

aplicaciones directas en los cultivos agrícolas, derrames accidentales, lavado

inadecuado de tanques o contenedores, filtraciones en los depósitos de

almacenamiento y residuos descargados o depositados en el suelo.

P) Sólidos Suspendidos Totales (SST): Los SST son el residuo no filtrable de una

muestra de agua. Se definen como la porción de sólidos retenidos por un filtro de

fibra de vidrio que posteriormente se seca a una temperatura estándar hasta peso

constante.

Q) Turbidez: Se entiende por turbidez a la falta de transparencia de un líquido, debido

a la presencia de partículas en suspensión. Cuantos más sólidos en suspensión haya

en el líquido, generalmente se hace referencia al agua, más sucia parecerá ésta y

más alta será la turbidez. La turbidez es considerada una buena medida de la calidad

del agua, cuanto más turbia, menor será su calidad.

R) pH: El pH determina el grado de acidez o alcalinidad

(basicidad). Valores de pH mayores a 7 indican basicidad del

agua y valores de menores indicarían acidez. Por lo general

el pH más recomendado para el pleno desarrollo de especies

de vida acuática es el que se encuentra entre 6,8 y 8,5 (Según

ECAS, para aguas de Categoría 4: Conservación del

http://www.monografias.com/trabajos14/costosbanc/costosbanc.shtml#MATER

http://www.monografias.com/trabajos16/industria-ingenieria/industria-ingenieria.shtml

http://www.monografias.com/Quimica/index.shtml

http://www.monografias.com/trabajos5/plasti/plasti.shtml

http://www.monografias.com/trabajos14/propiedadmateriales/propiedadmateriales.shtml

http://www.monografias.com/trabajos16/kaizen-construccion/kaizen-construccion.shtml#CARATER

http://www.monografias.com/trabajos10/nofu/nofu.shtml

http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761565712/%C3%89ster.html

http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761576432/%C3%81cidos_grasos.html

http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761552620/Glicerina.html

http://es.wikipedia.org/wiki/Agua

http://es.wikipedia.org/wiki/Calidad_del_agua





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ambiente acuático, ecosistemas marino costeros, y Categoría 2: actividades marino

costeras, extracción y cultivo de otras especies hidrobiologicas)

2.5.2. TABLAS:

Recolección, Preservación y Almacenamiento de muestras

PARAMETROS

FISICOQUIMICOS

VOLUMEN

MÍNIMO

(mL)

RECIPIENTE PRESERVACIÓN TIEMPO DE

ALMACENAMIENTO

Temperatura 25 P o V - inmediato

pH 100 P o V - análisis inmediato

Conductividad 500 P o V Refrigerar 28 días

Alcalinidad Total 100 P o V Refrigerar 14 días

Sólidos Disueltos 100 P o V Refrigerar 2 - 7 días

Sólidos Sedimentables 100 P o V Refrigerar 2 - 7 días

Sólidos Totales Suspendidos 100 P o V Refrigerar 2 - 7 días

DBO5 1000 P o V Refrigerar 48 horas

DQO 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Oxigeno Disuelto 300 V - análisis inmediato

Sodio 200 P o V HNO3 pH<2 6 meses

Potasio 200 P o V HNO3 pH<2 6 meses

Calcio 200 P o V HNO3 pH<2 6 meses

Sulfato 100 P o V Refrigerar 28 días

Cianuro 50 P o V - 28 días

Cloro residual 200 P o V - análisis inmediato

Fenol 500 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Grasas y Aceites 500 V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Detergentes 250 P o V Refrigerar 48 horas

Hidrocaburos 500 Vidrio ámbar Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

P: Polietileno

V: Vidrio



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NUTRIENTES

VOLUMEN

MINIMO

(mL)

RECIPIENTE PRESERVACION TIEMPO DE

ALMACENAMIENTO

Nitrógeno Total 500 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Nitrógeno Amoniacal 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Nitrógeno Orgánico 500 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Nitrato 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Nitrito 100 P o V Refrigerar 28 días

Fósforo Total 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Fósforo Hidrolizable 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 28 días

Fosfato 100 P o V Refrigerar

H2SO4 pH<2 48 horas

PARAMETROS

MICROBIOLOGICOS

VOLUMEN

MINIMO (mL) RECIPIENTE PRESERVACION

TIEMPO DE

ALMACENAMIENTO

Coliformes Totales 100 - 500 P o V Refrigerar

Tiosulfato de sodio* máx. 24 horas

Coliformes Fecales 100 - 500 P o V Refrigerar


Recuento Total (Bacterias

Heteroficas) 100 - 500 P o V

Refrigerar


Solo si el agua tiene cloro residual

EXAMEN

ORGANOLEPTICO

VOLUMEN

MINIMO

(mL)

RECIPIENTE PRESERVACION TIEMPO DE

ALMACENAMIENTO

Color 500 P o V refrigerar 48 horas

Olor 100 P o V refrigerar 48 horas

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS:

Manual de Análisis Químico y Productividad Primaria en el Agua de mar. Instituto del Mar del Perú.

1973.

Protocolo de Monitoreo de Efluentes y Cuerpo Marino Receptor. Ministerio de la Pesquería, 2001.

WEB SITE:

http://www.fagro.edu.uy/agrociencia/VOL5/1/P10-22.pdf

ftp://tesis.bbtk.ull.es/ccppytec/cp263.pdf

http://www.bvsde.ops-oms.org/eswww/laborato/requisit.html

(i)http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761579268/Hidrocarburos.html

(ii)http://www.monografias.com/trabajos10/petro/petro.shtml

(iii) http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761552502/Grasas_y_aceites.html

PAMR/Responsable del Área de Estudios Ambientales.

KLAR/Analista de laboratorio.

http://www.fagro.edu.uy/agrociencia/VOL5/1/P10-22.pdf

ftp://tesis.bbtk.ull.es/ccppytec/cp263.pdf

1. recolección y conservación de muestras en campo después de

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